In Vivo Gentransfer in die Kaninchen gemeinsame Halsschlagader Endothel
Summary
Diese Methode ist ein Transgen in das Endothel der Kaninchen Halsschlagadern einzuführen. Einführung des Transgens ermöglicht die Beurteilung der biologischen Rolle der Transgen-Produkt entweder normale Arterien oder Krankheitsmodelle. Die Methode eignet sich auch zur Messung der Aktivität der regulatorischen DNA-Sequenzen.
Abstract
Das Ziel dieser Methode ist, ein Transgen in das Endothel der isolierte Segmente der beiden Kaninchen gemeinsame Halsschlagadern einzuführen. Die Methode erreicht fokale endotheliale selektive Transgenese, wodurch ein Ermittler um die biologische Rollen von endothelialen ausgedrückt transgenen zu ermitteln und zu quantifizieren, die in-vivo transkriptionelle Aktivität der DNA-Sequenzen in große Arterie Endothelzellen. Die Methode verwendet chirurgische Isolation von Kaninchen gemeinsame Halsschlagadern und eine arteriotomie Transgen exprimierenden viralen Vektoren in das arterielle Lumen liefern. Eine kurze Inkubationszeit des Vektors in das Lumen mit nachfolgenden Aspiration des Inhalts Lumen ist ausreicht, um effizienter und langlebiger Expression des Transgens in das Endothel ohne nachweisbare Transduktion oder Ausdruck außerhalb der isolierte arterielle Segment. Die Methode erlaubt Einschätzung der biologischen Aktivitäten des Transgens Produkte sowohl in normalen Arterien Modelle menschlicher vaskulären Erkrankungen, unter Vermeidung von systemischen Wirkungen, die entweder durch gezielte gen Lieferung zu anderen Websites (zB. verursacht werden könnten der Leber) oder durch den alternativen Ansatz genetischen Konstrukte des Endothels durch Keim Linie Transgenese zu liefern. Anwendung der Methode wird durch die Notwendigkeit eines erfahrenen Chirurgen und Anästhesisten, einen gut ausgestatteten Operationssaal, die Kosten für Kauf und Gehäuse Kaninchen und den Bedarf an Fachwissen in Gentransfer Vektor Bau und die Nutzung begrenzt. Mit dieser Methode erzielten Ergebnisse gehören: Transgen-im Zusammenhang mit Veränderungen im arteriellen Struktur, zellularität, extrazelluläre Matrix oder vasomotorische Funktion; zu- oder Abschläge bei arteriellen Entzündungen; Veränderungen im Kreislauf zellapoptose; und Progression, Retardierung oder Regression von Krankheiten wie Intima-Hyperplasie oder Arteriosklerose. Die Methode erlaubt auch Maß für die Fähigkeit der native und synthetische DNA regulatorischen Sequenzen zum Ändern Transgene Ausdruck in Endothelzellen, die Ergebnisse, die zählen: Ebenen des Transgens mRNA Niveaus des Proteins Transgen und Ebenen des Transgens enzymatische Aktivität.
Introduction
Das Ziel dieser Methode ist, ein Transgen in das Endothel der gemeinsamen Halsschlagadern Kaninchen einzuführen. Einführung des Transgens ermöglicht die Beurteilung der biologischen Rolle der Transgen-Produkt sowohl in normalen Arterien Kaninchen Modelle der menschlichen arteriellen Verschlusskrankheit. Überexpression des Transgens in Krankheitsmodellen kann zeigen, ob das Transgen (und seine Proteinprodukt), Versprechen als Therapeutika1,2,3,4 zeigen. Einbeziehung der GUS wirkenden regulatorische Elemente in der Transgen-Expressionskassette erlaubt eine Beurteilung der Aktivität dieser Elemente im arteriellen Endothel in Vivo5,6. Kenntnisse über die Aktivität der spezifischen GUS wirkenden regulatorische Elemente kann mehr aktive Expressionskassetten gestalten und Mechanismen der Genregulation in große Arterie Endothel in Vivo7Sonde verwendet werden.
