JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Medicine

In Vivo Genoverførsel til kanin fælles halspulsåren endotelet

Published: May 06, 2018
doi:
10.3791/56982
, ,
1Department of Medicine,University of Washington

Summary

Denne metode er at indføre en transgen i endotelet af kanin carotis arterierne. Indførelsen af transgenet tillader vurdering af transgenet produktet enten i normal arterier eller sygdomsmodeller biologiske rolle. Metoden er også nyttige til måling af aktiviteten af regulerende DNA-sekvenser.

Abstract

Målet med denne metode er at indføre en transgen i endotelet isolerede segmenter af begge kanin fælles carotis arterierne. Metoden opnår fokale endotel-selektiv transgenese, hvorved en efterforsker til at bestemme de biologiske roller i endothelial udtrykt transgener og kvantificere in vivo transcriptional aktiviteten af DNA-sekvenser i store arterie endotelceller. Metoden bruger kirurgisk isolation af kanin fælles halspulsårer og en arteriotomy til at levere en transgen-udtrykker viral vektor i arteriel lumen. En kort inkubationstid af vektor i lumen, med efterfølgende aspiration indholdsfortegnelsen lumen er tilstrækkelig til at opnå effektive og holdbare udtryk af transgenet i endothelium, med ingen påviselige transduktion eller udtryk uden for de isolerede arteriel segment. Metoden tillader vurdering af transgene produkter biologiske aktiviteter både i normal arterier og modeller af menneskelige karsygdom, samtidig undgå systemiske virkninger, som kunne være forårsaget enten ved at målrette gen levering til andre sites (fx. leveren) eller af den alternative metode levere genetiske konstruktioner til endotelet af Kim linje transgenese. Anvendelsen af metoden er begrænset af behovet for en dygtig kirurg og anæstesi, en veludstyret operationsstuen, udgifter til indkøb og boliger kaniner, og behovet for ekspertise inden for overførsel af gener vektor konstruktion og brug. Resultater, der opnås med denne metode omfatter: transgen-relaterede ændringer i det arterielle struktur, celleforandringer, ekstracellulære matrix eller vasomotoriske funktion; tillæg og fradrag i arteriel betændelse; ændringer i vaskulære celle apoptose; og progression, retardering eller regression af sygdomme som intima hyperplasi eller åreforkalkning. Metoden giver også mulighed for måling af indfødte og syntetiske DNA regulerende sekvenser evne til at ændre transgen udtryk i endothelial celler, giver resultater, der omfatter: niveauer af transgenet mRNA, niveauer af transgenet protein og niveauer af transgenet enzymatisk aktivitet.

Introduction

Målet med denne metode er at indføre en transgen i endotelet af kanin fælles halspulsårer. Indførelsen af transgenet tillader vurdering af produktets transgen biologiske rolle både i normal arterier og kanin modeller af arteriel sygdom hos mennesker. Overekspression af transgenet i sygdomsmodeller kan afsløre, om transgenet (og dens protein produkt) viser lovende som terapeutiske agenter1,2,3,4. Optagelse af cis-handler regulerende elementer i transgene udtryk kassette muliggør vurdering af aktiviteten af disse elementer i arteriel endotel i vivo5,6. Viden om aktiviteten af specifikke cis virkende regulerende elementer kan bruges til at designe mere-aktive udtryk kassetter og at sonde mekanismer af RIBOREGULATION i store arterie endotelet in vivo7.

Kaniner er en værdifuld model for forskellige aspekter af menneskets vaskulære fysiologi og sygdom. Kaniner deler mange vaskulære funktioner med mennesker. For eksempel, er baseline hematological værdier, hæmostatisk regulering og vaskulære langsgående spændinger ens mellem kaniner og mennesker8. Kanin modeller af Vaskulære sygdomme replikere Nøglefunktioner af mange menneskelige sygdomme herunder: aneurismer (lignende geometriske og flydeegenskaber)9, vasospasme (lignende reaktion på endovaskulære behandling)10,11, og åreforkalkning (intima plaques med lignende funktioner, herunder en kerne rige i lipid, makrofager og glat muskel celler i et fibrøst cap)12,13. I overensstemmelse hermed, kanin modeller er blevet udviklet for mange kar-sygdomme såsom trombose, vasospasme, aneurisme, diabetes, vaskulære graft stenose og åreforkalkning8,13,14, 15,16.

