Förbättrad 3D Hydrogel kulturer av primära gliaceller för In Vitro modellering av Neuroinflammation
Summary
Häri, presenterar vi ett protokoll för 3D kulturen i rat brain-derived gliaceller, inklusive astrocyter, mikroglia och oligodendrocyter. Vi visar primär cellkultur, methacrylated (HAMA) hydrogel hyaluronsyresyntesen, HAMAphoto-polymerisation och cell inkapsling och prov bearbetning för confocal och scanning electron mikroskopbilder.
Abstract
I det centrala nervsystemet, många akuta skador och neurodegenerativa sjukdomar, samt som inopererade enheter eller biomaterial konstruerad för att förbättra funktion leder till samma resultat: överskott inflammation leder till gliosis, cytotoxicitet, eller bildandet av ett gliaceller ärr som kollektivt förvärra skadan eller förhindra hälsosam återhämtning. Med avsikt att skapa ett system att modellera gliaceller ärr bildning och studie inflammatoriska processer, vi har genererat en 3D cell byggnadsställning kan bostäder primära odlade gliaceller: mikroglia som reglerar främmande kropp svaret och initiera den inflammatorisk händelse, astrocyter som svarar på bildar ett fibröst ärr och oligodendrocyter som är vanligtvis sårbara för inflammatorisk skada. Den nuvarande arbetet ger en detaljerad steg för steg metod för tillverkning, kultur och mikroskopisk karakterisering av en hyaluronsyra-baserat 3D hydrogel Rullställning med inkapslade rat brain-derived gliaceller. Ytterligare, protokoll för karakterisering av cell inkapsling och hydrogel ställningen av confocal immunofluorescens och svepelektronmikroskopi styrkas samt kapacitet att ändra ställningen med bioaktiva substrat, med införlivandet av en kommersiell basala lamina blandning till förbättrad cell integration.
Introduction
Inflammation i centrala nervsystemet (CNS) har länge ansetts vara ett signum för akut (t.ex., ischemisk stroke, traumatisk hjärnskada och ryggmärgsskada) och kronisk (t.ex. Alzheimers, Parkinsons och Huntingtons sjukdomar) CNS skada, men känns alltmer som en kausal bidragsgivare till neurodegenerativa och neuropsykiatriska funktionsnedsättningar. Ihållande eller olämpligt inflammation kan orsaka neurala skada och demyelinisering (t ex multipel skleros), och negativt påverka hjärnans utveckling (t.ex., schizofreni, autism) och mood states (t.ex., depression, ångest bipolär sjukdom). Ytterligare, nya terapeutiska strategier använder implanterbara produkter (t.ex., hjärna-dator-gränssnitt1,2,3, djupa hjärnan stimulering4,5, intraspinala microstimulation6,7,8,9,10) generera en förutsägbar inflammatorisk reaktion i gränssnittet mellan enheten och CNS resulterar i en skyddande vävnad svar som kan orsaka förlust av effekt eller enhet misslyckande under hela livstiden för implantatet11. Inflammation i CNS initieras vanligen av mikroglia, som fungera som bosatt immuncellerna i CNS ansvarar för övervakning av vävnad och montering främmande kropp svaret (granskade12). Beroende på svårighetsgraden av en förolämpning, cell mikroglia signalen och rekrytera ytterligare typer till en skada. Specifikt, aktivera mikroglia astrocyterna, som i sin tur fungerar som sekundära inflammatoriska celler och bildar en tät skyddande barriär ska innehålla en skada plats13,14. Mikroglia kan också initiera en aktiviteten kaskad i cellerna i perifera immunförsvaret, vilket kan leda till nedbrytning av BBB att tillåta immun infiltration (ses i referens15).