Kaninchen sind ein wertvolles Modell für die verschiedenen Aspekte der menschlichen vaskuläre Physiologie und Krankheit. Kaninchen haben viele vaskuläre Merkmale mit den Menschen. Beispielsweise ähneln hämatologischen Ausgangswerte, blutstillende Regulierung und vaskuläre Längsspannung zwischen Kaninchen und Menschen8. Kaninchen-Modelle von Gefäßerkrankungen Replizieren der wichtigsten Features von vielen menschlichen Krankheiten einschließlich: Aneurysmen (ähnliche geometrische und Fließeigenschaften)9, Vasospasmus (ähnliche Reaktion auf die endovaskuläre Behandlung)10,11, und Atherosklerose (Intima Plaketten mit ähnlichen Eigenschaften, einschließlich einen Kern reich an Lipid, Makrophagen und glatten Muskelzellen in einer fibrösen Kappe)12,13. Entsprechend, Kaninchen-Modelle wurden für viele Gefäßerkrankungen wie Thrombose, vasospasmen, Aneurysma, Diabetes, Gefäßprothese Stenose und Arteriosklerose8,13,14, 15,16.
Für die Forscher unter Tiermodellen für vaskuläre Physiologie und Krankheit zu wählen hat die Kaninchen mehrere Vorteile. Im Vergleich zu Nagern, ermöglichen größere Schiffe von Kaninchen einfachere chirurgische Manipulation, Verwendung von endovaskuläre Prothesen und eine größere Menge des Gewebes für quantitative Messungen. Kaninchen sind phylogenetisch Primaten als Nagetiere17sind viel näher, und die größere genetische Vielfalt der fremd-Kaninchen besser approximiert die genetische Variabilität des Menschen. Genetischer Vielfalt ist besonders wichtig für präklinische Studien, die-durch ihre Natur-Ziel, Therapien zu entwickeln, die genetisch vielfältigen menschlichen Bevölkerung angewendet werden können. Wie mit vielen, wenn nicht alle anderen Modell Arten Kaninchen Gene einfach geklont oder synthetisiert, weil mit hoher Abdeckung der Kaninchen-Genom sequenziert hat (7,48 X) [http://rohsdb.cmb.usc.edu/GBshape/cgi-bin/hgGateway?db=oryCun2]. Im Vergleich zu anderen großen Tiermodellen (wie Hunde, Schweine oder Schafe), Kaninchen sind relativ kostengünstig zu erwerben und Haus und sie sind einfacher zu züchten und zu handhaben. Spezifische Gefäßerkrankungen Modelle bei jedem Kaninchen haben ihre eigenen vor- und Nachteile als Modelle für menschliche Krankheiten, die über den Rahmen dieses Manuskript8,12,18sind. Ein Ermittler sollten überprüfen, diese vor- und Nachteile zu ermitteln, ob das Kaninchen das beste Modell für eine spezifische experimentelle Frage zu beantworten ist.
Einführung der Desoxyribonukleinsäure (DNA) regulatorischen Sequenzen in Endothelzellen in Vivo ermöglicht die Untersuchung der Aktivität dieser Sequenzen in einem komplexen physiologischen Umfeld. In-vitro- Studien in transfizierten Endothelzellen können nützlich für die Erstbewertung von regulatorischen DNA-Sequenzen sein; jedoch sind Ausdruck Niveaus in Gewebekultur Modelle manchmal nicht wiedergegeben, wenn die Studien wiederholt in Vivo5,19,20sind. In-vitro- Systeme können auch für die Erkundung von grundlegenden Wege der Protein-Signalisierung und endotheliale Physiologie sowie Kommunikation zwischen kultivierten vaskuläre Zellen nützlich sein; jedoch sind komplexere Wege oder regulatorische Netzwerke, die durch komplexe Populationen von vaskulären Nachbarzellen oder das Immunsystem beeinflusst werden am besten in einem in Vivo System6,20studiert. Die hier beschriebene Methode bietet eine Plattform für die Regulierung des Transgens Ausdruck in dem Endothel im Rahmen eines intakten Schiffes, mit oder ohne Krankheit zu erforschen. Das in-Vivo -System erlaubt auch Untersuchung der physiologischen und pathologischen zellulären Übersprechen und Identifikation von Beiträgen des Immunsystems zur Regulierung der Gen-Expression-6.