For forskere at vælge blandt dyremodeller vaskulære fysiologi og sygdom, har kaninen flere fordele. De større fartøjer af kaniner i forhold til gnavere, giver mulighed for lettere kirurgisk manipulation, brug af Intravaskulært udstyr og en større mængde af væv til kvantitative målinger. Kaniner er meget tættere Fylogenetisk på primater end er gnavere17, og den større genetiske mangfoldighed af outbred kaniner bedre tilnærmer den genetiske variation af mennesker. Genetiske mangfoldighed er særlig vigtig for de prækliniske undersøgelser, som-af deres natur-mål om at udvikle behandlingsformer, der kan anvendes på den genetisk forskellige menneskelige befolkning. Som med mange, hvis ikke alle andre model arter, kanin gener er let klonet eller syntetiseret fordi kanin genom er blevet sekventeret med høj dækning (7.48 x) [http://rohsdb.cmb.usc.edu/GBshape/cgi-bin/hgGateway?db=oryCun2]. Sammenlignet med andre store dyremodeller (som hunde, svin eller får), kaniner er relativt billige at købe og hus og de er nemmere at opdrætte og håndtere. Bestemt vaskulære sygdomsmodeller i kaniner hver har deres egne fordele og mangler som modeller for sygdom hos mennesker, der er uden for rammerne af dette manuskript8,12,18. En investigator skal gennemgå disse fordele og mangler at afgøre, om kaninen er den bedste model for at besvare en specifik eksperimentel spørgsmål.

Indførelsen af deoxyribonukleinsyre (DNA) regulerende sekvenser i endothelial celler i vivo giver mulighed for undersøgelse af disse sekvenser i et komplekst fysiologisk miljø aktivitet. In vitro undersøgelser i endothelial celler, transfekteret kan være nyttigt for den indledende vurdering af DNA regulerende sekvenser; dog er udtrykket niveauer i vævskultur modeller undertiden ikke gengivet når undersøgelserne er gentagne i vivo5,19,20. In vitro- systemer kan også være nyttig for at udforske grundlæggende veje af protein signalering og endotel fysiologi samt kommunikation mellem kulturperler vaskulære celler; dog studeret mere komplekse veje eller regulerende net, der er påvirket af komplekse populationer af vaskulære naboceller eller immunsystemet bedst i en i vivo system6,20. Den metode beskrevet heri giver en platform for at udforske regulering af transgenet udtryk i endotelet inden for rammerne af en intakt fartøj, med eller uden sygdom. In vivo -system også tillader undersøgelse af fysiologiske og patologiske cellulære krydstale og identifikation af bidrag af immunsystemet til regulering af gen expression6.

Kønsceller transgenese (især i mus) er en alternativ tilgang for at lede transgen udtryk i endothelial celler. Denne tilgang kan give livslang transgen udtryk, endotel målretning medieret af specifikke promotor eller regulerende regioner21,22. Men generation af Transgene mus er tidskrævende og dyrt, flere transgene linjer skal afprøves ofte for at sikre målretning af transgenet ønskede celletype og opnåelse af tilstrækkelig transgen udtryk niveauer, og eksperimenterende resultater i murine systemer kan være stamme-afhængige. Murine transgene modeller med endotel-målrettet transgener har mange fordele: der er ingen grund til at udføre kirurgi på hver eksperimentelle dyr for at opnå transgenese, eksperimentelle mus kan være opdrættet med talrige andre tilgængelige Transgene mus i for at teste genetiske og fænotypiske interaktioner, og der er et bredt udvalg af antistoffer, der reagerer med murine proteiner, lette karakterisering af fænotyper. Men målretning af transgener til endotelet via germinallinjen typisk resulterer i transgene udtryk i hele Vaskulaturen,22 gør det vanskeligt at bestemme det sted hvor transgen produkt handler. Dette er især tilfældet, når produktets transgen udskilles, fordi en transgen produkt udskilles af endothelceller hele Vaskulaturen kunne have biologisk aktivitet på et vilkårligt antal steder inden for et dyr. Selv om metoden i dette manuskript kræver teknisk ekspertise og specialiserede faciliteter, kan det være mindre tidskrævende og billigere end udvikle en endotel-specifikke Transgene mus linje. Det giver mulighed for vurdering af funktionen af en protein selektivt i endothelial celler af et segment af store arterie, og den tillader brug af de kontralaterale fælles carotis som parret kontrol (fjerne systemiske faktorer, der kan variere mellem eksperimentelle dyr-eksempelvis blodtrykket eller kolesteroltallet-som ukontrolleret variabler).

