Summary
In situ bioindications permettre la détermination de l’aptitude d’un environnement pour les espèces de moules en voie de disparition. Nous décrivons deux méthodes fondées sur l’exposition juvénile de moules de perles d’eau douce dans des cages dans les habitats de la rivière oligotrophes. Ces deux méthodes sont implémentées dans les variantes pour les eaux libres et des milieux aquatiques hyporhéique.
Abstract
Connaissance de la qualité de l’habitat des moules d’eau douce est une étape importante pour la conservation de ce groupe d’espèces en voie de disparition. Les auteurs décrivent un protocole pour les tests in situ pour mineurs de l’exposition dans les bassins de la rivière oligotrophes sur des périodes d’un mois et trois mois. Deux méthodes (dans les deux modifications) sont présentées afin d’évaluer le taux de croissance et la survie juvénile. Les méthodes et les modifications diffèrent en valeur pour la localité de bioindication et chacune a ses avantages, mais aussi les limites. La méthode cage sable fonctionne avec un grand nombre d’individus, mais seulement des individus sont mesurées et les résultats sont évalués en vrac. Dans la méthode cage de maille, les individus doivent être tenues et mesurés séparément, mais un faible nombre d’individuel est évalué. La modification de l’exposition eau libre est relativement facile à appliquer ; Il montre la croissance des juvéniles potentiels de sites et peut également être efficace pour les essais de toxicité de l’eau. La modification de l’exposition dans les lits a besoin d’une charge de travail élevée mais est plus proche des conditions du milieu naturel et juvénile, et il vaut mieux pour avoir signalé la pertinence véritable des localités. En revanche, plus de répétitions sont nécessaires dans cette modification en raison de sa variabilité d’environnement haute-hyporhéique.
Introduction
L’exposition des organismes expérimentales in situ avec l’évaluation ultérieure de leur condition est une façon possible d’obtenir des informations sur la qualité de l’environnement et (surtout) l’adéquation du site pour une espèce. Dans animaux, telle une bioindication s’applique principalement aux petits invertébrés qui sont capables de vivre dans un espace délimité limité. Jeunes stades de mollusques bivalves (Bivalvia) sont un tel organisme approprié groupe1.
Les bivalves de la famille des Unionidae sont une composante très importante des écosystèmes aquatiques2. Cependant, ces espèces sont souvent gravement menacées, en particulier dans les ruisseaux et rivières. Certains d'entre eux sont caractérisés comme « espèce parapluie » dont la conservation est étroitement liée à la conservation du biotope tout cours d’eau et qui nécessitent une vaste approche3. Ces animaux ait un cycle de vie associé à plusieurs composantes environnement, de l’eau chimie4,5 aux changements dans les populations de poissons qui servent de larves de moules hôtes6. Parce que les juvéniles de moules représentent souvent une phase critique du cycle de vie des moules, la pertinence du site pour leur développement à ce stade est cruciale pour un développement de population des espèces réussie dans une localité.
La moule perlière d’eau douce (FWPM, Margaritifera margaritifera ; Unionida, Bivalvia) est un danger critique d’extinction bivalves se produisant dans des ruisseaux oligotrophes européens. Leurs numéros ont chuté drastiquement durant le 20ème siècle dans le secteur de l’accident. Il semble que le déclin actuel dans la reproduction des espèces dans la plupart des populations européennes centrales est principalement causé par très faible à nulle survie des juvéniles pendant les premières années de leur vie. Il est supposé que FWPMs juvéniles vivent depuis de nombreuses années dans le peu profond hyporhéique zone7, dont les conditions et leur variabilité ne sont toujours pas bien décrites. Par ailleurs, avant sa deuxième année de vie, les juvéniles ont seulement une dimension d’environ 1 mm, donc ils sont très difficiles à trouver en grandes quantités de sédiments sous des conditions naturelles,8. Expériences avec des juvéniles en captivité sont donc nécessaires pour l’étude de leur écologie.
Au sein du tchèque Plan d’Action pour les moules de perle d’eau douce9, il y a des milliers de mineurs hausse chaque année d’un programme d’élevage semi-naturel. Néanmoins, il y a une question dont localités et habitats sont adaptés pour le soutien de la population réussie par ces jeunes ou pour la réintroduction de l’espèce éventuelle. In situ bioindications présenter un moyen de trouver la réponse.
Malgré le fait que les taux de survie incompatible de moules juvéniles dans les cages d’exposition ont été observés dans certaines œuvres antérieures qui ont mis en doute la pertinence des moules juvéniles comme bioindicateurs10, plusieurs études récentes ont confirmé la applicabilité des méthodes d’exposition juvénile pour la qualité de l’eau essai11,12,13. En outre, il a été démontré que plusieurs facteurs doivent être considérés lors de l’interprétation des résultats de ces études particulières, telles que l' origine stock14 et les effets persistants des larves conditions15.
Il se pose la question de comment installer juvéniles expérimentales dans des localités testées et comment mieux évaluer leur condition. La première application rigoureuse des méthodes d’exposition in situ avec FWPMs juvéniles a été publiée par Buddensiek,16. Juvénile FWPM individus ont été gardés dans les carreaux de la feuille, exposés dans l’eau à écoulement libre, des cours d’eau, et leur survie et la croissance ont été quantifiés après plusieurs semaines d’exposition. L’approche a été développée à l’origine comme une méthode de reproduction semi-artificielle, mais l’auteur a également souligné son applicabilité pour l’évaluation des besoins de l’espèce et de la qualité de l’eau. Bien que la survie des jeunes FWPM est naturellement très faible sur une échelle de mois/années et seulement un très petit nombre d’animaux survivent, le taux de survie peut être un bon marqueur de l’effet environnemental sur une échelle de plusieurs semaines16. Au cours des années de recherche, méthodes d’exposition ont été élaborées à la suite de cale expérimental moules juvéniles en amont des habitats et d’évaluer leur taux de croissance et de survie ; Il s’agit de boîtes à sable17, silos moule basés sur un principe de remontée d’eau18et divers autres cages (résumées par la gomme et ses collègues) exposition11. Parce que les mineurs se produisent naturellement dans la zone hyporhéique peu profond7, l’application de dispositifs expérimentaux dans le fond du cours d’eau est très souhaitable.
