Screening af bomuld genotyper for Reniform nematode resistens
Summary
Her præsenteres en protokol for den hurtige ikke-destruktive screening af bomulds genotyper for reniform fyrretræsnematoden resistens. Protokollen indebærer visuelt at undersøge rødderne af nematode-inficerede bomuld frøplanter til at bestemme infektion respons. Den vegetativt shoot fra hver plante er derefter formeret til at inddrive planter til frøproduktion.
Abstract
En hurtig ikke-destruktiv reniform fyrretræsnematoden (rotylenchulus reniformis) screening protokol er nødvendig for udviklingen af resistente bomuld (Gossypium Dueurt) sorter til at forbedre fyrretræsnematoden forvaltning. De fleste protokoller omfatter udvinding af vermiform-nematoder eller æg fra bomuldsrodsystemet eller pottejord til bestemmelse af befolkningstæthed eller reproduktions hastighed. Disse tilgange er generelt tidskrævende med et lille antal genotyper evalueret. En alternativ fremgangsmåde er beskrevet her, hvor Rodsystemet er visuelt undersøgt for fyrretræsnematoden infektion. Protokollen involverer inokulerende bomuldsfrøning 7 dage efter plantning med vermiform nematoder og bestemme antallet af hunner fastgjort til rodsystemet 28 dage efter inokulation. Data udtrykkes som antallet af hunner pr. gram frisk rodvægt til justering for variation i rodvækst. Protokollen giver en glimrende metode til vurdering af Host-Plant resistens i forbindelse med fyrretræsnematoden evne til at etablere en infektion site; resistens, der hæmmer fyrretræsnematoden reproduktion, vurderes dog ikke. Som med andre screening protokoller, er variation almindeligvis observeret i fyrretræsnematoden infektion blandt individuelle genotyper inden for og mellem eksperimenter. Der fremlægges data til illustration af, hvor mange variationer der er observeret ved hjælp af protokollen. For at justere for denne variation, er kontrol genotyper inkluderet i eksperimenter. Ikke desto mindre, protokollen giver en enkel og hurtig metode til at evaluere Host-Plant modstand. Protokollen er blevet anvendt med succes til at identificere resistente tiltrædelser fra G. arboreum kimplasma indsamling og evaluere adskilte populationer af mere end 300 individer til at bestemme genetik af resistens. En vegetativ formering metode til at inddrive planter til resistens avl blev også udviklet. Efter fjernelse af rodsystemet til fyrretræsnematoden evaluering, er den vegetativt shoot genplantet for at tillade udvikling af et nyt rodsystem. Mere end 95% af skuddene typisk udvikle et nyt rodsystem med planter nå modenhed.
Introduction
Rotylenchulus reniformis (Linford og Oliveira), almindeligvis benævnt reniform fyrretræsnematoden, er en af de vigtigste parasitære fyrretræsnematoden arter, der findes i jord i det sydøstlige USA1,2,3. Fyrretræsnematoden er et obligat, stillesiddende semi-Endoparasite, der kræver en værtsplante for at fuldføre sin livscyklus2,4. Vermiform preadult Female kartoffelcystenematoder trænge ind i værts roden system til at etablere en fodring sted i stele2,3. Som fyrretræsnematoden feeds og modnes, vil den bageste del forbliver uden for værten roden svulme på ægproduktion, danner en karakteristisk nyre form (figur 1). Rotylenchulus reniformis er i stand til at fodre på rodsystemet af mere end 300 plantearter, herunder bomuld4. Upland bomuld (Gossypium Dueurt L.) er almindeligt dyrket i det sydøstlige USA, men manglen på R. reniformis resistente sorter hindrer fyrretræsnematoden Management2,3. Der er anvendt forvaltningsstrategier såsom nematicid behandling og rotation med ikke-værts afgrødearter til at reducere jord R. reniformis befolkning tætheder5,6, men frø bomuld afkast tab kan almindeligvis spænder fra 1 til 5%2. Symptomer på R. reniformis infektion kan omfatte plante bedøvelse, undertrykt rodvækst, ernæringsmæssige mangler, frugt abort, og forsinket modenhed2. Symptomerne kan dog ikke ses på grund af ensartetheden af symptomerne på tværs af marken; Derfor er tilgange til at vurdere R. reniformis infektion er nødvendig for at identificere og udvikle resistente Upland bomuld sorter. Evaluering af R. reniformis resistens i bomuld anses for svært7, fordi det inficerede rodsystem kan synes normal, selvom planten kan vise symptomer på infektion8.