Keimbahn Transgenese (vor allem bei Mäusen) ist ein alternativer Ansatz für die Leitung der Transgene Ausdruck Endothelzellen. Dieser Ansatz bieten lebenslange Transgene Ausdruck mit endothelialen targeting vermittelt durch spezifische Promoter oder regulatorischen Regionen21,22. Aber die Generation von transgenen Mäusen ist zeitaufwändig und teuer, mehrere transgene Linien müssen oft getestet werden, um sicherzustellen, Ausrichtung des Transgens auf die gewünschte Zelle Art und Leistung angemessene Transgene Ausdruck Niveaus, und experimentelle Ergebnisse in murinen Systeme können Belastung abhängig sein. Murine transgene Modelle mit endothelialen gezielt transgene haben viele Vorteile: Es gibt keine Notwendigkeit, auf jedes Versuchstier operieren, um Transgenese zu erreichen, experimentellen Mäuse gezüchtet werden können, mit zahlreichen anderen verfügbaren Transgene Mäuse in um genetische und phänotypische Interaktionen zu testen, und gibt es eine große Auswahl an Antikörpern, die mit murinen Proteinen, Erleichterung der Charakterisierung von Phänotypen zu reagieren. Ausrichtung der Transgene des Endothels über die Keimbahn in der Regel führt jedoch Transgene Ausdruck in das Gefäßsystem,22 macht es schwierig, die Website zu bestimmen, an der das Transgen-Produkt handelt. Dies gilt insbesondere wenn das Transgen Produkt abgesondert wird, weil ein Transgen Produkt sezerniert Endothelzellen in das Gefäßsystem biologischen Aktivität an vielen verschiedenen Standorten innerhalb eines Tieres haben könnte. Obwohl in diesem Manuskript beschriebene Methode Fachwissen und spezialisierte Einrichtungen erfordert, kann es weniger zeitaufwendig und weniger teuer als die Entwicklung einer endothelialen-spezifische transgene mauslinie. Es ermöglicht die Beurteilung der Funktion eines Proteins selektiv in Endothelzellen eines Segments große Arterie, und es erlaubt die Verwendung von der kontralateralen gemeinsame Halsschlagader als gekoppelte Steuerung (Beseitigung systemische Faktoren, die unter experimentellen variieren kann Tiere-zum Beispiel Blutdruck oder Cholesterinspiegel-als unkontrollierte Variablen).
Gentherapie ist ein vielversprechender Ansatz für die Behandlung von Gefäßerkrankungen, insbesondere chronische Erkrankungen, weil eine einzelne Anwendung nachhaltig oder möglicherweise lebenslange Ausdruck einer therapeutischen Gens23bieten kann. Das therapeutische Versprechen der Gentherapie ist in Tiermodellen der somatischen Gentransfer, oft gezielt die Leber24,25, ein relativ leichtes Ziel ist, weil viele Blut übertragbare virale Vektoren Hepatotropic untersucht worden. Jedoch muss um auf Gefäßerkrankungen auswirken, Gentherapie, die gezielt auf die Leber systemische Überexpression von Proteinen erreichen. Dies erfordert in der Regel große Dosen des Vektors, die giftige oder tödliche26sein kann. Darüber hinaus höhere systemische Protein erhöhen das Risiko von Nebenwirkungen, Ziel, die erschweren oder sogar verschleiern Interpretation der experimentellen Ergebnisse könnten. Lokale Gentherapie gezielt Gefäßendothels, wie in diesem Manuskript beschrieben könnte systemischen Nebenwirkungen vermeiden, denn der infundierte Vektor nicht weit über die transduced arteriellen Segment verbreitet ist und lokale vaskuläre Effekte, ohne erzielt werden Änderungen im systemischen Plasmaspiegel von Protein. 27 darüber hinaus ein weit geringer Betrag des Vektors muss eine arterielle Segment transduzieren als erforderlich, um robuste hepatische Transduktion zu erreichen. Transgene Ausdruck aus der Leber wurde berichtet, zu sinken im Laufe der Zeit wahrscheinlich aufgrund der Zellerneuerung, die wiederholter Gabe, wenn hochrangige Transgene Ausdruck soll beibehalten werden. 28 im Gegensatz dazu bietet die niedrige Fluktuationsrate des Endothels stabile Expression für mindestens 48 Wochen in Chow gefütterten Kaninchen und mindestens 24 Wochen bei atherosklerotischen Läsionen des Cholesterin-gefütterten Kaninchen. 1 , 27