Dans notre article, nous décrivons l’utilisation de deux appareils d’exposition pour FWPMs : J’ai) modification des carreaux de la feuille Buddensiek (« cages en treillis ») permettant aux bioindication essais dans des conditions de hyporthéique ; et ii) boîtes Hruška sableux (« cages de sable »). Le protocole décrit l’application de ces deux méthodes dans des conditions de l’eau et hyporhéique ouvertes (c'est-à-direquatre variantes d’exposition sont décrites). Les méthodes ont été progressivement modifiés et étendus sur plus de 15 années d’application dans le Plan d’Action du tchèque pour moule de perle d’eau douce9 et vérifiées par une série d’expériences.
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Protocol
1. Cage de maille
Remarque : Voir la Figure 1.
- Préparer du matériel
- Préparer le matériel pour la partie dans un laboratoire de l’expérience : ~ 1-2 L de la rivière de l’eau par maille cage, cages en treillis (1 corps en plastique, 2 couvercles en plastique, 2 feuilles de spéciales techniques tamis avec 340 µm pores, 4 vis et 4 écrous par cage), pinces , pipettes Pasteur, une passoire, un appareil photo numérique, une clé, une trinoculaire microscope stéréo zoom, une grille de calibrage (microscope appareils), 5 boîtes de Pétri de 50 mm de diamètre, béchers, 2 plats en plastique de dissection (~ 25 cm x 15 cm x 3 - 5 cm) et une boîte en plastique.
- Pour effectuer l’installation hyporthéique, préparer un tuyau en caoutchouc et un maillage de 100 µm-pore et un vaporisateur. Pour la construction de l’appareil, voir supplémentaire 1 fichier : S.1. Construction de cages de maille.
- Assembler le fond et la partie centrale des cages en treillis. Assembler la partie de la cage qui retient les individus. Insérez un couvercle en plastique, puis une feuille de plastique de tamis, et enfin les principaux corps sur le dessus. Utilisez quatre boulons pour fixer.
- Préparer le matériel biologique
- Mettre la cage de maille dans le récipient en plastique contenant de l’eau de la rivière. Veiller à ce que les chambres sont moitié plein. Prendre les juvéniles FWPM (voir supplémentaire 1 fichier : art.6. Matériel biologique) hors de la zone d’isolation thermique et les mettre dans la boîte de Pétri.
Remarque : S’assurer que les changements brusques de température ne dépassent pas ~ 2 ° C. - À l’aide d’un vaporisateur et le tamis, crible les juvéniles pour dégager les détritus.
- Mettre la cage de maille dans le récipient en plastique contenant de l’eau de la rivière. Veiller à ce que les chambres sont moitié plein. Prendre les juvéniles FWPM (voir supplémentaire 1 fichier : art.6. Matériel biologique) hors de la zone d’isolation thermique et les mettre dans la boîte de Pétri.
- Mettre en place le microscope et la caméra. Effectuer un calibrage des instruments (voir une fichier1 complémentaire : S. 5. Microscope et Phototechnique). Placez une boîte de Pétri contenant un peu d’eau sous le microscope.
- Mettre les jeunes dans des cages (travaux de laboratoire expérimental)
- Utiliser une pipette Pasteur pour enlever une personne d’une boîte de Pétri et placez-le soigneusement dans la boîte de Pétri sous le microscope.
- Vérifier la condition physique de l’individu en regardant dans l’oculaire (~ 40 un grossissement de X).
Remarque : Remise en forme « Bon » signifie que l’individu se déplace, fait pivoter d’un côté à l’autre, pousse le pied hors de la coquille, etc. enlever mort ou faible aptitude individus avec un Pasteur pipette et placez-les dans un séparé Pétri (juvéniles FWPM avec un ouvert Shell, aucun mouvement, le pied n'est pas sorti, une coquille fragmentée, mineurs qui flottent incontrôlable dans l’eau, une décomposition visible de la coquille, décalcification partielle). - Prendre deux photos d’un FWPM individuel montrant la bonne remise en forme à l’aide d’un grossissement constant de ~ 80 X. Voir complémentaire fichier 1 : S.5. Microscope et Phototechnique. Enregistrer les photos.
Remarque : Pour une bonne mesure de sa longueur, le mineur doit être posé sur la longueur (vue latérale). L’objectif principal est de prendre une photo de haute qualité de la longueur maximale de la coquille assez bonne pour permettre une analyse de l’image par la suite. - Insérez le mineur dans le compartiment approprié dans la cage dès que les photos sont prises. Enregistrer les numéros des photos et de la chambre.
- Répétez cette étape avec chaque individu pour toutes les chambres utilisées dans la cage de la maille.
Remarque : voir supplémentaire 1 fichier : S.1. Construction de cages de maille. - Une fois que toutes les chambres utilisées ont des moules perles, ébauché le tamis en plastique de la cage, puis doucement ébauché le couvercle en plastique et fixez toutes les pièces avec les écrous.