Der kræves en effektiv fyrretræsnematoden screening protokol til identifikation af R. reniformis resistente tiltrædelser fra bomuld kimplasma kollektion, og til bestemmelse af resistens genetik for disse tiltrædelser. En sådan protokol vil hjælpe med overførsel af resistensgener til Upland bomuld. Forskellige bioassay metoder er blevet anvendt til at vurdere R. reniformis infektion i bomuld8,9,10,11,12,13,14,15. Generelt er der anvendt to hoved tilgange til identifikation af R. reniformis resistente bomulds genotyper. Den hyppigst anvendte fremgangsmåde omfatter udvinding af æg og/eller vermiform-nematoder fra inficerede planter eller jord8,11,12,14,15. Den generelle metode til denne fremgangsmåde indebærer plantning af frø til de enkelte bomulds genotyper i separate Potter, så frøplanterne kan udvikle sig i 7 til 14 dage, inokulere frøplanterne ved at tilføje en blanding af vermiform stadier af R. reniformis til jorden, og giver kartoffelcystenematoder at inficere rodsystemet for 30 til 60 dage. Næste, vermiform kartoffelcystenematoder og/eller æg udvindes fra det inficerede rodsystem af hver plante eller fra pottejord. Antallet af ekstraherede nematoder eller æg bestemmes derefter for at anslå befolkningstætheden og reproduktionshastigheden, som sammenlignes med kontrol genotyper for at identificere resistente genotyper.
En alternativ tilgang, som beskrevet her, involverer mikroskopisk undersøgelse af bomuldsrodsystemet, der er blevet inficeret med nematoder for at bestemme antallet af kvindelige nematoder parasitiserende rødderne10,16. På samme måde som andre tilgange, er bomulds genotyper plantet i separate Potter og podet med vermiform kartoffelcystenematoder ca. 7 dage efter plantning. Inden for 30 dage efter inokulering fjernes rodsystemet fra de enkelte planter, og jorden skylles fra rødderne. Næste, kartoffelcystenematoder knyttet til Rodsystemet er plettet med rød mad farvelægning17, og rødder er mikroskopisk undersøgt for at bestemme antallet af infektions steder med resistente bomuld genotyper (identificeret baseret på antallet af nematoder per gram af roden) sammenlignet med en modtagelig kontrol16. Denne anden tilgang har fordelen af øget gennemløb ved at reducere antallet af dage, der kræves til evaluering, og øge antallet af individuelle genotyper evalueret i et enkelt eksperiment. Screeningsmetoder, der evaluerer befolkningstæthed eller reproduktions hastighed, er ofte mere tidskrævende end dem, som er baseret på visuelle observationer af infektions tegn7. En begrænsning af denne fremgangsmåde er imidlertid, at Host-Plant resistens, der hindrer fyrretræsnematoden reproduktion som bestemt ved ægproduktion, ikke vurderes13.
Screening protokoller for R. reniformis resistens ødelægger ofte rodsystemet under evaluering7 og involverer den vegetativt shoot, der kasseres. For at overvinde denne begrænsning er der udviklet en metode til vegetativ formering for at muliggøre genvinding af planter til frøproduktion18. Efter fjernelse af rodsystemet til fyrretræsnematoden evaluering, er den vegetativt shoot plantet i pottejord for at tillade rodsystemet at regrow. Denne metode har brede applikationer for de fleste R. reniformis screening protokoller. En enkel og hurtig metode til vegetativ formering er af afgørende betydning for avl R. reniformis resistente Upland Cotton-sorter, hvor genfinding af afkom er påkrævet for at fremme resistente genotyper til den næste generation.