När det gäller produkter som implanteras i CNS, kan vävnadsskada som följd av enheten införande samt den fortsatta närvaron av utländska enheten initiera en process som kallas gliaceller ärrbildning. I denna process, mikroglia migrera till och föröka sig på platsen för skadan. De initierar också frisättningen av inflammatoriska faktorer att neutralisera potentiella hot och rekrytera ytterligare gliaceller. Därefter aktiverade astrocyter blivit hypertrofisk och börjar kapsla in den implanterade enheten för att bilda en kontinuerlig fibrösa barriär16. Inflammatoriska signalering tjänar också till att främja tillbakadragande av neuronala processer från närheten av implantatet och så småningom rekryterar fibroblaster för att förstärka den framkallande gliaceller ärr17. Oligodendrocyter, ansvarig för mantlar nervceller i myelin att förbättra konduktans, överlever inte denna process och avlägsna celler är partitionerade från implantatet av ärr18. Gliaceller ärrbildning kraftigt minskar funktion och livslängd av inopererade enheter, särskilt för inspelning elektroder, och i slutändan tjänar till att begränsa funktionaliteten av neurala gränssnitt19.
Flera metoder har utnyttjats för att öka av biokompatibilitet och gränssnitt aktiviteten av implantat i CNS20,21,22,23. En omfattande översyn är tillgänglig på biokompatibla utformningen av dessa neurala gränssnitt24. De mest framträdande strategierna inkluderar kring elektroden med kompatibel beläggningar såsom polyelthyleneglycol (PEG), polylactic-co-glykolsyra syror (PLGA)25, eller förbättra elektroden med ledande polymerer såsom poly (etylen dioxythiophene) (PEDOT), och Polypyrrol (PPy)26,27,28,29,30,31. Bioaktiva beläggningar har också använts för att ge ledtrådar för neural vävnadstillväxt med hjälp av ligander som härrör från extracellulära matriser inklusive kollagen, fibronectins och hyaluronsyror32,33,34 ,35,36,37. Bioaktiviteten av dessa beläggningar har utforskats vidare med tillväxtfaktor release system att efterlikna naturliga cell sekret30,38,39,40,41 , 42 , 43 , 44 , 45 , 46 , 47 , 48 , 49 , 50. samtidigt, vissa forskargrupper har valt för att renovera den elektrod geometri, flexibilitet och sammansättning för att minska den mekaniska obalansen mellan enheten och vävnad51,52,53 ,54,55,56,57. Sammantaget har dessa strategier lett till många lovande förbättringar i nästa generations neurala gränsskiktspänning enheter, men de långsiktiga kompatibiliteten är ett pågående problem och framsteg kan hämmas av komplexa och tidskrävande i vivo modeller .
Djur modell-baserade metoder kan begränsa den experimentella genomströmningen och öka kostnaderna för testning elektrod biokompatibilitet. Närmar sig med konventionell cellkultur tekniker erbjuda ett mer kostnadseffektivt alternativ men misslyckas med att sammanfatta mycket av komplexiteten i interaktionen mellan enheten och vävnad58 in vitro . I synnerhet testning av ytbeläggningar som använder 2D cell kultur gränser modellering av elektroden geometri och mekaniska obalans och mikrorörelse tros bidra till att generera en värdrespons bidrar till enheten misslyckande59 inflytande , 60.
För att övervinna problemen med 2D cellkultur, har hydrogel kulturer av neurala celler utvecklats för en mängd olika applikationer, farmakologiska studier61, för direkt neurala cell differentiering62, att förstå sjukdomen vägar63,64, eller skiktad i samtidig kultur med andra celltyper modell cellmigration, neuroprotektion, eller modell vävnad mikromiljö61. Hydrogeler bildas lätt i olika storlekar och geometrier kan införliva många typer av primär eller förevigade cellkulturer, och är mycket mottagliga för analys av vanliga tekniker såsom confocal fluorescensmikroskopi. För att skapa en modell av gliaceller ärrbildning processen, har vi nyligen utvecklat och kännetecknas ett hyaluronsyra baserat 3D hydrogel system för hög genomströmning tester av gliaceller svar till implanterade elektroder (figur 1)65. Detta system har flera tydliga fördelar: 1) primära gliaceller (mikroglia, astrocyter och oligodendrocyter) är inkapslade i en 3D matrix består av polymerer av hyaluronsyra, som är en endogen extracellulärmatrix komponent; (2) matrix styvheten kan ställas ‘in’ för att återskapa de mekaniska egenskaperna av hjärnan eller ryggmärgsvävnad; och 3) celler kan vara inkapslade i matrisen i en snabb bänk strategi med fotopolymerisation med grönt ljus, begränsar toxicitet under inkapsling. Detta system möjliggör nyckel dragen av i vivo biokompatibilitet: enheter infogas i hydrogel på ett jämförbart sätt att vävnad och cellulära svaret på implantat ska övervakas för en rad olika parametrar65. Dessa inkluderar mekaniska mismatch mellan enheter och hydrogel beläggningar av olika strukturer och elektrisk stimulering pulser. Detta system innehåller också oligodendrocyte och relaterade prekursorer, som ofta närvarande och rekryterade i gliaceller ärr. Deras skador, dödsfall och fagocytos av mikroglia är ett starkt tecken på inflammatorisk skada och som en modell minskar ärrbildning eller återhämtning, de har kapacitet att demonstrera re-myelinisering av nervceller66.