- Dans le cas d’une installation dans une zone hyporhéique, passez un des extrémités du tuyau dans une des chambres et le fixer dans cette position, puis prendre la maille anti-colmatage et liez-le à l’extrémité inférieure (voir supplémentaire 1 fichier : S.1. Construction de cages de maille).
- Juvéniles de magasin
- Mettre la cage dans la boîte en plastique avec l’eau de la rivière, de sorte que les juvéniles sont entièrement immergés et gardez-le dans la thermobox. Avant l’installation, laisser les jeunes s’adaptent à la température in situ rivière l’eau sur le lieu d’installation (progressive refroidissement, max. 5 ° C en 24 h).
- Installer des cages en treillis
- Préparer le matériel de terrain, y compris les cages en treillis avec des pointes en acier, boulons et écrous en métal, les juvéniles, une clé, enregistreurs de température sur le terrain (voir Table des matières et supplémentaire File 1 : S.4.2. Mesure des eaux), une chaîne, un appareil photo, le protocole de champ, un marteau et un chat.
- Transporter les juvéniles FWPM sur le site dans un champ thermobox (zone isolée), maintenir une température stable de l’eau avec des variations < ~ 2 ° C. Mettre la thermobox avec les cages en treillis dans la rivière sur le site pour laisser les jeunes à s’adapter à des conditions environnementales locales (pH, conductivité, etc.).
- Installer la cage de la maille.
- Retirez la cage de maille de la thermobox champ. Lui fournir deux pointes en acier et fixer l’enregistreur de données de champ. Ancrer la cage dans un habitat avec conditions typiques pour FWPMs dans la zone d’étude (par exemple, à la lisière du flux de courant principal, pas de débit d’eau direct, pas dans l’eau stagnante, pas en plein soleil).
- Pour les eaux libres, à l’aide d’une paire des pointes en acier, de fixer la cage au fond de la rivière ; couchez-le sur le côté et le niveau avec le fond de la rivière, en aval à un angle de 45° pour le débit de la rivière, vers le centre de la rivière. La partie horizontale inférieure devrait être environ de 10 à 15 cm au-dessus de la surface de fond de la rivière. Maintenir une distance minimale de 2 m entre chaque cage à une localité (voir supplémentaire 1 fichier : S.4. Cages de maintenance).
- Pour la zone hyporhéique, creuser les cages dans le fond de la rivière dans une position perpendiculaire paysage, perpendiculaire au flux de l’eau, afin que la partie horizontale supérieure de la cage est parallèle à la surface inférieure de la rivière et les chambres sont situées dans le hyporhéique profondeur doit être éprouvés. Sortir de l’extrémité supérieure du tuyau en caoutchouc au-dessus de la surface de fond pour la possibilité de l’échantillonnage de l’eau au cours de l’expérience (voir supplémentaire File 1 : S.4.2. Mesure des eaux).
Remarque : Il est recommandé d’effectuer un contrôle régulier et l’entretien sur les cages (voir supplémentaire 1 fichier : S. 4. Cages de maintenance).
- Retirez la cage de maille de la thermobox champ. Lui fournir deux pointes en acier et fixer l’enregistreur de données de champ. Ancrer la cage dans un habitat avec conditions typiques pour FWPMs dans la zone d’étude (par exemple, à la lisière du flux de courant principal, pas de débit d’eau direct, pas dans l’eau stagnante, pas en plein soleil).
- Désinstaller les cages et les juvéniles de transport après l’exposition. Pour ce faire, tirez les cages hors de l’eau, faire disparaître des sédiments fins aussi bien à partir de matériel dérivé et mettez-les dans le champ thermobox rempli d’eau de la rivière. Transporter les cages immédiatement au laboratoire et commencer l’évaluation de taux de mortalité et de la croissance.
Remarque : Consultez fichier supplémentaire 1 : art.3. Durée de l’exposition. Dans le cas d’une différence de température supérieure à 5 ° c entre les cages et l’environnement de laboratoire, il faut d’abord laisser la température à égaliser. - Évaluer l’expérience en vérifiant la vie / l’aptitude de chaque mineur (voir étapes 1.5.2 et 1.5.3) et prendre 2 images de chaque juvénile vivant dans une boîte de Pétri en utilisant un grossissement constant de ~ 80 X. Enregistrer la remise en forme et les numéros des photos et chambres.
- Compléter l’expérience (commun à toutes les méthodes)
- Effectuer les mesures dans le logiciel d’analyse image. Utiliser logiciel image d’analyse pour la détermination de taille de corps de chaque mineur évalué sur les deux images d’entrée (étape 1.5.3) et sur les images (étape 1.9). Utilisation la longueur maximale de la coquille total enregistré dans les deux photographies comme des valeurs de taille de corps en entrée et en sortie.
- Insérez les valeurs mesurées dans le processeur de la table et calculer l’incrément de croissance (%) pour chaque survivant juvénile.
- Estimer le taux de survie (%) par cage de maille en utilisant le ratio du nombre de personnes survivants à tous les individus expérimentales dans la cage de la maille.
Remarque : Après l’expérience, retourner les survivants pour le programme d’élevage
(voir supplémentaire 1 fichier : art.6. Matériel biologique).
2. Sandy Cage
Remarque : Voir la Figure 2.
- Préparer du matériel
- Préparer le matériel pour la partie dans un laboratoire de l’expérience : 2 boîtes de Pétri (diamètre ~8.5 cm), un tamis, 25 L d’eau de la rivière, pipettes Pasteur, une boîte en plastique, tamis (maille taille 1 et 2 mm), une grosse boîte en plastique (25 L), un bâti de sable (voir supplémentaire 1 fichier : ART.2. Sandy cages construction), un appareil photo numérique, un trinoculaire binoculaire stéréo zoom, une grille de calibrage (microscope appareils), tri de sable de rivière de la zone d’étude (Voir l’étape 2.1.3) et le protocole. Voir le tableau des matériaux et fichier supplémentaire 1 : S. 2. Sandy cages construction.