Genterapi er en lovende metode til behandling af Vaskulære sygdomme, specielt kroniske sygdomme, fordi en enkelt ansøgning kan give vedvarende eller eventuelt livslang udtryk for en terapeutisk gen23. Den terapeutiske løfte om genterapi er blevet undersøgt i dyremodeller for overførsel af somatiske gener, ofte rettet mod de lever24,25, hvilket er en forholdsvis let mål, fordi mange blodbårne virale vektorer er hepatotropic. Dog for at have en effekt på kar-sygdomme, skal genterapi målrettet til leveren opnå systemisk overekspression af proteiner. Dette kræver typisk store doser af vektor, som kan være giftige eller endog dødelig26. Desuden øget systemiske niveau af et protein raise risikoen for bivirkninger, off-mål, som kunne komplicere eller endda skjule fortolkning af eksperimentelle resultater. Lokale genterapi målretning vaskulære endotel som beskrevet i dette manuskript kunne undgå systemiske bivirkninger, fordi infunderes vektoren ikke formidlet bredt ud over den transduced arteriel segment, og lokale vaskulære effekter kan opnås uden ændringer i systemisk plasmaniveauer af protein. 27 desuden et langt lavere antal vektor for at transduce en arteriel segment end er nødvendig for at opnå robuste hepatisk transduktion. Transgenets udtryk fra leveren er blevet rapporteret at falde over tid, sandsynligvis på grund af cellefornyelsen, der kræver gentagen dosering hvis højtstående transgen udtryk skal opretholdes. 28 derimod en lav omsætningshastighed af endotelet giver stabil udtryk for mindst 48 uger i chow-fed kaniner og mindst 24 uger i aterosklerotiske læsioner af kolesterol-fed kaniner. 1 , 27

For at afgøre, om denne metode til genoverførsel til kanin fælles carotis endotelet er passende, bør fordele og ulemper (tabel 1) overvejes i forbindelse med de specifikke forskningsmål. Fordele ved denne metode omfatter: outbred kaniner er bedre repræsentant af menneskers genetiske diversitet end er indavlede mus (vigtigt for prækliniske arbejde); kaniner giver større fartøjer til lettere manipulation og mere væv til analyse. metoden kan opnå endotel-målrettet transgen udtryk langt hurtigere end gør kønsceller endotel målretning i Transgene mus; vektor dosis kan justeres nemt til model variable niveauer af transgenet udtryk; processer, der er specifikke for store-arterie endotelet kan undersøges; og lokale vaskulære transgenese tillader den modsatte carotis i det samme dyr som bruges som en kontrol, at fjerne systemiske faktorer som ukontrolleret variabler. Ulemper omfatter: særlige faciliteter og ekspertise er påkrævet; færre genetisk modificerede baggrunde som at eksperimentere er tilgængelige i kaniner end i mus; og der er en mindre omfattende udvalg af antistoffer mod kanin versus mus proteiner (for immunodetection af transgenet protein og andre antigener, der kan være vigtige i fortolkning af eksperimentelle resultater).

