Screening dei genotipi del cotone per la Resistenza ai Nematode Reniforme
Summary
Qui viene presentato un protocollo per il rapido screening non distruttivo dei genotipi di cotone per la resistenza ai nematodi reniformi. Il protocollo prevede l’esame visivo delle radici delle piantine di cotone infettate dal nematode per determinare la risposta all’infezione. Il germoglio vegetativo di ogni pianta viene quindi propagato per recuperare gli impianti per la produzione di semi.
Abstract
Un rapido protocollo di screening di nematode reniforme non distruttivo (Rotylenchulus reniformis) è necessario per lo sviluppo di varietà di cotone resistente (Gossypium hirsutum) per migliorare la gestione dei nematodi. La maggior parte dei protocolli prevede l’estrazione di nematodi vermiformi o uova dal sistema radicale del cotone o del suolo in vaso per determinare la densità della popolazione o il tasso di riproduzione. Questi approcci sono generalmente dispendiosi in termini di tempo con un piccolo numero di genotipi valutati. Un approccio alternativo è descritto qui in cui il sistema radicale viene esaminato visivamente per l’infezione da nematodi. Il protocollo prevede l’inocuculazione della piantina di cotone 7 giorni dopo la semina con nematodi vermiformi e la determinazione del numero di femmine attaccate al sistema radicale 28 giorni dopo l’inoculazione. I dati sono espressi come il numero di femmine per grammo di peso della radice fresca per regolare per la variazione nella crescita della radice. Il protocollo fornisce un ottimo metodo per valutare la resistenza delle piante ospiti associata alla capacità del nematode di stabilire un sito di infezione; tuttavia, la resistenza che ostacola la riproduzione dei nematodi non viene valutata. Come con altri protocolli di screening, la variazione è comunemente osservata nell’infezione da nematodi tra i singoli genotipi all’interno e tra gli esperimenti. I dati sono presentati per illustrare la gamma di variazioni osservate utilizzando il protocollo. Per adattarsi a questa variazione, i genotipi di controllo sono inclusi negli esperimenti. Ciò nonostante, il protocollo fornisce un metodo semplice e rapido per valutare la resistenza host-impianto. Il protocollo è stato utilizzato con successo per identificare le adesioni resistenti da parte del G. raccolta di germoplasma arboreo e valutare la separazione delle popolazioni di più di 300 individui per determinare la genetica della resistenza. È stato inoltre sviluppato un metodo di propagazione vegetativa per il recupero delle piante per l’allevamento di resistenza. Dopo la rimozione del sistema radicale per la valutazione dei nematodi, il germoglio vegetativo viene ripiantato per consentire lo sviluppo di un nuovo sistema radicale. Più del 95% dei germogli in genere sviluppano un nuovo sistema radicale con piante che raggiungono la maturità.
Introduction
Rotylenchulus reniformis (Linford e Oliveira), comunemente indicati come nematode reniforme, è una delle principali specie parassitarie di nematodi presenti nei suoli del sud-est degli Stati Uniti1,2,3. Il nematode è un semi-endoparassse obbligatorio e sedentario che richiede una pianta ospite per completare il suo ciclo di vita2,4. I nematodi femminili preadulti vermiforma penetrano nella radicedell’ospite per stabilire un sito di alimentazione nella stele 2,3. Man mano che il nematode si nutre e matura, la porzione posteriore rimasta al di fuori della radice ospite si gonfia alla produzione delle uova, formando una caratteristica forma renale (Figura 1). Rotylenchulus reniformis è in grado di nutrirsi del sistema radicale di oltre 300 specie vegetali, tra cui cotone4. Il cotone di montagna (Gossypium hirsutum L.) è ampiamente coltivato nel sud-est degli Stati Uniti, ma la mancanza di R. le varietà resistenti alla reniformis ostacolano la gestione dei nematodi2,3. Strategie di gestione come il trattamento dei nematici e la rotazione con specie di colture non ospiti sono state utilizzate per ridurre il suolo R. densità di popolazione reniformis 5,6, ma le perdite di rendimento del cotone da seme possono comunemente variare da 1 a 5%2. Sintomi di R. Infezione da reniformis può includere arresto delle piante, crescita radicata delle radici, carenze nutrizionali, aborto della frutta, e maturità ritardata2. Tuttavia, i sintomi possono non essere evidenti a causa dell’uniformità dei sintomi in tutto il campo; pertanto, gli approcci per valutare R. sono necessarie infezioni da reniformis per identificare e sviluppare varietà resistenti di cotone altopiano. Valutazione di R. La resistenza alla reniformis nel cotone è considerata difficile7, perché il sistema radicale infetto può apparire normale anche se la pianta può mostrare sintomi di infezione8.
Per l’identificazione di Rè necessario un protocollo efficace di screening dei nematodi. adesioni resistenti alla reniformis della collezione germoplasma del cotone e per la determinazione della genetica della resistenza per queste adesioni. Tale protocollo aiuterà a trasferire i geni della resistenza al cotone di montagna. Vari metodi di bioastipia sono stati utilizzati per valutare R. Infezione da reniformis nel cotone8,9,10,11,12,13,14,15. In generale, sono stati utilizzati due approcci principali per l’identificazione di R. genotipi di cotone resistenti alla reniformis. L’approccio più frequentemente utilizzato prevede l’estrazione di uova e/o nematodi vermiformi da piante infette o suolo8,11,12,14,15. La metodologia generale per questo approccio prevede la semina di semi per i singoli genotipi di cotone in vasi separati, permettendo alle piantine di svilupparsi per 7-14 giorni, inoculando le piantine aggiungendo una miscela di stadi vermiformi di R. reniformis al suolo, e permettendo ai nematodi di infettare il sistema radicale per 30-60 giorni. Successivamente, i nematodi vermiformina e/o le uova vengono estratti dal sistema radicale infetto di ogni pianta o dal terreno da vaso. Il numero di nematodi o uova estratti viene quindi determinato a stimare la densità di popolazione e il tasso di riproduzione, che vengono confrontati con i genotipi di controllo al fine di identificare i genotipi resistenti.