- Préparer le matériel pour le processus d’isolement : ronde des conteneurs (1 pour chaque cage + 1 supplémentaire), 2 boîtes de Pétri (diamètre environ 14 cm), une pipette Pasteur, loupes et 1 L d’eau de la rivière.
- Tamiser le sable de la rivière à travers un tamis de 2 mm et ensuite à travers un tamis de 1 mm pour obtenir une granulométrie de 1-2 mm. le sable sec et enregistrez-le sous une forme sèche jusqu'à leur utilisation.
- Prendre les juvéniles (voir supplémentaire 1 fichier : art.6. Matériel biologique) sur la thermobox et mettez-les dans la boîte de Pétri. À l’aide d’un vaporisateur et le tamis, crible les juvéniles pour dégager les détritus.
- Mettre en place le microscope et la caméra (voir supplémentaire 1 fichier : art.5. Microscope et Phototechnique).
- Mettre les jeunes dans des cages (travaux de laboratoire expérimental)
- Placez la cage de sable dans la boîte en plastique. Disperser le sable trié (voir étape 2.1.3) jusqu'à atteindre un tiers de la hauteur de la cage de sable. Versez l’eau dans la boîte. Assurez-vous que la surface du sable est de 10 mm en dessous du niveau de l’eau. Insérez la cage de sable dans la boîte de 25 L d’eau de la rivière et l’exposer à la même température que les FWPMs juvéniles (voir supplémentaire fichier 1 : S.6.2. Stockage de la matière biologique) pendant 12 h. Évitez toute exposition du sable au soleil.
- Prendre la boîte de Pétri avec les juvéniles FWPM préparées.
- Vérifier l’aptitude de l’individu en regardant dans l’oculaire (voir étape 1.5.2).
- Effectuer la documentation photographique comme suit. Prendre une photo de tous les individus découverts (voir étape 1.5.3) et choisissez 10 sur les plus gros individus. Vous pouvez également prendre des photos de tous les mineurs ainsi que de faible grossissement (~ 40 X) pour une évaluation en vrac et choisir les 10 plus gros individus. Enregistrer toutes les photos et d’enregistrer leurs numéros.
- À l’aide d’un vaporisateur, déplacer les juvéniles FWPM dans la cage de sable fin prête.
- Juvéniles de magasin
- Mettre la cage dans la grande boîte en plastique avec de l’eau de rivière afin que la cage est entièrement immergée et conservez-le dans la thermobox. Laissez les jeunes s’adaptent à la in situ rivière température de l’eau (progressive refroidissement, max. 5 ° C pendant 24 h) avant l’installation.
- Installer des cages sable
- Préparer le matériel pour l’installation sur le terrain : cages de sable, un champ de ~ 25 L thermobox, une pierre plate (minime 1 kg de poids), un filet (maillage au format 10 x 10 mm), un vaporisateur, enregistreurs de température de champ (voir Table des matières et supplémentaire 1 fichier : Mesure de l’eau S.4.2.), un chat et le protocole de champ.
- Transporter les cages avec les jeunes sur le site dans le champ thermobox, garder une température stable de l’eau (changement de ~ 2 ° C). Mettre la thermobox champ avec les cages de sable dans la rivière sur le site du champ de laisser les jeunes FWPM s’adapter à des conditions environnementales locales (pH, conductivité, etc.).
- Installer les cages de sable dans les habitats aux conditions typiques pour FWPMs (par exemple, au bord de l’écoulement du flux principal dans un méandre, pas de débit d’eau direct, pas dans l’eau stagnante, pas en plein soleil).
- Pour les eaux libres, fixer les cages de sable à une pierre plate à l’aide d’un filet et placez-le sur le fond de la rivière. Veiller à ce que le plus grand côté de la cage forme un angle de 45° avec le courant.
- Pour hyporthéique, creuser les cages dans le fond de la rivière perpendiculaire à l’écoulement de l’eau afin que le couvercle de la cage est au niveau de la surface inférieure de la rivière.
Remarque : Il est recommandé d’effectuer un contrôle régulier et l’entretien sur les cages (voir supplémentaire 1 fichier : S. 4. 1. contrôles du site).
- Désinstaller les cages et les juvéniles de transport après l’exposition
Remarque : voir supplémentaire 1 fichier : art.3. Durée de l’exposition.- Tirez les cages hors de l’eau, les effacer du matériel dérivé et mettez-les dans le champ thermobox rempli d’eau de la rivière.
- Transporter les cages au laboratoire et commencer l’évaluation de taux de mortalité et de la croissance.
Remarque : Dans le cas d’une différence de température supérieure à 5 ° c entre les cages et l’environnement de laboratoire, il est nécessaire de laisser les températures à égaliser.
- Juvéniles FWPM séparés de sable
- Préparer un récipient rond avec une profondeur de 50 mm (pour chaque cage séparément) et un récipient rond extra. Transférer le sable de la cage dans le récipient rond. Utiliser un mouvement tourbillonnant de laver les particules légères dans un conteneur supplémentaire.
- Goûtez le contenu de ce bac progressivement et Rechercher des juvéniles, étape par étape à l’aide d’une pipette Pasteur et une loupe. Mettre les jeunes dans la boîte de Pétri à l’aide de la pipette Pasteur. Répétez cette étape jusqu'à ce que le dernier mineur a été trouvé et puis un autre x 10 après la première constatation négative. Après chaque étape de lavage, ajouter l’eau des rivières propres à l’emballage d’origine avec du sable.