Protocol

Alle metoder, der beskrives her blev godkendt ved University of Washington Office for dyrevelfærd og tilknyttede institutionelle Animal Care og brug udvalg (IACUC), og blev afsluttet i overensstemmelse og overensstemmelse med alle relevante lovgivningsmæssige og institutionelle retningslinjer. Bemærk: Overførsel af gener til kanin fælles halspulsårer udføres på kaniner af en kirurg ved hjælp af en anæstesilæge eller assistent. 1. genoverførsel til kanin fælles halspulsårer: før operation <o…

Representative Results

For at implementere denne metode med tillid, er foreløbige forsøg nødvendige for at fastslå, at erhvervsdrivende opnår effektiv og reproducerbare genoverførsel, med transgen udtryk primært i luminale endotelceller. Vores erfaring vurderes dette lettest ved hjælp af en vektor, der udtrykker β-galactosidase. 5-Bromo-4-chloro-3-indolyl-β-D-galactopyranoside (X-gal) farvning af fælles carotis segmenter fjernet 3 dage efter vektor infusion, samt måling af β-galactosidase mRNA (mes…

Discussion

Visse aspekter af kirurgisk teknik fortjener særlig opmærksomhed. Fuld eksponering og mobilisering af den fælles halspulsåren via omhyggelig dissektion vil lette gen overførsel og arteriotomy reparation. Under dissektion, bør direkte manipulation af halspulsåren minimeres for at forhindre vasospasme. Derudover eventuelle blødninger ved siden af arteria bør stoppes ved at anvende let tryk med gaze og røde blod skal renses op straks skylles området med normal saltvand. Det er også vigtigt at undgå at beskadige…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi takker AdVec, Inc. for at have tilladelse til at bruge HDAd reagenser, Julia Feyk for administrativ bistand og Institut for sammenlignende medicin veterinære tjenester for kirurgisk rådgivning og støtte. Dette arbejde blev støttet af HL114541 og John L. Locke, Jr. Charitable Trust.