Um festzustellen, ob diese Methode des Gentransfers auf gemeinsame Halsschlagader Endothel Kaninchen geeignet ist, sollten die vor- und Nachteile (Tabelle 1) im Zusammenhang mit den spezifischen Forschungsziele betrachtet werden. Vorteile dieser Methode sind unter anderem: fremd-Kaninchen sind bessere Vertreter der menschlichen genetischen Vielfalt als Inzucht Mäuse (wichtig für präklinische Arbeit); Kaninchen, größere Schiffe für einfachere Handhabung und mehr Gewebe für die Analyse bereitzustellen; die Methode kann Endothel gezielt Transgen Ausdruck erreichen sehr viel schneller als Keimbahn endotheliale targeting bei transgenen Mäusen tut; Vektor-Dosis kann leicht zu einer Variable Transgene Ausdruck Modell eingestellt werden; speziell für große Arterie Endothel Prozesse untersucht werden können; und lokale vaskuläre Transgenese ermöglicht dem gegenüberliegenden Carotis im gleichen Tier als ein Steuerelement, systemische Faktoren als unkontrollierte Variablen verwendet werden. Nachteile sind: spezielle Einrichtungen und Fachkenntnisse sind erforderlich; weniger gentechnisch veränderte Hintergründe auf dem Experimentieren gibt es bei Kaninchen als bei Mäusen; und es gibt eine weniger umfangreiche Auswahl von Antikörpern gegen Kaninchen gegen Maus-Proteine (für Immunodetection des Transgens Protein und andere Antigene, die möglicherweise wichtig bei der Interpretation der Versuchsergebnisse).
Protocol
Representative Results
Discussion
Bestimmte Aspekte der Operationstechnik verdienen besondere Aufmerksamkeit. Volle Belichtung und Mobilisierung der gemeinsame Halsschlagader über sorgfältige Dissektion wird gen-Transfer und arteriotomie Reparatur zu erleichtern. Allerdings sollten während der Dissektion, direkte Manipulation der Halsschlagader minimiert werden, um Vasospasmus zu verhindern. Darüber hinaus eine Blutung angrenzend an die Arterie angehalten werden sollte, durch leichte Druckmassage mit Gaze und extravasierten Blut bereinigt werden soll…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Wir bedanken uns bei AdVec, Inc. für die Erlaubnis zur Nutzung ADHD Reagenzien, Julia Feyk für die Amtshilfe und die Abteilung für vergleichende Medizin Veterinärdienste für chirurgische Beratung und Unterstützung. Diese Arbeit wurde durch HL114541 und die John L. Locke, Jr. Charitable Trust unterstützt.
Materials
| Disposables | |||
| 3mL syringe with 24G needle | Becton Dickinson | 309571 | 2x for gene transfer surgery; 3x for harvest surgery |
| 1mL syringe with 27G needle | Becton Dickinson | 309623 | 6x for gene transfer surgery; 1x for harvest surgery |
| 20mL syringe, luer lock | Nipro Medical Corp | JD+20L | |
| Catheters, 24G x 3/4" | Terumo Medical Products | SROX2419V | |
| 19G needle | Becton Dickinson | 305187 | Gene transfer surgery only |
| 21G needle | Becton Dickinson | 305165 | For 20 mL syringe of saline |
| Gauze 4" x 4" | Dynarex | 3242 | ~10-15 per surgery |
| 3-0 silk suture | Covidien Ltd. | S-244 | |
| 5-0 silk suture | Covidien Ltd. | S-182 | Gene transfer surgery only |
| 7-0 polypropylene suture | CP Medical | 8648P | Gene transfer surgery only |
| 5-0 polyglycolic acid suture | CP Medical | 421A | Gene transfer surgery only |
| 3-0 polyglycolic acid suture | CP Medical | 398A | Gene transfer surgery only |
| Alcohol swabs | Covidien Ltd. | 6818 | For placement of I.V. line |
| Catheter plug | Vetoquinol | 411498 | Gene transfer surgery only |
| Ketamine HCl, 100 mg/mL | Vedco Inc. | 05098916106 | |
| Xylazine, 100 mg/mL | Akorn Inc. | 4821 | |