Note : Surtout après le premier lavage, correctement examiner le contenu et nettoyez-le de lest comme les sédiments fins et autres alluvions.
- Évaluer l’expérience
- Vérifier l’aptitude de chaque mineur (voir étapes 2.4.3 et 1.5.2) et compter le nombre de survivants.
- Prendre une photo (Voir l’étape 2.4.4) de chaque individu séparément, même si cela signifie ne rien aucune identité claire de chaque individu. Vous pouvez également prendre des photos en vrac et choisissez un sous-ensemble des 10 personnes mieux cultivés dans les résultats finaux.
Remarque : Les deux possibilités ont une valeur de déclaration similaire. Possibilité 1 a une limite d’une charge de travail plus élevé, mais aussi l’avantage du grossissement de la photo et donc également une plus grande précision.
- Compléter l’expérience
- Effectuer des mesures dans le logiciel d’analyse image. Compléter l’expérience comme fait dans les cages en treillis (voir étape 1.10) avec l’exception suivante : n’évaluent pas le taux de croissance (%) de chaque mineur mais évaluer le groupe dans son ensemble dans l’expérience de la cage de sable.
Remarque : Après l’expérience, les survivants doivent être retournés à la programme d’élevage
(voir S.6.1 de fichier supplémentaires. Selection d’une matière biologique).
- Effectuer des mesures dans le logiciel d’analyse image. Compléter l’expérience comme fait dans les cages en treillis (voir étape 1.10) avec l’exception suivante : n’évaluent pas le taux de croissance (%) de chaque mineur mais évaluer le groupe dans son ensemble dans l’expérience de la cage de sable.
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Representative Results
Les quatre méthodes de bioindication (cages d’eau libre sablonneux, dans les lits cages sable ouvrir les cages de treillis de l’eau et dans les lits cages en treillis) ont été utilisées pour étudier la pertinence de condition environnement pour FWPMs dans le bassin supérieur de Vltava (la forêt de Bohême, République tchèque République). Ce fleuve représente une localité résiduelle de FWPM au sein de l’Europe centrale19. Nous présentons ici un ensemble de résultats qui illustrent les aspects les plus importants des quatre méthodes spécialement sélectionnés. Plus de détails sont décrits dans une étude approfondie par Černá et al. 13.
L’environnement du fleuve a été étudié à deux niveaux :
(I) un profil longitudinal rivière étais représenté par les localités de courant principal (sites A - E) et tributaires de pollution différente stades (sites R et V). Les localités ont été testées par cages sable et cages en treillis installés dans l’eau à écoulement libre. En outre, une zone hyporhéique de gravier a été testée par au lit sablonneux cages dans les localités, B, C et D.
(II) un milieu hyporhéique a été testé dans la localité sélectionnée C. L’adéquation des différents substrats (sable, gravier, pierres) a été testée par des cages en treillis dans les lits.
Le taux de croissance et les taux de survie de > 1-year-old juvéniles (voir supplémentaire 1 fichier : art.6. Matériel biologique) ont été testés. L’expérience a été réalisée à sa pleine mesure à l’été 2014 et a été répétée dans une moindre mesure à certaines localités à l’été 2015. Au sein de niveau (I), 2-6 sandy cages avec un minimum de 100 mineurs et 6 (2014) ou 4 cages en treillis (2015) avec 6 juvéniles ont été appliqués à chaque localité testée par la méthode appropriée. Au sein de niveau (II), 7 cages en treillis avec 6 juvéniles ont été installés dans chaque environnement testé. Le temps d’exposition a été un mois pour les cages en treillis et trois mois pour les cages de sable.
L’analyse statistique a été menée dans l’affaire R, version 3.1.020. Tests de Kruskal-Wallis, Kruskal-Nemenyi et Wilcoxon-Mann-Whitney ont été utilisés. Pour les données avec une distribution normale, régression linéaire ou quadratique a été réalisée.
Les localités peuvent être clairement distinguées basé sur le taux de croissance dans les cages en treillis eau libre malgré la variabilité élevée dans la cage, même à différentes périodes de croissance favorable (Figure 3). L’exposition plus favorable à la croissance en 2015 (taux de croissance de 19,3-41,8 %), une tendance significative a été découvert dans le profil longitudinal, où le taux de croissance a augmenté en aval (test de Kruskal-Wallis, p < 0,001). Ce qui est important, le taux de survie a été élevé de façon équivalente dans les deux saisons (à partir de 83 %) (Figure 4 a).
En revanche, les cages d’eau libre sable ont montré une tendance différente entre les localités de courant principal en 2014 : le taux de croissance a augmenté en aval de la localité de A (52 %) par le biais de la localité de milieu C (153 %) et par la suite diminué à nouveau jusqu'à la localité E (46 %) (une régression quadratique des valeurs de croissance absolue : r2adj = 0,77, F2,13 = 25.66, d.f. = 16, p < 0,001). Cette tendance a également été confirmée en 2015 quand le plus grand taux de croissance a été observée à la localité moyenne C à nouveau. En outre, les valeurs de taux de croissance absolue ne diffèrent pas beaucoup entre 2014 et 2015. En revanche, le taux de survie diffère selon les années, étant beaucoup plus élevé en 2015 (de 48 % à 72 %) qu’en 2014 (environ 25 %) (Figure 4 b).
Un effet de deux méthodes différentes de l’exposition est également visible dans l’affluent polluée (localité V). Les cages sablonneux exposés ici pendant les trois mois a montré à 0 % de survie, alors qu’un taux de survie de 83 % avec une croissance a été enregistré par eau libre maille cages exposition ici durant les 30 jours.