Materials

Disposables
3mL syringe with 24G needle Becton Dickinson 309571 2x for gene transfer surgery; 3x for harvest surgery
1mL syringe with 27G needle Becton Dickinson 309623 6x for gene transfer surgery; 1x for harvest surgery
20mL syringe, luer lock Nipro Medical Corp JD+20L
Catheters, 24G x 3/4" Terumo Medical Products SROX2419V
19G needle Becton Dickinson 305187 Gene transfer surgery only
21G needle Becton Dickinson 305165 For 20 mL syringe of saline
Gauze 4" x 4" Dynarex 3242 ~10-15 per surgery
3-0 silk suture Covidien Ltd. S-244
5-0 silk suture Covidien Ltd. S-182 Gene transfer surgery only
7-0 polypropylene suture CP Medical 8648P Gene transfer surgery only
5-0 polyglycolic acid suture CP Medical 421A Gene transfer surgery only
3-0 polyglycolic acid suture CP Medical 398A Gene transfer surgery only
Alcohol swabs Covidien Ltd. 6818 For placement of I.V. line
Catheter plug Vetoquinol 411498 Gene transfer surgery only
Ketamine HCl, 100 mg/mL Vedco Inc. 05098916106
Xylazine, 100 mg/mL Akorn Inc. 4821
Lidocaine HCl, 2% Pfizer 00409427702
Bupivacaine HCl, 0.5% Pfizer 00409161050
Beuthanasia D-Special Intervet Inc. NDC 00061047305 Harvest surgery only
Buprenorphine HCl, 0.3 mg/mL  Patterson Veterinary 12496075705 Gene transfer surgery only
Saline IV bag, 0.9% sodium chloride Baxter 2B1309 2x for gene transfer surgery; can use vial of sterile saline in place of one
Heparin  (5000 U/mL) APP Pharmaceuticals NDC 63323-047-10 Gene transfer surgery only
Fentanyl patch, 25 mcg/hr  Apotex Corp. NDC 60505-7006-2 Gene transfer surgery only
Isoflurane Multiple vendors Catalog number not available
Gene transfer vector Dilute 350 µL per artery; 2 x 1011 vp/mL for adenovirus; gene transfer surgery only
Surgical Instruments
Metzenbaum needle holder 7" straight Roboz RS-7900 Gene transfer surgery only
Operating scissors 6.5" straight blunt/blunt Roboz RS-6828
Needle holder /w suture scissors Miltex 8-14-IMC Gene transfer surgery only
Castroviejo scissors Roboz RS-5658
Castroviejo needle holder, 5.75" straight with lock Roboz RS-6412 Gene transfer surgery only
Stevens scissors 4.25" curved blunt/blunt Roboz RS-5943
Alm retractor 4" 4X4 5mm blunt prongs Roboz RS-6514 2x
Backhaus towel clamp 3.5" Roboz 4x
Micro clip setting forceps 4.75" Roboz RS-6496 Gene transfer surgery only
Micro vascular clips, 11 mm Roboz 2x for gene transfer surgery only
Surg-I-Loop Scanlan International 1001-81M 5 cm length
Bonaccolto forceps, 4” (10 cm) long longitudinal serrations, cross serrated tip, 1.2mm tip width Roboz RS-5210
Dumont #3 forceps Inox tip size .17 X .10mm Roboz RS-5042
Graefe forceps, 4” (10 cm) long serrated straight, 0.8mm tip Roboz RS-5280
Halstead mosquito forceps,  5" straight, 1.3mm tips Roboz RS-7110 2x
Halstead mosquito forceps,  5" curved, 1.3mm tips Roboz RS-7111
Jacobson mosquito forceps 5" curved extra delicate, 0.9 mm tips Roboz RS-7117
Kantrowitz forceps, 7.25" 90 degree delicate, 1.7 mm tips Roboz RS-7305
Tissue forceps 5", 1X2 teeth, 2 mm tip width Roboz RS-8162
Allis-Baby forceps, 12 cm, 4×5 teeth, 3 mm tip width Fine Science Tools 11092-12 2x
Adson forceps, 12 cm, serrated, straight Fine Science Tools 11006-12
Veterinary electrosurgery handpiece and electrode MACAN Manufacturing HPAC-1; R-F11
Surgical Suite Equipment
Circulating warm water blanket and pump Multiple vendors Catalog number not available
Forced air warming unit 3M Bair Hugger Model 505 Gene transfer surgery only
IV infusion pump Heska Vet IV 2.2 Gene transfer surgery only
Isoflurane vaporizer and scavenger Multiple vendors Catalog number not available
Veterinary multi-parameter monitor Surgivet Surgivet Advisor
Veterinary electrosurgery unit MACAN Manufacturing MV-9
Surgical microscope D.F. Vasconcellos M900 Needs ~16x magnification
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Flynn, R., et al. Expression of apolipoprotein A-I in rabbit carotid endothelium protects against atherosclerosis. Mol Ther. 19, 1833-1841 (2011).
  2. Falkenberg, M., et al. Increased expression of urokinase during atherosclerotic lesion development causes arterial constriction and lumen loss, and accelerates lesion growth. Proc Natl Acad Sci U S A. 99, 10665-10670 (2002).