Häri beskriver vi en metod för syntes och bildandet av hybrid hyaluronsyra hydrogels kombinerat med kommersiellt tillgängliga basalmembranet formuleringar att förbättra cell inkorporering. Vidare kommer vi att Visa införlivandet av primära odlade gliaceller (mikroglia, astrocyter och oligodendrocyter) och analys av kultur tillväxt med hjälp av immuncytokemi och konfokalmikroskopi.
Protocol
Representative Results
Discussion
Mot målet att generera en 3D kultur system till modell gliaceller bioreactivity och gliaceller ärrbildning processen, har vi utvecklat ett system som kan stödja primära odlade mikroglia, astrocyter och oligodendrocyter och möjliggör robust karakterisering av cell morfologi och cell-cell interaktioner. Från de micrographs som visas, var morfologi av varje celltyp påtagligt annorlunda med 2D, 3D-HAMA och 3D HAMA-basala lamina blandning plattformar. I 2D-systemet morfologi var tydligt partisk längs med ytan plan, m…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Författarna är tacksamma för finansiellt stöd från NSERC, CFI, AIHS, Alberta Health Services och Davey begåvningen för hjärnforskning.
Materials
| 1. Materials for HAMA synthesis and photopolymerization | |||
| Hyaluronic acid (HA) | Sigma-Aldrich | 53747-10G | Streptococcus equi, MW: 1.5 – 1.8 X 10^6 |
| Methacrylic anhydride (MA) | Sigma-Aldrich | 275585-100ML | |
| Sodium hydroxide (NaOH) | Sigma-Aldrich | 221465-25G | |
| Ethanol (EtOH) | Commerical Alcohols Inc. | Anhydrous | |
| Phosphate buffered saline (pH 7.4) tablets | Fisher Scientific | 18912014 | |
| Triethanolamine (TEA) | Sigma-Aldrich | 90279-100ML | |
| 1-Vinyl-2pyrrolidinone (NVP) | Sigma-Aldrich | V3409-5G | |
| EosinY (EY) | Sigma-Aldrich | E6003-25G | |
| Polydimethylsiloxane (PDMS) Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit | Dow Corning | ||
| 3-(Trimethoxysilyl)propyl methacrylate | Sigma-Aldrich | 440159-100ML | |
| Beaker (100 mL) | Corning | 1000-100 | |
| Beaker (500 mL) | Corning | 1000-600 | |
| pH paper (Labstick) | Sigma-Aldrich | 9580 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2. Materials for glial cell isolation and cell culture | |||
| P1-2 Sprague Dawley rat pups | Charles River | CD Sprague Dawley rat strain code 001 | |
| Dissector scissors – slim blades (small) | Fine Science Tools | 14081-09 | |
| Surgical scissors – Toughcut (large) | Fine Science Tools | 14130-17 | |
| Fine forceps (Dumont #5) | Fine Science Tools | 11521-10 | |
| Curved fine forceps (Dumont #7) | Fine Science Tools | 11271-30 | |
| Hank's balanced salt solution (HBSS) | Gibco | 14170-112 | |
| Dulbecco's modified Eagle's medium and Ham's nutrient mixture F-12 (DMEM/F12) | Gibco | 11320-033 | |
| Penicillin-streptomycin (PS) | Gibco | 15140-122 | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Gibco | 12483-020 | |
| 0.25% Trypsin-ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) | Gibco | 25200-072 | |
| Poly-L-lysine (PLL) | Sigma-Aldrich | P-6282 | |
| 50 mL conical centrifuge tube | Fisher Scientific | 05-539-13 | |