| Lidocaine HCl, 2% | Pfizer | 00409427702 | |
| Bupivacaine HCl, 0.5% | Pfizer | 00409161050 | |
| Beuthanasia D-Special | Intervet Inc. | NDC 00061047305 | Harvest surgery only |
| Buprenorphine HCl, 0.3 mg/mL | Patterson Veterinary | 12496075705 | Gene transfer surgery only |
| Saline IV bag, 0.9% sodium chloride | Baxter | 2B1309 | 2x for gene transfer surgery; can use vial of sterile saline in place of one |
| Heparin (5000 U/mL) | APP Pharmaceuticals | NDC 63323-047-10 | Gene transfer surgery only |
| Fentanyl patch, 25 mcg/hr | Apotex Corp. | NDC 60505-7006-2 | Gene transfer surgery only |
| Isoflurane | Multiple vendors | Catalog number not available | |
| Gene transfer vector | Dilute 350 µL per artery; 2 x 1011 vp/mL for adenovirus; gene transfer surgery only | ||
| Surgical Instruments | |||
| Metzenbaum needle holder 7" straight | Roboz | RS-7900 | Gene transfer surgery only |
| Operating scissors 6.5" straight blunt/blunt | Roboz | RS-6828 | |
| Needle holder /w suture scissors | Miltex | 8-14-IMC | Gene transfer surgery only |
| Castroviejo scissors | Roboz | RS-5658 | |
| Castroviejo needle holder, 5.75" straight with lock | Roboz | RS-6412 | Gene transfer surgery only |
| Stevens scissors 4.25" curved blunt/blunt | Roboz | RS-5943 | |
| Alm retractor 4" 4X4 5mm blunt prongs | Roboz | RS-6514 | 2x |
| Backhaus towel clamp 3.5" | Roboz | 4x | |
| Micro clip setting forceps 4.75" | Roboz | RS-6496 | Gene transfer surgery only |
| Micro vascular clips, 11 mm | Roboz | 2x for gene transfer surgery only | |
| Surg-I-Loop | Scanlan International | 1001-81M | 5 cm length |
| Bonaccolto forceps, 4” (10 cm) long longitudinal serrations, cross serrated tip, 1.2mm tip width | Roboz | RS-5210 | |
| Dumont #3 forceps Inox tip size .17 X .10mm | Roboz | RS-5042 | |
| Graefe forceps, 4” (10 cm) long serrated straight, 0.8mm tip | Roboz | RS-5280 | |
| Halstead mosquito forceps, 5" straight, 1.3mm tips | Roboz | RS-7110 | 2x |
| Halstead mosquito forceps, 5" curved, 1.3mm tips | Roboz | RS-7111 | |
| Jacobson mosquito forceps 5" curved extra delicate, 0.9 mm tips | Roboz | RS-7117 | |
| Kantrowitz forceps, 7.25" 90 degree delicate, 1.7 mm tips | Roboz | RS-7305 | |
| Tissue forceps 5", 1X2 teeth, 2 mm tip width | Roboz | RS-8162 | |
| Allis-Baby forceps, 12 cm, 4×5 teeth, 3 mm tip width | Fine Science Tools | 11092-12 | 2x |
| Adson forceps, 12 cm, serrated, straight | Fine Science Tools | 11006-12 | |
| Veterinary electrosurgery handpiece and electrode | MACAN Manufacturing | HPAC-1; R-F11 | |
| Surgical Suite Equipment | |||
| Circulating warm water blanket and pump | Multiple vendors | Catalog number not available | |
| Forced air warming unit | 3M | Bair Hugger Model 505 | Gene transfer surgery only |
| IV infusion pump | Heska | Vet IV 2.2 | Gene transfer surgery only |
| Isoflurane vaporizer and scavenger | Multiple vendors | Catalog number not available | |
| Veterinary multi-parameter monitor | Surgivet | Surgivet Advisor | |
| Veterinary electrosurgery unit | MACAN Manufacturing | MV-9 | |
| Surgical microscope | D.F. Vasconcellos | M900 | Needs ~16x magnification |
References
- Flynn, R., et al. Expression of apolipoprotein A-I in rabbit carotid endothelium protects against atherosclerosis. Mol Ther. 19, 1833-1841 (2011).
- Falkenberg, M., et al. Increased expression of urokinase during atherosclerotic lesion development causes arterial constriction and lumen loss, and accelerates lesion growth. Proc Natl Acad Sci U S A. 99, 10665-10670 (2002).
- Schneider, D. B., et al. Expression of Fas ligand in arteries of hypercholesterolemic rabbits accelerates atherosclerotic lesion formation. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 20, 298-308 (2000).