Résultats du lit dans les cages sable illustrent des conditions différentes dans le milieu hyporhéique en comparaison de l’eau libre dans les localités concernées. Le taux de croissance a toujours été inférieur dans les sites de hyporthéique qu’en eau libre, et le taux de survie a été beaucoup plus variable (de près de 50 % à 0 %, Figure 4 b).
Une étude de microhabitats hyporhéique utilisant les cages en treillis dans les lits a montré un effet significatif de la composition du substrat sur la survie des jeunes. Nous ont enregistrées les meilleures conditions de fond pierreux saturée en oxygène (un taux de survie proche de 100 %) alors que le pire (un taux de survie des % < 40) était indiqué dans le sable mal oxygénée où a également été détectée une très forte variabilité chez les survivants. Oxygénation de l’eau hyporhéique, qui a été mesurée à plusieurs reprises au cours de l’expérience, explique cette tendance (Figure 5).
Figure 1. Bioindication maille cage avec des chambres individuelles. Voir 1 de fichier supplémentaire pour plus de détails. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2. Cage de bioindication sable. Voir 1 de fichier supplémentaire pour plus de détails. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3. Variabilité individuelle dans les taux de croissance des juvéniles enregistré par cages de treillis d’eau libre dans les localités B et E durant deux saisons. Les moyens et la déviation standard sont décrits pour chaque cage de maille. Les valeurs sont basées sur la mesure de 6 mineurs (ou juvéniles de 4-5 si le taux de mortalité > 0 %) dans chaque cage de maille.
Figure 4. Résultats d’exemple d’une champ bioindication expérimentent avec des cages de treillis et sandy. (A), ce panneau affiche exemple résultats d’une expérience de bioindication de champ avec cages en treillis. Un total de 6 localités (B, C, D, E, R et V) dans le bassin versant de la rivière Vltava ont été testées à 2 reprises (en 2014 et 2015). Le temps d’exposition était de 30 jours durant la saison estivale. Les localités de B - E représentent (dans l’ordre) un profil longitudinal d’un tronçon d’environ 20 km de cours d’eau principal de la rivière. Localités, R et V représentent des profils des 2 affluents. Chapiteaux marque la même localité dans panneau (A) et (B). Toutes les villes ont été testés avec cages de treillis d’eau libre. En outre, localité C a également été testée à l’aide de cages en treillis dans les lits installés dans 3 différents types de lit de la rivière (Cs = sable, Cg = gravier, Cst = pierres) en 2014. Les cages ont été installées dans les 4-7 les réplications à chaque site. 6 jeunes de moule perlière d’eau douce de 1 ans et plus ont été utilisées par cage de maille. Le taux de croissance moyen est marqués pour les 3 plus gros individus (3 MAX) de chaque cage de maille testés (colonnes, axe gauche) et le taux de survie moyen par cage de maille (points bleus, axe de droite). (B), cet exemple montre de panneau découle une champ bioindication expérimente avec des cages de sable. Une localités of7 total (A, B, C, D, E, R et V) dans le bassin versant de la rivière Vltava ont été testées sur à 2 reprises (en 2014 et 2015). Le temps d’exposition était de 3 mois pendant la saison estivale. Sites A - E représentent (dans l’ordre) un profil longitudinal d’une longue étendue d’environ 30 km de cours d’eau principal de la rivière. Sites de R et V représentent des profils des 2 affluents. Chapiteaux marque la même localité dans cela et dans le panneau précédent. Toutes les villes ont été testés avec des cages ouvertes eau sable. En outre, localités, B, C et D ont aussi été testés à l’aide de dans-lit sablonneux cages installées dans le support en lit de rivière gavel (Bg, Cg et Dg) en 2014. Les cages ont été installées dans 2-4 les réplications à chaque site. Au moins 100 mineurs de moule perlière d’eau douce étaient présents dans chaque cage de sable. Le taux de croissance moyen pour les 10 plus gros individus (MAX 10) de chaque cage de sable testée (colonnes, axe gauche) et le taux de survie moyen par cage de sable (points bleus, axe de droite) sont marqués. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 5. Saturation en oxygène. Ce panneau montre la relation entre les valeurs minimales de saturation en oxygène plus de 30 jours d’exposition de cages de treillis et le taux de survivant par cage dans des cages en treillis dans les lits exposés dans des microhabitats différents lit en 2014. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
| 2014 | 2015 | |||
| localité | exposition de 3 mois de sable cages | 1 mois exposition de cages en treillis | exposition de 3 mois de sable cages | 1 mois exposition de cages en treillis |
| A | 13,9 | - | - | - |
| B | 14.4 | 13.4 | 13,9 | 17.5 |
| C | 15 | 13,8 | 14.4 | 18.3 |
| D | 15 | 13,8 | 14.3 | 18.3 |
| E | 15.5 | 14 | - | 18,7 |
| R | 13.5 | 12,8 | - | - |
| V | 14 | 13.2 | - | - |
Le tableau 1. Les eaux de surface moyenne température (° C) dans les localités au cours de l’exposition en 2014 et 2015.
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Discussion
Temps d’exposition :
Même un mois exposés maille cages Voir l’une croissance visible, reflétant des différences entre les localités (Figure 3), afin qu’ils soient très utilisables pour la détection rapide et facile d’une caractérisation de la localité. Néanmoins, la pertinence des résultats dépend de l’État à court terme des conditions, qui peut osciller. En particulier, des pluies courtes peuvent jouer un rôle. En revanche, la pollution épisodique imprévisible ne peut pas toujours être inscrit. Dans la localité V (Figure 4 a), analyse de chimie de l’eau a détecté une onde courte d’ammonium solide augmentation13. C’était probablement responsable de la mortalité dans les cages de sable exposés trois mois mais n’a pas affecté les cages en treillis apparentes de 30 jours.