| 15 mL conical centrifuge tube | Fisher Scientific | 05-539-5 | |
| 12 well Tissue culture treated plates (Cellstar) | Greiner Bio-One | 665 108 | |
| 10 mL serological pipette | Fisher Scientific | 13-676-10F | |
| 25 mL serological pipette | Fisher Scientific | 12-676-10K | |
| Petri dish (60 mm X 15 mm) | Fisher Scientific | FB0875713A | |
| Petri dish (100 mm X 15 mm) | Fisher Scientific | FB0875712 | |
| Microscope Coverslip (18 mm) | Fisher Scientific | 12-545-100 18CIR | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3. Materials for microscopy (confocal and scanning electron microscopy) | |||
| Mouse monoclonal anti-CNPase | abcam | ab6319 | |
| Rabbit anti-Iba1 | Wako Laboratory Chemicals | 019-17741 | |
| Chicken anti-GFAP | abcam | ab4674 | |
| Hoechst 33342 | Fisher Scientific | 62249 | |
| Fluoromount-G | Fisher Scientific | 00-4958-02 | |
| Formalin | Sigma Aldrich | HT501128-4L | Buffered (10%) |
| Triton X-100 | Fisher Scientific | BP151-500 | |
| Horse Serum | Gibco | 16050-122 | |
| Paraformaldehyde | Electon Microscopy Sciences | 157-8 | Buffered (8%) |
| Guteraldehyde | Electon Microscopy Sciences | 16019 | Buffered (8%) |
| Osmium tetraoxide | Electon Microscopy Sciences | 19152 | Buffered (2%) |
| Hexamethyldilazane (HMDS) | Electon Microscopy Sciences | 16700 | |
| Ethanol (EtOH) | Electon Microscopy Sciences | 15055 | Anhydrous |
| Microscope Slide (25 X 75 X 1 mm) | VWR International | 48311-703 |
References
- Shih, J. J., Krusienski, D. J., Wolpaw, J. R. Brain-Computer Interfaces in Medicine. Mayo Clin. Proc. 87, 268-279 (2012).
- Kennedy, P. R., Bakay, R. A. Restoration of neural output from a paralyzed patient by a direct brain connection. Neuroreport. 9, 1707-1711 (1998).
- Kennedy, P. R., Bakay, R. A., Moore, M. M., Adams, K., Goldwaithe, J. Direct control of a computer from the human central nervous system. IEEE Trans. Rehabil. Eng. Publ. IEEE Eng. Med. Biol. Soc. 8, 198-202 (2000).
- Mayberg, H. S., et al. Deep Brain Stimulation for Treatment-Resistant Depression. Neuron. 45, 651-660 (2005).
- Dougherty, D. D., et al. A Randomized Sham-Controlled Trial of Deep Brain Stimulation of the Ventral Capsule/Ventral Striatum for Chronic Treatment-Resistant Depression. Biol. Psychiatry. 78, 240-248 (2015).
- Bamford, J. A., Marc Lebel, R., Parseyan, K., Mushahwar, V. K. The Fabrication, Implantation, and Stability of Intraspinal Microwire Arrays in the Spinal Cord of Cat and Rat. IEEE Trans. Neural Syst. Rehabil. Eng. Publ. IEEE Eng. Med. Biol. Soc. 25, 287-296 (2017).
- Holinski, B. J., et al. Intraspinal microstimulation produces over-ground walking in anesthetized cats. J. Neural Eng. 13, 056016 (2016).
- Toossi, A., Everaert, D. G., Azar, A., Dennison, C. R., Mushahwar, V. K. Mechanically Stable Intraspinal Microstimulation Implants for Human Translation. Ann. Biomed. Eng. 45, 681-694 (2017).
- Saigal, R., Renzi, C., Mushahwar, V. K. Intraspinal microstimulation generates functional movements after spinal-cord injury. IEEE Trans. Neural Syst. Rehabil. Eng. Publ. IEEE Eng. Med. Biol. Soc. 12, 430-440 (2004).