En protokol er præsenteret for storstilet screening af bomuld genotyper for reniform fyrretræsnematoden resistens. Målet er at udvikle en enkel og hurtig ikke-destruktiv screeningmetode til at evaluere bomuld avlspopulationer for fyrretræsnematoden resistens for at støtte i avl af resistente Upland bomuld sorter. Ved hjælp af denne protokol, data er typisk opnået inden for 35 dage, med mere end 300 genotyper evalueret i et enkelt eksperiment. Data præsenteres for resistente og modtagelige genotyper for at illustrere den variation, der almindeligvis observeres ved hjælp af disse metoder.
Protocol
Representative Results
Discussion
Der kræves en effektiv screening protokol for 1) identifikation af R. reniformis resistente bomuld genotyper for at evaluere genetik af resistens og 2) avl af resistente sorter. De fleste protokoller vurderer R. reniformis befolkningstæthed eller reproduktionsrater ved ekstraktion af vermiformematoder eller æg fra bomuldsrodsystemet eller pottejord8,11,12,14</su…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Denne forskning blev finansieret af Usa’s ministerium for landbrug, landbrugsforskning service. Omtale af handelsnavne og kommercielle produkter i denne artikel er udelukkende med henblik på at give specifikke oplysninger og ikke indebærer anbefalinger eller påtegninger af det amerikanske landbrugsministerium. USDA er en udbyder af lige muligheder og arbejdsgiver. Forfatterne har ingen interessekonflikt at erklære. Der blev ydet teknisk bistand af Kristi Jordan.
Materials
| Ray Leach Cone-tainer | Stuewe and Sons Inc. | SC10U | |
| Cone-tainer tray | Stuewe and Sons Inc. | RL98 | |
| Sand | various | ||
| Cotton balls | various | ||
| Pylon 4 inch plant labels (4 in L x 5/8 in W) | Pylon Platics | L-4-W | Any brand or vendor is acceptible. |
| 4 oz. specimen containers | Fisher Scientific | 16-320-731 | Any brand or vendor is acceptible. |
| Red food coloring | McCormick & Co., Inc. | ||
| 1 mL Pipet tips | various | ||
| 10 L container | various | Inexpensive buckets work well. | |
| 6 L pots | Nursery Supplies Inc. | Poly-Tainer-Can No2A | Any brand or vendor is acceptible. Different size pots can be used |
| Potting media | Sun Gro Horticulture | Metro-Mix 360 | Any brand or vendor is acceptible. |
| Fertilizer | Everris NA Inc. | Osmocote Plus | Any brand or vendor is acceptible. |
| Plastic container (73.6 cm L x 45.7 cm W x 15.2 cm D) | Rubbermaid | 3O29 | Any brand or vendor is acceptible. |
References
- Heald, C. M., Robinson, A. F. Survey of current distribution of Rotylenchulus reniformis. in the United States. Journal of Nematology. 22 (4), 695-699 (1990).
- Koenning, S. R., Wrather, J. A., Kirkpatrick, T. L., Walker, N. R., Starr, J. L., Mueller, J. D. Plant-parasitic nematodes attacking cotton in the United States: old and emerging production challenges. Plant Disease. 88 (2), 100-113 (2004).
- Robinson, A. F. Reniform in U.S. cotton: when, where, why, and some remedies. Annual Review of Phytopathology. 45, 263-288 (2007).
- Robinson, A. F., Inserra, R. N., Caswell-Chen, E. P., Vovlas, N., Troccoli, A. Rotylenchulus species: identification, distribution, host ranges, and crop plant resistance. Nematropica. 27 (2), 127-180 (1997).