- Du, L., Dronadula, N., Tanaka, S., Dichek, D. A. Helper-dependent adenoviral vector achieves prolonged, stable expression of interleukin-10 in rabbit carotid arteries but does not limit early atherogenesis. Hum Gene Ther. 22, 959-968 (2011).
- Dronadula, N., et al. Construction of a novel expression cassette for increasing transgene expression in vivo in endothelial cells of large blood vessels. Gene Ther. 18, 501-508 (2011).
- Dronadula, N., Wacker, B. K., Van Der Kwast, R., Zhang, J., Dichek, D. A. Stable In Vivo Transgene Expression in Endothelial Cells with Helper-Dependent Adenovirus: Roles of Promoter and Interleukin-10. Hum Gene Ther. 28, 255-270 (2017).
- Dong, G., Schulick, A. H., DeYoung, M. B., Dichek, D. A. Identification of a cis-acting sequence in the human plasminogen activator inhibitor type-1 gene that mediates transforming growth factor-b1 responsiveness in endothelium in vivo. J Biol Chem. 271, 29969-29977 (1996).
- Byrom, M. J., Bannon, P. G., White, G. H., Ng, M. K. Animal models for the assessment of novel vascular conduits. J Vasc Surg. 52, 176-195 (2010).
- Zeng, Z., et al. Hemodynamics and anatomy of elastase-induced rabbit aneurysm models: similarity to human cerebral aneurysms. AJNR Am J Neuroradiol. 32, 595-601 (2011).
- Macdonald, R. L., Wallace, M. C., Montanera, W. J., Glen, J. A. Pathological effects of angioplasty on vasospastic carotid arteries in a rabbit model. J Neurosurg. 83, 111-117 (1995).
- Nakai, K., Numaguchi, Y., Moritani, T. Vasospasm model of a rabbit common carotid artery for endovascular research. Acad Radiol. 9, 270-275 (2002).
- Zaragoza, C., et al. Animal models of cardiovascular diseases. J Biomed Biotechnol. 2011, 497841 (2011).
- Baumgartner, C., Brandl, J., Munch, G., Ungerer, M. Rabbit models to study atherosclerosis and its complications – Transgenic vascular protein expression in vivo. Prog Biophys Mol Biol. 121 (2), 131-141 (2016).
- Wang, K., et al. Three-Layered PCL Grafts Promoted Vascular Regeneration in a Rabbit Carotid Artery Model. Macromol Biosci. 16 (4), 608-618 (2016).
- Schachner, T., Laufer, G., Bonatti, J. In vivo (animal) models of vein graft disease. Eur J Cardiothorac Surg. 30, 451-463 (2006).
- Dornas, W. C., Oliveira, T. T., Augusto, L. E., Nagem, T. J. Experimental atherosclerosis in rabbits. Arq Bras Cardiol. 95 (2), 272-278 (2010).
- Graur, D., Duret, L., Gouy, M. Phylogenetic position of the order Lagomorpha (rabbits, hares and allies). Nature. 379 (6563), 333-335 (1996).
- Yanni, A. E. The laboratory rabbit: an animal model of atherosclerosis research. Lab Anim. 38, 246-256 (2004).
- Miao, C. H., et al. Inclusion of the hepatic locus control region, an intron, and untranslated region increases and stabilizes hepatic factor IX gene expression in vivo but not in vitro. Mol. Ther. 1, 522-532 (2000).
- Wen, S., Graf, S., Massey, P. G., Dichek, D. A. Improved vascular gene transfer with a helper-dependent adenoviral vector. Circulation. 110, 1484-1491 (2004).
- Schlaeger, T. M., et al. Uniform vascular-endothelial-cell-specific gene expression in both embryonic and adult transgenic mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 94 (7), 3058-3063 (1997).
- Cowan, P. J., et al. Targeting gene expression to endothelial cells in transgenic mice using the human intercellular adhesion molecule 2 promoter. Transplantation. 62 (2), 155-160 (1996).
- Sehara, Y., et al. Persistent Expression of Dopamine-Synthesizing Enzymes 15 Years After Gene Transfer in a Primate Model of Parkinson’s Disease. Hum Gene Ther Clin Dev. 28, 74-79 (2017).
- Tangirala, R. K., et al. Regression of atherosclerosis induced by liver-directed gene transfer of apolipoprotein A-I in mice. Circulation. 100, 1816-1822 (1999).