  3. Schneider, D. B., et al. Expression of Fas ligand in arteries of hypercholesterolemic rabbits accelerates atherosclerotic lesion formation. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 20, 298-308 (2000).
  4. Du, L., Dronadula, N., Tanaka, S., Dichek, D. A. Helper-dependent adenoviral vector achieves prolonged, stable expression of interleukin-10 in rabbit carotid arteries but does not limit early atherogenesis. Hum Gene Ther. 22, 959-968 (2011).
  5. Dronadula, N., et al. Construction of a novel expression cassette for increasing transgene expression in vivo in endothelial cells of large blood vessels. Gene Ther. 18, 501-508 (2011).
  6. Dronadula, N., Wacker, B. K., Van Der Kwast, R., Zhang, J., Dichek, D. A. Stable In Vivo Transgene Expression in Endothelial Cells with Helper-Dependent Adenovirus: Roles of Promoter and Interleukin-10. Hum Gene Ther. 28, 255-270 (2017).
  7. Dong, G., Schulick, A. H., DeYoung, M. B., Dichek, D. A. Identification of a cis-acting sequence in the human plasminogen activator inhibitor type-1 gene that mediates transforming growth factor-b1 responsiveness in endothelium in vivo. J Biol Chem. 271, 29969-29977 (1996).
  8. Byrom, M. J., Bannon, P. G., White, G. H., Ng, M. K. Animal models for the assessment of novel vascular conduits. J Vasc Surg. 52, 176-195 (2010).
  9. Zeng, Z., et al. Hemodynamics and anatomy of elastase-induced rabbit aneurysm models: similarity to human cerebral aneurysms. AJNR Am J Neuroradiol. 32, 595-601 (2011).
  10. Macdonald, R. L., Wallace, M. C., Montanera, W. J., Glen, J. A. Pathological effects of angioplasty on vasospastic carotid arteries in a rabbit model. J Neurosurg. 83, 111-117 (1995).
  11. Nakai, K., Numaguchi, Y., Moritani, T. Vasospasm model of a rabbit common carotid artery for endovascular research. Acad Radiol. 9, 270-275 (2002).
  12. Zaragoza, C., et al. Animal models of cardiovascular diseases. J Biomed Biotechnol. 2011, 497841 (2011).
  13. Baumgartner, C., Brandl, J., Munch, G., Ungerer, M. Rabbit models to study atherosclerosis and its complications – Transgenic vascular protein expression in vivo. Prog Biophys Mol Biol. 121 (2), 131-141 (2016).
  14. Wang, K., et al. Three-Layered PCL Grafts Promoted Vascular Regeneration in a Rabbit Carotid Artery Model. Macromol Biosci. 16 (4), 608-618 (2016).
  15. Schachner, T., Laufer, G., Bonatti, J. In vivo (animal) models of vein graft disease. Eur J Cardiothorac Surg. 30, 451-463 (2006).
  16. Dornas, W. C., Oliveira, T. T., Augusto, L. E., Nagem, T. J. Experimental atherosclerosis in rabbits. Arq Bras Cardiol. 95 (2), 272-278 (2010).
  17. Graur, D., Duret, L., Gouy, M. Phylogenetic position of the order Lagomorpha (rabbits, hares and allies). Nature. 379 (6563), 333-335 (1996).
  18. Yanni, A. E. The laboratory rabbit: an animal model of atherosclerosis research. Lab Anim. 38, 246-256 (2004).
  19. Miao, C. H., et al. Inclusion of the hepatic locus control region, an intron, and untranslated region increases and stabilizes hepatic factor IX gene expression in vivo but not in vitro. Mol. Ther. 1, 522-532 (2000).
  20. Wen, S., Graf, S., Massey, P. G., Dichek, D. A. Improved vascular gene transfer with a helper-dependent adenoviral vector. Circulation. 110, 1484-1491 (2004).
  21. Schlaeger, T. M., et al. Uniform vascular-endothelial-cell-specific gene expression in both embryonic and adult transgenic mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 94 (7), 3058-3063 (1997).
  22. Cowan, P. J., et al. Targeting gene expression to endothelial cells in transgenic mice using the human intercellular adhesion molecule 2 promoter. Transplantation. 62 (2), 155-160 (1996).
  23. Sehara, Y., et al. Persistent Expression of Dopamine-Synthesizing Enzymes 15 Years After Gene Transfer in a Primate Model of Parkinson’s Disease. Hum Gene Ther Clin Dev. 28, 74-79 (2017).
  24. Tangirala, R. K., et al. Regression of atherosclerosis induced by liver-directed gene transfer of apolipoprotein A-I in mice. Circulation. 100, 1816-1822 (1999).
  25. Benoit, P., et al. Somatic gene transfer of human ApoA-I inhibits atherosclerosis progression in mouse models. Circulation. 99, 105-110 (1999).