Variations de température peuvent également affecter les résultats de l’exposition à court terme. La température moyenne d’un mois pendant l’exposition cage maille diffère entre les années (tableau 1). Le taux de croissance varie également où des températures plus élevées étaient accompagnées par des taux de croissance plus élevés (Kruskal-Wallis test p < 0,001). En revanche, la température moyenne aux mêmes endroits au cours de l’exposition de trois mois sable cage était très semblable dans les deux ans (tableau 1) et le taux de croissance ne diffère pas significativement (Figure 4 b).
Avantages et défauts des méthodes décrites :
Une exposition de l’eau libre est relativement facile à réaliser mais est d’une utilité limitée pour habitat bioindication. La méthode de cages de treillis d’eau libre est relativement anciens16 et a été utilisée à plusieurs reprises avec des modifications mineures10,11,12,13,21,22 , 23. Néanmoins, ces cages ne sont pas limités par l’oxygène, dont le déficit est probablement à l’origine de nombreux décès de mineurs dans des conditions hyporhéique. Ainsi, cages en treillis eau libre peuvent montrer bon développement même dans les localités avec une mortalité accrue et un chute du taux de croissance dans des cages d’eau libre sable (localité E) ou un taux de mortalité de 100 % dans au lit sablonneux cages, comme dans la localité D en 2014 (Figure 4 b). Apparemment, les cages en treillis eau libre montrent une localité croissance potentielle, mais c’est peut-être pas réaliste car elle dépend de la disponibilité réelle de microhabitats hyporhéique dans une localité. Parce que les cages en treillis eau libre ont la capacité de survie élevé (Figure 4 a), même jusqu'à un taux de survie de 100 %13, ils peuvent bien servir pour la bioindication de toxicité chronique (ou toxicité aiguë si on s’attend à un moment donné). En outre, ils peuvent être une présence de source alimentaire utile stable dans une certaine mesure.
Comme une méthode nouvelle et rare, les cages d’eau libre sable mieux simulent les conditions d’habitat hyporhéique. Mouvement des jeunes entre les grains de sable est possible dans cet appareil, ce qui contribue à réduire la croissance de biofilm sur la coquille juvénile. Un manque d’oxygène hyporhéique peut être causée par l’activité des microbes colonisant les grains de sable ; cet effet peut se produire également en partie dans des cages placées au-dessus d’un fond de la rivière. Néanmoins, en raison de la nécessaire un nettoyage périodique de colmatage matériel dérive d’une cage, les sédiments fins sont également supprimées et donc les conditions sont modifiées par rapport à l’habitat naturel hyporhéique. Ainsi, le taux de croissance peut également considérer que la croissance de la localité potentiel dans des cages ouvertes eau sable. Cependant, c’est plus proche de qualités réelles localité qu’en eau libre de la maille cages. Par conséquent, les gradients de taux de croissance longitudinale enregistrées par sable cages (Figure 4 b) aussi semblent être plus plausible et indiquer un tronçon de rivière plus approprié. Par ailleurs, dans des cages de sable fin, la possibilité des juvéniles et des sub-adultes de reproduction jusqu'à la maturité sexuelle est vérifié9, donc sable cages peuvent servir simultanément une méthode sûre pour l’élevage et la biosurveillance.
Cages de Sandy et cages en treillis placés dans la position au sein de lits sont les plus proches des conditions réelles dans un hyporthéique peu profonde. En permettant le mouvement du mineur, cages de sable, en particulier, offrent tous les deux un gradient vertical et horizontal de plusieurs centimètres à l’échelle. Cette capacité de se déplacer peut être très importante pour échapper temporaires oxygène micro-zones. Cette possibilité est absente dans le lit au sein de la maille des cages. Par conséquent, un nombre relativement élevé d’unités de bioindication est nécessaire, parce que les conditions hyporhéique sont très variable13,24 (Figure 5) et de pertes dues à un emplacement inadapté sont communs.
En résumé, les méthodes de bioindication utilisées dans cette recherche correspondent aux présumés des conditions naturelles juvéniles dans l’ordre suivant :
1. Ouvrez l’eau cages en treillis,
2. ouvrir les cages de sable de l’eau,
3. cages en treillis dans les lits,
4. sable cages dans les lits.
La charge de travail par unité augmente dans le même ordre. En outre, le nombre de mineurs nécessaire à une analyse statistique des résultats obtenus augmente lors d’une exposition au sein de lits trop. Il semble que les dans les lits cages sable représentent un plus cher, mais la méthode exacte bioindication. Cette nouvelle méthode a besoin de plus stable à l’avenir et comparaison avec d’autres types d’études hyporhéique basée sur le piézomètre Mensurations25,26. En particulier, il est nécessaire d’étudier le degré de similitude en utilisant une sonde directement mesurer les conditions physico-chimiques dans les cages et dans le milieu hyporhéique environnant.