- Lau, B., Guevremont, L., Mushahwar, V. K. Strategies for generating prolonged functional standing using intramuscular stimulation or intraspinal microstimulation. IEEE Trans. Neural Syst. Rehabil. Eng. Publ. IEEE Eng. Med. Biol. Soc. 15, 273-285 (2007).
- Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. J. Neurosci. Methods. 148, 1-18 (2005).
- Sierra, A., et al. Surveillance, phagocytosis, and inflammation: how never-resting microglia influence adult hippocampal neurogenesis. Neural Plast. 2014, 610343 (2014).
- Holm, T. H., Draeby, D., Owens, T. Microglia are required for astroglial Toll-like receptor 4 response and for optimal TLR2 and TLR3 response. Glia. 60, 630-638 (2012).
- Gao, Z., et al. Reciprocal modulation between microglia and astrocyte in reactive gliosis following the CNS injury. Mol. Neurobiol. 48, 690-701 (2013).
- Jin, X., Yamashita, T. Microglia in central nervous system repair after injury. J. Biochem. (Tokyo). 159, 491-496 (2016).
- Griffith, R. W., Humphrey, D. R. Long-term gliosis around chronically implanted platinum electrodes in the Rhesus macaque motor cortex. Neurosci. Lett. 406, 81-86 (2006).
- Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).
- Fawcett, J. W., Asher, R. A. The glial scar and central nervous system repair. Brain Res. Bull. 49, 377-391 (1999).
- Szarowski, D. H., et al. Brain responses to micro-machined silicon devices. Brain Res. 983, 23-35 (2003).
- Park, D. -. W., et al. Graphene-based carbon-layered electrode array technology for neural imaging and optogenetic applications. Nat. Commun. 5, 5258 (2014).
- McAllister, J. P., et al. Biocompatibility of Penetrating Recording Electrode Arrays Implanted Chronically in the Feline Visual Cortex. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 46, 1528 (2005).
- Schmid, C. D., et al. Differential gene expression in LPS/IFNgamma activated microglia and macrophages: in vitro versus in vivo. J. Neurochem. 109, 117-125 (2009).
- Chung, H., et al. In vivo Biocompatibility and Stability of Polyimide Microelectrode Array for Retinal Stimulation. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 44, 5072 (2003).
- Aregueta-Robles, U. A., Woolley, A. J., Poole-Warren, L. A., Lovell, N. H., Green, R. A. Organic electrode coatings for next-generation neural interfaces. Front. Neuroengineering. 7, (2014).
- Drury, J. L., Mooney, D. J. Hydrogels for tissue engineering: scaffold design variables and applications. Biomaterials. 24, 4337-4351 (2003).
- Yang, J., et al. Ordered surfactant-templated poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) conducting polymer on microfabricated neural probes. Acta Biomater. 1, 125-136 (2005).
- Ludwig, K. A., et al. Poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) polymer coatings facilitate smaller neural recording electrodes. J. Neural Eng. 8, 014001 (2011).
- Kim, D. -. H., Abidian, M., Martin, D. C. Conducting polymers grown in hydrogel scaffolds coated on neural prosthetic devices. J. Biomed. Mater. Res. A. 71, 577-585 (2004).
- George, P. M., et al. Fabrication and biocompatibility of polypyrrole implants suitable for neural prosthetics. Biomaterials. 26, 3511-3519 (2005).
- Stauffer, W. R., Cui, X. T. Polypyrrole doped with 2 peptide sequences from laminin. Biomaterials. 27, 2405-2413 (2006).
- Green, R. A., Lovell, N. H., Wallace, G. G., Poole-Warren, L. A. Conducting polymers for neural interfaces: challenges in developing an effective long-term implant. Biomaterials. 29, 3393-3399 (2008).
- Gumbiner, B. M. Cell adhesion: the molecular basis of tissue architecture and morphogenesis. Cell. 84, 345-357 (1996).
- Chan, G., Mooney, D. J. New materials for tissue engineering: towards greater control over the biological response. Trends Biotechnol. 26, 382-392 (2008).