Un approccio alternativo, come descritto qui, prevede l’esame microscopio del sistema radicale del cotone che è stato infettato da nematodi per determinare il numero di nematodi femminili parassitizzando le radici10,16. Simile ad altri approcci, i genotipi di cotone vengono piantati in vasi separati e inoculati con nematodi vermiformi circa 7 giorni dopo la semina. Entro 30 giorni dall’inoculazione, il sistema radicale viene rimosso dalle singole piante e il terreno viene risciacquato dalle radici. Successivamente, i nematodi attaccati al sistema radicale sono macchiati con colorante rosso alimentare17, e le radici sono microscopicamente esaminate per determinare il numero di siti di infezione con genotipi di cotone resistenti (identificati in base al numero di nematodi per grammo di radice) rispetto a un controllo suscettibile16. Questo secondo approccio ha il vantaggio di aumentare la produttività riducendo il numero di giorni necessari per la valutazione e aumentando il numero di genotipi individuali valutati in un singolo esperimento. Le metodologie di screening che valutano la densità di popolazione o il tasso di riproduzione sono spesso più dispendiose in termini di tempo rispetto a quelle basate su osservazioni visive dei segni di infezione7. Tuttavia, una limitazione di questo approccio è che la resistenza delle piante ospiti che ostacola la riproduzione dei nematodi come determinato dalla produzione di uova non è valutata13.
Protocolli di screening per R. La resistenza ai reniformi spesso distrugge il sistema radicale durante la valutazione7 e comporta lo scarto del germoglio vegetativo. Per superare questa limitazione, è stato sviluppato un metodo di propagazione vegetativa per consentire il recupero delle piante per la produzione di seme18. Dopo la rimozione del sistema radicale per la valutazione del nematode, il germoglio vegetativo viene piantato nel terreno da vaso per consentire al sistema radicale di ricrescere. Questo metodo ha ampie applicazioni per la maggior parte R. i protocolli di screening reniformis. Un metodo semplice e rapido di propagazione vegetativa è di fondamentale importanza per l’allevamento di R. varietà di cotone alto-alto resistente reniform, dove il recupero della progenie è necessario per far avanzare genotipi resistenti alla generazione successiva.
Viene presentato un protocollo per lo screening su larga scala dei genotipi di cotone per la resistenza ai nematodi reniformi. L’obiettivo è quello di sviluppare un metodo di screening semplice e rapido non distruttivo per valutare le popolazioni di allevamento del cotone per la resistenza ai nematodi al fine di aiutare nell’allevamento di varietà di cotone altopiano resistenti. Utilizzando questo protocollo, i dati vengono in genere ottenuti entro 35 giorni, con più di 300 genotipi valutati in un singolo esperimento. I dati sono presentati per genotipi resistenti e suscettibili per illustrare la variazione comunemente osservata con questi metodi.
Protocol
Representative Results
Discussion
È necessario un protocollo di screening efficace per 1) l’identificazione di R. genotipi di cotone resistenti alla reniformis al fine di valutare la genetica della resistenza e 2) l’allevamento di varietà resistenti. La maggior parte dei protocolli valuta R. reniformis densità di popolazione o tassi di riproduzione estraendo nematodi vermiformi o uova dal sistema di radici di cotone o terriccio8,11,<sup class="xre…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Questa ricerca è stata finanziata dal Dipartimento dell’Agricoltura degli Stati Uniti, Servizio di Ricerca Agricola. Menzione di nomi commerciali e prodotti commerciali in questo articolo sono esclusivamente allo scopo di fornire informazioni specifiche e non implicano raccomandazioni o approvazioni da parte del Dipartimento dell’Agricoltura degli Stati Uniti. USDA è un fornitore di pari opportunità e datore di lavoro. Gli autori non hanno alcun conflitto di interessi da dichiarare. L’assistenza tecnica è stata fornita da Kristi Jordan.
Materials
| Ray Leach Cone-tainer | Stuewe and Sons Inc. | SC10U | |
| Cone-tainer tray | Stuewe and Sons Inc. | RL98 | |
| Sand | various | ||
| Cotton balls | various | ||
| Pylon 4 inch plant labels (4 in L x 5/8 in W) | Pylon Platics | L-4-W | Any brand or vendor is acceptible. |
| 4 oz. specimen containers | Fisher Scientific | 16-320-731 | Any brand or vendor is acceptible. |
| Red food coloring | McCormick & Co., Inc. | ||
| 1 mL Pipet tips | various | ||
| 10 L container | various | Inexpensive buckets work well. | |
| 6 L pots | Nursery Supplies Inc. | Poly-Tainer-Can No2A | Any brand or vendor is acceptible. Different size pots can be used |
| Potting media | Sun Gro Horticulture | Metro-Mix 360 | Any brand or vendor is acceptible. |
| Fertilizer | Everris NA Inc. | Osmocote Plus | Any brand or vendor is acceptible. |
| Plastic container (73.6 cm L x 45.7 cm W x 15.2 cm D) | Rubbermaid | 3O29 | Any brand or vendor is acceptible. |
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