Le nombre d’individus mesurés dans une cage :
Par rapport aux cages de maille, il n’est pas possible de mesurer l’incrément de croissance des juvéniles spécifiques dans des cages de sable comme il n’y a aucune information sur quel individu de l’ensemble d’entrée est que l'on dans la sortie. Il est nécessaire de travailler avec une valeur moyenne. Si compté pour tous les individus, cette valeur peut être très faible en raison du nombre de spécimens de croissance très lente ; Cependant, quelques individus peuvent se développer très rapidement (cavaliers de croissance). Une telle croissance inégale est typique pour les moules,27. La variabilité de la croissance chez les jeunes augmente avec l’augmentation des temps d’exposition et de grandes différences peuvent se produire, en particulier dans les saisons de croissance favorable. En outre, une longue exposition conduit aux taux de mortalité importante dans les cages en treillis (pour une revue, voir Lavictoire, Moorkens, Ramsey, Sinclair et Sweeting28), donc nous pouvons travailler avec un nombre significativement plus faible de personnes à la fin de l’expérience par rapport à la d’entrée de jeu des mineurs. Mesurant seulement les juvéniles plusieurs succès grandissant est une méthode possible.
L’expérience de l’élevage de FWPM dans le Plan d’Action de la tchèque pour moule de perle d’eau douce9,29, ainsi que les résultats des expériences sur mer bivalves30,31, suggère que mineurs déficients en croissance les bivalves ont un taux de mortalité élevé, et il n’y a qu’une chance négligeable de leur vie à l’échéance. En revanche, les cavaliers de la croissance ont un taux de survie plus élevé et ils sont indispensables pour un rétablissement de la population. Le paramètre 10 MAX (les 10 plus rapidement de plus en plus personnes) tienne compte des cavaliers de croissance et d’augmenter la valeur informative de l’expérience, même si le taux de mortalité élevé se déroule (Figure 4 b, saison 2014). Il est à noter que l’estimation de la croissance obtenue par cette méthode ne peut pas être un faux positif. Il peut seulement être légèrement sous-estimée parce que bon nombre des plus jeunes à la fin de l’expérience auraient poussé un peu plus dans ce cas. En outre, la charge de travail est inférieure si seulement 10 individus sont évalués. De même, une mesure de trois personnes au maximum en pleine croissance (MAX 3) s’est avérée appropriée dans les cages en treillis, éliminer l’influence des individus croissance lente, non-point de vue, ce qui pourrait biaiser l’image réelle du potentiel de croissance de site.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Michal Bílý et Ondřej P. Simon ont été pris en charge par des subventions de l’Université tchèque des sciences de la vie [Agence de subvention interne de faculté des Sciences environnementales, CULS Prague (42110 1312 3175 (20164236))]. Soutien pour Karel Douda provient de la Fondation tchèque pour la Science (13-05872S). Données sur la bioindication et l’occurrence actuelle de perles moules ont été collectées au cours de la mise en œuvre du Plan d’Action tchèque pour les moules d’eau douce de perle géré par l’Agence de Conservation de Nature de la République tchèque, qui est financé par le gouvernement de la République tchèque et est disponible à
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| biological material maintenance and care | |||
| Freshwater pearl mussel juveniles | any | NA | from a FWPM breeding programme |
| plastic boxes | any | NA | |
| thermobox | MERCI | 212,070,600,030 | There are many possibilities. This is one example only. |
| field thermobox (ca25 l) | any | NA | cold box (insulated box) commonly used for food transport |
| river water | any | NA | |
| Petri dishes | any | NA | |
| plastic Pasteur pipettes with balloon bulb (droppers) | any | NA | hole diameter 1 mm |
| hydrogen peroxide | any | NA | |
| plastic container (ca 50 l) for river water | any | NA | |
| plastic tea strainer | any | NA | commonly used in kitchen |
| mesh cages construction | |||
| main plastic bodies | any | NA | |
| plactic covers | any | NA | |
| special technical sieves 340 µm | Silk &Progress | UHELON 20 T | |
| special technical sieves 100 µm | Silk &Progress | UHELON 67 M | |
| rubber hose (diameter 5.5 mm) | any | NA | |
| steel bolts | any | NA | |
| steel nuts | any | NA | |
| spanner | any | NA | |
| steel spikes | any | NA | |
| pliers | any | NA | |
| beakers | any | NA | |
| plastic dishes (ca. 25x15x3-5cm) | any | NA | |
| squirt bottle | any | NA | |
| field protocols | any | NA | |
| stationery | any | NA | |
| plastic container | any | NA | |
| string | any | NA | |
| hammer | any | NA | |
| sandy cages construction and use | |||
| sieve 1 mm | any | NA | |
| sieve 2 mm | any | NA | |
| special technical sieves 340 µm | Silk &Progress | UHELON 20 T | |
| plastic boxes with tight-fitting lid | any | NA | |
| hot melt adhesive | any | NA | |
| plastic box (ca 250 x 150 x 100 cm) | |||
| big plastic box (ca 25 l) | any | NA | |
| flat stone | any | NA | |
| net | any | NA | |
| river sand | any | NA | |
| round containers | any | NA | |
| magnifying glasses | Carson | Carson CP 60 | There ar many possibilities. This is one example only |
| cages installation and maintenance | |||
| field temperature dataloggers | ONSET | UA-001-64 | http://www.onsetcomp.com/products/data-loggers/ua-001-64 |
| spade | any | NA | |
| toothbrush | any | NA | |
| experiment evaluation | |||
| trinocular dissecting zoom stereo microscope | Bresser optic | ICD 10x-160x | There are many possibilities. This is one example only. |
| digital camera/ electronic eyepiece | Bresser optic | MikroCamLab 5M | There are many possibilities. This is one example only. |
| Calibration gird | Am Scope | SKU: MR100 | There are many possibilities. This is one example only. |
| external power source with two movable light guides | Arsenal | K1309010150021 | There are many possibilities. This is one example only. |
| Image software | ImageJ software | There are many possibilities. This is one example only. | |
| table processor | MS excel | There are many possibilities. This is one example only. |
References
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