- Green, R. A., Lovell, N. H., Poole-Warren, L. A. Impact of co-incorporating laminin peptide dopants and neurotrophic growth factors on conducting polymer properties. Acta Biomater. 6, 63-71 (2010).
- Green, R. A., Lovell, N. H., Poole-Warren, L. A. Cell attachment functionality of bioactive conducting polymers for neural interfaces. Biomaterials. 30, 3637-3644 (2009).
- Koss, K. M., Unsworth, L. D. Neural tissue engineering: Bioresponsive nanoscaffolds using engineered self-assembling peptides. Acta Biomater. 44, 2-15 (2016).
- Koss, K. M., et al. Brain biocompatibility and microglia response towards engineered self-assembling (RADA)4 nanoscaffolds. Acta Biomater. 35, 127-137 (2016).
- Evans, A. J., et al. Promoting neurite outgrowth from spiral ganglion neuron explants using polypyrrole/BDNF-coated electrodes. J. Biomed. Mater. Res. A. 91, 241-250 (2009).
- Yu, X., Bellamkonda, R. V. Tissue-engineered scaffolds are effective alternatives to autografts for bridging peripheral nerve gaps. Tissue Eng. 9, 421-430 (2003).
- Houweling, D. A., Lankhorst, A. J., Gispen, W. H., Bär, P. R., Joosten, E. A. Collagen containing neurotrophin-3 (NT-3) attracts regrowing injured corticospinal axons in the adult rat spinal cord and promotes partial functional recovery. Exp. Neurol. 153, 49-59 (1998).
- Wells, M. R., et al. Gel matrix vehicles for growth factor application in nerve gap injuries repaired with tubes: a comparison of biomatrix, collagen, and methylcellulose. Exp. Neurol. 146, 395-402 (1997).
- Barras, F. M., Pasche, P., Bouche, N., Aebischer, P., Zurn, A. D. Glial cell line-derived neurotrophic factor released by synthetic guidance channels promotes facial nerve regeneration in the rat. J. Neurosci. Res. 70, 746-755 (2002).
- Fine, E. G., Decosterd, I., Papaloïzos, M., Zurn, A. D., Aebischer, P. GDNF and NGF released by synthetic guidance channels support sciatic nerve regeneration across a long gap. Eur. J. Neurosci. 15, 589-601 (2002).
- Burdick, J. A., Ward, M., Liang, E., Young, M. J., Langer, R. Stimulation of neurite outgrowth by neurotrophins delivered from degradable hydrogels. Biomaterials. 27, 452-459 (2006).
- Piantino, J., Burdick, J. A., Goldberg, D., Langer, R., Benowitz, L. I. An injectable, biodegradable hydrogel for trophic factor delivery enhances axonal rewiring and improves performance after spinal cord injury. Exp. Neurol. 201, 359-367 (2006).
- Jain, A., Kim, Y. -. T., McKeon, R. J., Bellamkonda, R. V. In situ gelling hydrogels for conformal repair of spinal cord defects, and local delivery of BDNF after spinal cord injury. Biomaterials. 27, 497-504 (2006).
- Taylor, S. J., Sakiyama-Elbert, S. E. Effect of controlled delivery of neurotrophin-3 from fibrin on spinal cord injury in a long term model. J. Control. Release Off. J. Control. Release Soc. 116, 204-210 (2006).
- Jhaveri, S. J., et al. Release of nerve growth factor from HEMA hydrogel-coated substrates and its effect on the differentiation of neural cells. Biomacromolecules. 10, 174-183 (2009).
- Lee, A. C., et al. Controlled release of nerve growth factor enhances sciatic nerve regeneration. Exp. Neurol. 184, 295-303 (2003).
- Matsumoto, K., et al. Neurite outgrowths of neurons with neurotrophin-coated carbon nanotubes. J. Biosci. Bioeng. 103, 216-220 (2007).
- Khaled, I., et al. A Flexible Base Electrode Array for Intraspinal Microstimulation. IEEE Trans. Biomed. Eng. 60, 2904 (2013).
- David-Pur, M., Bareket-Keren, L., Beit-Yaakov, G., Raz-Prag, D., Hanein, Y. All-carbon-nanotube flexible multi-electrode array for neuronal recording and stimulation. Biomed. Microdevices. 16, 43-53 (2014).