- Benoit, P., et al. Somatic gene transfer of human ApoA-I inhibits atherosclerosis progression in mouse models. Circulation. 99, 105-110 (1999).
- Raper, S. E., et al. Fatal systemic inflammatory response syndrome in a ornithine transcarbamylase deficient patient following adenoviral gene transfer. Mol Genet Metab. 80, 148-158 (2003).
- Wacker, B. K., Dronadula, N., Zhang, J., Dichek, D. A. Local Vascular Gene Therapy With Apolipoprotein A-I to Promote Regression of Atherosclerosis. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 37, 316-327 (2017).
- Brunetti-Pierri, N., et al. Transgene expression up to 7 years in nonhuman primates following hepatic transduction with helper-dependent adenoviral vectors. Hum Gene Ther. 24, 761-765 (2013).
- Rome, J. J., et al. Anatomic barriers influence the distribution of in vivo. gene transfer into the arterial wall. Modeling with microscopic tracer particles and verification with a recombinant adenoviral vector. Arterioscler Thromb. 14, 148-161 (1994).
- Cunningham, K. S., Gotlieb, A. I. The role of shear stress in the pathogenesis of atherosclerosis. Lab Invest. 85, 9-23 (2005).
- Brodbelt, D. Perioperative mortality in small animal anaesthesia. Vet J. 182, 152-161 (2009).
- Schulick, A. H., Dong, G., Newman, K. D., Virmani, R., Dichek, D. A. Endothelium-specific in vivo gene transfer. Circ Res. 77, 475-485 (1995).
- Vassalli, G., Agah, R., Qiao, R., Aguilar, C., Dichek, D. A. A mouse model of arterial gene transfer. Antigen-specific immunity is a minor determinant of the early loss of adenovirus-mediated transgene expression. Circ Res. 85, 25-32 (1999).
- Schneider, D. B., Fly, C. A., Dichek, D. A., Geary, R. L. Adenoviral gene transfer in arteries of hypercholesterolemic nonhuman primates. Hum Gene Ther. 9, 815-821 (1998).
- Newman, K. D., et al. Adenovirus-mediated gene transfer into normal rabbit arteries results in prolonged vascular cell activation, inflammation, and neointimal hyperplasia. J Clin Invest. 96, 2955-2965 (1995).
- Jiang, B., et al. Helper-dependent adenovirus is superior to first-generation adenovirus for expressing transgenes in atherosclerosis-prone arteries. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 31, 1317-1325 (2011).
- Gruchala, M., et al. Gene transfer into rabbit arteries with adeno-associated virus and adenovirus vectors. J Gene Med. 6, 545-554 (2004).
- Lee, Y. T., et al. Mouse models of atherosclerosis: a historical perspective and recent advances. Lipids Health Dis. 16, 12 (2017).
- Manning, M. W., Cassi, L. A., Huang, J., Szilvassy, S. J., Daugherty, A. Abdominal aortic aneurysms: fresh insights from a novel animal model of the disease. Vasc Med. 7, 45-54 (2002).
- Lai, C. H., et al. Recombinant adeno-associated virus vector carrying the thrombomodulin lectin-like domain for the treatment of abdominal aortic aneurysm. Atherosclerosis. 262, 62-70 (2017).
- Tan, P. H., et al. Antibody targeted gene transfer to endothelium. J Gene Med. 5, 311-323 (2003).
- Nicklin, S. A., White, S. J., Nicol, C. G., Von Seggern, D. J., Baker, A. H. In vitro and in vivo characterisation of endothelial cell selective adenoviral vectors. J Gene Med. 6, 300-308 (2004).
- White, K., et al. Engineering adeno-associated virus 2 vectors for targeted gene delivery to atherosclerotic lesions. Gene Ther. 15, 443-451 (2008).
- Kaliberov, S. A., et al. Retargeting of gene expression using endothelium specific hexon modified adenoviral vector. Virology. 447, 312-325 (2013).
- Schulick, A. H., et al. Established immunity precludes adenovirus-mediated gene transfer in rat carotid arteries. Potential for immunosuppression and vector engineering to overcome barriers of immunity. J Clin Invest. 99, 209-219 (1997).
- Hollingdale, M. R., Sedegah, M., Limbach, K. Development of replication-deficient adenovirus malaria vaccines. Expert Rev Vaccines. 16, 261-271 (2017).