- Davis, R. F., Koenning, S. R., Kemerait, R. C., Cummings, T. D., Hurley, W. D. Rotylenchulus reniformis management in cotton with crop rotation. Journal of Nematology. 35 (1), 58-64 (2003).
- Starr, J. L., Koenning, S. R., Kirkpatrick, T. L., Robinson, A. F., Roberts, P. A., Nichols, R. L. The future of nematode management in cotton. Journal of Nematology. 39 (4), 283-294 (2007).
- Weaver, D. B., Lawrence, K. S., van Santen, E. Reniform nematode resistance in upland cotton germplasm. Crop Science. 47 (1), 19-24 (2007).
- Robinson, A. F., Cook, C. G., Percival, A. E. Resistance to Rotylenchulus reniformis and Meloidogyne incognita race 3 in the major cotton cultivars planted since 1950. Crop Science. 39 (3), 850-858 (1999).
- Carter, W. W. Resistance and resistant reaction of Gossypium arboreum to the reniform nematode, Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 13 (3), 368-374 (1981).
- Erpelding, J. E., Stetina, S. R. Genetics of reniform nematode resistance in Gossypium arboreum germplasm line PI 529728. World Journal of Agricultural Research. 1 (4), 48-53 (2013).
- Robinson, A. F., Bridges, A. C., Percival, A. E. New sources of resistance to the reniform (Rotylenchulus reniformis) and root-knot (Meloidogyne incognita) nematode in upland (Gossypium hirsutum L.) and sea island (G. barbadense L.) cotton. Journal of Cotton Science. 8 (3), 191-197 (2004).
- Robinson, A. F., Percival, A. E. Resistance to Meloidogyne incognita race 3 and Rotylenchulus reniformis in wild accessions of Gossypium hirsutum and G. barbadense from Mexico. Journal of Nematology. 29 (4), 746-755 (1997).
- Stetina, S. R., Young, L. D. Comparisons of female and egg assays to identify Rotylenchulus reniformis resistance in cotton. Journal of Nematology. 38 (3), 326-332 (2006).
- Usery, S. R., Lawrence, K. S., Lawrence, G. W., Burmester, C. H. Evaluation of cotton cultivars for resistance and tolerance to Rotylenchulus reniformis. Nematropica. 35 (2), 121-133 (2005).
- Yik, C. -. P., Birchfield, W. Resistant germplasm in Gossypium species and related plants to Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 16 (2), 146-153 (1984).
- Stetina, S. R., Erpelding, J. E. Gossypium arboreum accessions resistant to Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 48 (4), 223-230 (2016).
- Thies, J. A., Merrill, S. B., Corley, E. L. Red food coloring stain: new, safer procedures for staining nematodes in roots and egg masses on root surfaces. Journal of Nematology. 34 (2), 179-181 (2002).
- Erpelding, J. E., Stetina, S. R. Genetic characterization of reniform nematode resistance for Gossypium arboreum accession PI 417895. Plant Breeding. 137 (1), 81-88 (2018).
- Byrd, D. W., et al. Two semi-automatic elutriators for extracting nematodes and certain fungi from soil. Journal of Nematology. 8 (3), 206-212 (1976).
- Jenkins, W. R. A rapid centrifugal-flotation technique for separating nematodes from soil. Plant Disease Reporter. 48 (9), 692 (1964).
- Robinson, A. F., Heald, C. M. Carbon dioxide and temperature gradients in Baermann funnel extraction of Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 23 (1), 28-38 (1991).
- Williams, C., Gilman, D. F., Fontenot, D. S., Birchfield, W. A rapid technique for screening soybeans for reniform nematode resistance. Plant Disease Reporter. 63 (10), 827-829 (1979).
- Schmitt, D. P., Shannon, G. Differentiating soybean responses to Heterodera glycines races. Crop Science. 32 (1), 275-277 (1992).