- Hsu, H. -. L., et al. Flexible UV-ozone-modified carbon nanotube electrodes for neuronal recording. Adv. Mater. Deerfield Beach Fla. 22, 2177-2181 (2010).
- Lacour, S. P., et al. Flexible and stretchable micro-electrodes for in vitro and in vivo neural interfaces. Med. Biol. Eng. Comput. 48, 945-954 (2010).
- Lin, C. -. M., Lee, Y. -. T., Yeh, S. -. R., Fang, W. Flexible carbon nanotubes electrode for neural recording. Biosens. Bioelectron. 24, 2791-2797 (2009).
- Richter, A., et al. A simple implantation method for flexible, multisite microelectrodes into rat brains. Front. Neuroengineering. 6, 6 (2013).
- Rousche, P. J., et al. Flexible polyimide-based intracortical electrode arrays with bioactive capability. IEEE Trans. Biomed. Eng. 48, 361-371 (2001).
- Polikov, V. S., Block, M. L., Fellous, J. -. M., Hong, J. -. S., Reichert, W. M. In vitro model of glial scarring around neuroelectrodes chronically implanted in the CNS. Biomaterials. 27, 5368-5376 (2006).
- Sohal, H. S., Clowry, G. J., Jackson, A., O’Neill, A., Baker, S. N. Mechanical Flexibility Reduces the Foreign Body Response to Long-Term Implanted Microelectrodes in Rabbit Cortex. PloS One. 11, e0165606 (2016).
- Moshayedi, P., et al. The relationship between glial cell mechanosensitivity and foreign body reactions in the central nervous system. Biomaterials. 35, 3919-3925 (2014).
- Hopkins, A. M., DeSimone, E., Chwalek, K., Kaplan, D. L. 3D in vitro modeling of the central nervous system. Prog. Neurobiol. 125, 1-25 (2015).
- Pöttler, M., Zierler, S., Kerschbaum, H. H. An artificial three-dimensional matrix promotes ramification in the microglial cell-line, BV-2. Neurosci. Lett. 410, 137-140 (2006).
- Weigelt, B., Ghajar, C. M., Bissell, M. J. The need for complex 3D culture models to unravel novel pathways and identify accurate biomarkers in breast cancer. Adv. Drug Deliv. Rev. , 42-51 (2014).
- Edmondson, R., Broglie, J. J., Adcock, A. F., Yang, L. Three-Dimensional Cell Culture Systems and Their Applications in Drug Discovery and Cell-Based Biosensors. Assay Drug Dev Technol. 12, 207-218 (2014).
- Jeffery, A. F., Churchward, M. A., Mushahwar, V. K., Todd, K. G., Elias, A. L. Hyaluronic acid-based 3D culture model for in vitro testing of electrode biocompatibility. Biomacromolecules. 15, 2157-2165 (2014).
- Fitch, M. T., Silver, J. CNS Injury, Glial Scars, and Inflammation. Exp. Neurol. 209, 294-301 (2008).
- Churchward, M. A., Todd, K. G. Statin treatment affects cytokine release and phagocytic activity in primary cultured microglia through two separable mechanisms. Mol. Brain. 7, 85 (2014).
- Lai, A. Y., Todd, K. G. Differential regulation of trophic and proinflammatory microglial effectors is dependent on severity of neuronal injury. Glia. 56, 259-270 (2008).
- Hachet, E., Van Den Berghe, H., Bayma, E., Block, M. R., Auzély-Velty, R. Design of biomimetic cell-interactive substrates using hyaluronic acid hydrogels with tunable mechanical properties. Biomacromolecules. 13, 1818-1827 (2012).
- Eslami, M., Javadi, G., Agdami, N., Shokrgozar, M. A. Expression of COLLAGEN 1 and ELASTIN Genes in Mitral Valvular Interstitial Cells within Microfiber Reinforced Hydrogel. Cell J (Yakhteh). , (2015).
- Shaltouki, A., Peng, J., Liu, Q., Rao, M. S., Zeng, X. Efficient Generation of Astrocytes from Human Pluripotent Stem Cells in Defined Conditions. STEM CELLS. 31, 941-952 (2013).