  26. Raper, S. E., et al. Fatal systemic inflammatory response syndrome in a ornithine transcarbamylase deficient patient following adenoviral gene transfer. Mol Genet Metab. 80, 148-158 (2003).
  27. Wacker, B. K., Dronadula, N., Zhang, J., Dichek, D. A. Local Vascular Gene Therapy With Apolipoprotein A-I to Promote Regression of Atherosclerosis. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 37, 316-327 (2017).
  28. Brunetti-Pierri, N., et al. Transgene expression up to 7 years in nonhuman primates following hepatic transduction with helper-dependent adenoviral vectors. Hum Gene Ther. 24, 761-765 (2013).
  29. Rome, J. J., et al. Anatomic barriers influence the distribution of in vivo. gene transfer into the arterial wall. Modeling with microscopic tracer particles and verification with a recombinant adenoviral vector. Arterioscler Thromb. 14, 148-161 (1994).
  30. Cunningham, K. S., Gotlieb, A. I. The role of shear stress in the pathogenesis of atherosclerosis. Lab Invest. 85, 9-23 (2005).
  31. Brodbelt, D. Perioperative mortality in small animal anaesthesia. Vet J. 182, 152-161 (2009).
  32. Schulick, A. H., Dong, G., Newman, K. D., Virmani, R., Dichek, D. A. Endothelium-specific in vivo gene transfer. Circ Res. 77, 475-485 (1995).
  33. Vassalli, G., Agah, R., Qiao, R., Aguilar, C., Dichek, D. A. A mouse model of arterial gene transfer. Antigen-specific immunity is a minor determinant of the early loss of adenovirus-mediated transgene expression. Circ Res. 85, 25-32 (1999).
  34. Schneider, D. B., Fly, C. A., Dichek, D. A., Geary, R. L. Adenoviral gene transfer in arteries of hypercholesterolemic nonhuman primates. Hum Gene Ther. 9, 815-821 (1998).
  35. Newman, K. D., et al. Adenovirus-mediated gene transfer into normal rabbit arteries results in prolonged vascular cell activation, inflammation, and neointimal hyperplasia. J Clin Invest. 96, 2955-2965 (1995).
  36. Jiang, B., et al. Helper-dependent adenovirus is superior to first-generation adenovirus for expressing transgenes in atherosclerosis-prone arteries. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 31, 1317-1325 (2011).
  37. Gruchala, M., et al. Gene transfer into rabbit arteries with adeno-associated virus and adenovirus vectors. J Gene Med. 6, 545-554 (2004).
  38. Lee, Y. T., et al. Mouse models of atherosclerosis: a historical perspective and recent advances. Lipids Health Dis. 16, 12 (2017).
  39. Manning, M. W., Cassi, L. A., Huang, J., Szilvassy, S. J., Daugherty, A. Abdominal aortic aneurysms: fresh insights from a novel animal model of the disease. Vasc Med. 7, 45-54 (2002).
  40. Lai, C. H., et al. Recombinant adeno-associated virus vector carrying the thrombomodulin lectin-like domain for the treatment of abdominal aortic aneurysm. Atherosclerosis. 262, 62-70 (2017).
  41. Tan, P. H., et al. Antibody targeted gene transfer to endothelium. J Gene Med. 5, 311-323 (2003).
  42. Nicklin, S. A., White, S. J., Nicol, C. G., Von Seggern, D. J., Baker, A. H. In vitro and in vivo characterisation of endothelial cell selective adenoviral vectors. J Gene Med. 6, 300-308 (2004).
  43. White, K., et al. Engineering adeno-associated virus 2 vectors for targeted gene delivery to atherosclerotic lesions. Gene Ther. 15, 443-451 (2008).
  44. Kaliberov, S. A., et al. Retargeting of gene expression using endothelium specific hexon modified adenoviral vector. Virology. 447, 312-325 (2013).
  45. Schulick, A. H., et al. Established immunity precludes adenovirus-mediated gene transfer in rat carotid arteries. Potential for immunosuppression and vector engineering to overcome barriers of immunity. J Clin Invest. 99, 209-219 (1997).
  46. Hollingdale, M. R., Sedegah, M., Limbach, K. Development of replication-deficient adenovirus malaria vaccines. Expert Rev Vaccines. 16, 261-271 (2017).

Tags

In Vivo Gene TransferRabbit Common Carotid ArteryEndotheliumVascular BiologyGene TherapyTransgene ExpressionSurgical ProcedureDissectionCarotid ArteryLigationMicroscope

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Wacker, B. K., Bi, L., Dichek, D. A. In Vivo Gene Transfer to the Rabbit Common Carotid Artery Endothelium. J. Vis. Exp. (135), e56982, doi:10.3791/56982 (2018).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image