Dépistage des génotypes de coton pour la résistance au nématode reniforme
Summary
Ici, un protocole est présenté pour le criblage non destructif soudifieux rapide des génotypes de coton pour la résistance aux nématodes reniformes. Le protocole consiste à examiner visuellement les racines des semis de coton infectés par les nématodes afin de déterminer la réponse à l’infection. La pousse végétative de chaque plante est ensuite propagée pour récupérer les plantes pour la production de semences.
Abstract
Un protocole de dépistage rapide du nématode reniforme non destructif (Rotylenchulus reniformis) est nécessaire pour le développement de variétés de coton résistant(Gossypium hirsutum)afin d’améliorer la gestion du nématode. La plupart des protocoles consistent à extraire des nématodes vermiformes ou des œufs du système racinaire du coton ou à mettre en pot le sol pour déterminer la densité de population ou le taux de reproduction. Ces approches prennent généralement beaucoup de temps et un petit nombre de génotypes sont évalués. Une approche alternative est décrite ici dans laquelle le système racinaire est visuellement examiné pour l’infection de nématode. Le protocole consiste à inoculer les semis de coton 7 jours après la plantation avec des nématodes vermiformes et à déterminer le nombre de femelles attachées au système racinaire 28 jours après l’inoculation. Les données sont exprimées comme le nombre de femelles par gramme de poids frais des racines pour s’ajuster à la variation de la croissance des racines. Le protocole fournit une excellente méthode pour évaluer la résistance hôte-plante associée à la capacité du nématode d’établir un site d’infection; cependant, la résistance qui entrave la reproduction des nématodes n’est pas évaluée. Comme avec d’autres protocoles de criblage, la variation est généralement observée dans l’infection de nématode parmi les génotypes individuels à l’intérieur et entre les expériences. Les données sont présentées pour illustrer l’éventail des variations observées à l’aide du protocole. Pour s’adapter à cette variation, des génotypes témoins sont inclus dans les expériences. Néanmoins, le protocole fournit une méthode simple et rapide pour évaluer la résistance hôte-plante. Le protocole a été utilisé avec succès pour identifier les adhésions résistantes du G. arboreum germplasm collection et évaluer les populations de ségrégation de plus de 300 individus pour déterminer la génétique de la résistance. Une méthode de propagation végétative pour la récupération des plantes pour la reproduction de résistance a également été développée. Après l’enlèvement du système racinaire pour l’évaluation des nématodes, la pousse végétative est replantée pour permettre le développement d’un nouveau système racinaire. Plus de 95 % des pousses développent généralement un nouveau système racinaire dont les plantes atteignent leur maturité.
Introduction
Rotylenchulus reniformis (Linford et Oliveira), communément appelé nématode reniforme, est l’une des principales espèces de nématodes parasites présentes dans les sols du sud-est des États-Unis1,2,3. Le nématode est un semi-endoparasite obligatoire et sédentaire nécessitant une plante hôte pour terminer son cycle de vie2,4. Les nématodes femelles préadultes vermiformes pénètrent dans le système racinaire hôte pour établir un site d’alimentation dans la stèle2,3. Au fur et à mesure que le nématode se nourrit et mûrit, la partie postérieure qui reste à l’extérieur de la racine hôte gonflera lors de la production d’œufs, formant une forme rénale caractéristique (figure 1). Rotylenchulus reniformis est capable de se nourrir du système racinaire de plus de 300 espèces végétales, dont le coton4. Le coton upland (Gossypium hirsutum L.) est largement cultivé dans le sud-est des États-Unis, mais l’absence de R. les variétés résistantes au reniformis entravent la gestion du nématode2,3. Des stratégies de gestion telles que le traitement du nématicide et la rotation avec des espèces de cultures non hôtes ont été utilisées pour réduire la Rdu sol. densités de population de reniformis 5,6, mais les pertes de rendement de coton de graine peuvent généralement varier de 1 à 5%2. Symptômes de R. l’infection de reniformis peut inclure le retard de croissance deplante, la croissance supprimée de racine, les insuffisances nutritionnelles, l’avortement de fruit, et la maturité retardée 2. Cependant, les symptômes peuvent ne pas être apparents en raison de l’uniformité des symptômes à travers le champ ; par conséquent, les approches d’évaluation de la R. l’infection de reniformis sont nécessaires pour identifier et développer les variétés résistantes de coton upland. Évaluation de r. la résistance de reniformis dans le coton est considérée difficile7,parce que le système racinaire infecté peut sembler normal même si la plante peut montrer des symptômes d’infection8.
Un protocole efficace de dépistage des nématodes est nécessaire pour l’identification de r. adhésions résistantes de la collection de germplasme de coton, et pour la détermination de la génétique de résistance pour ces adhésions. Un tel protocole facilitera le transfert des gènes de résistance vers le coton upland. Diverses méthodes de bio-analyse ont été utilisées pour évaluer R. infection à reniformis en coton8,9,10,11,12,13,14,15. En général, deux approches principales ont été utilisées pour l’identification de r. génotypes de coton résistants aux reniformis. L’approche la plus fréquemment utilisée consiste à extraire des œufs et/ou des nématodes vermiformes à partir de plantes infectées ou du sol8,11,12,14,15. La méthodologie générale de cette approche consiste à planter des graines pour les génotypes de coton individuels dans des pots séparés, permettant aux semis de se développer pendant 7 à 14 jours, en inocérant les semis en ajoutant un mélange d’étapes vermiformes de R. reniformis au sol, et permettant aux nématodes d’infecter le système racinaire pendant 30 à 60 jours. Ensuite, les nématodes vermiformes et/ou les œufs sont extraits du système racinaire infecté de chaque plante ou du sol de mise en pot. Le nombre de nématodes ou d’œufs extraits est alors déterminé pour estimer la densité de population et le taux de reproduction, qui sont comparés aux génotypes témoins afin d’identifier les génotypes résistants.
Une autre approche, telle qu’elle est décrite ici, consiste à examiner au microscope le système racinaire du coton qui a été infecté par des nématodes pour déterminer le nombre de nématodes femelles parasitant les racines10,16. Comme d’autres approches, les génotypes de coton sont plantés dans des pots séparés et inoculés avec des nématodes vermiformes environ 7 jours après la plantation. Dans les 30 jours suivant l’inoculation, le système racinaire est retiré des plantes individuelles et le sol est rincé des racines. Ensuite, les nématodes attachés au système racinaire sont tachés de colorant alimentaire rouge17, et les racines sont examinées au microscope pour déterminer le nombre de sites d’infection avec des génotypes de coton résistants (identifiés en fonction du nombre de nématodes par gramme de racine) par rapport à un contrôle sensible16. Cette deuxième approche présente l’avantage d’augmenter le débit en réduisant le nombre de jours requis pour l’évaluation et en augmentant le nombre de génotypes individuels évalués dans une seule expérience. Les méthodes de dépistage qui évaluent la densité de population ou le taux de reproduction prennent souvent plus de temps que celles basées sur les observations visuelles des signes d’infection7. Cependant, l’une des limites de cette approche est que la résistance des plantes hôtes qui entrave la reproduction des nématodes, telle qu’elle est déterminée par la production d’œufs, n’est pas évaluée13.
Protocoles de dépistage pour R. La résistance au reniformis détruit souvent le système racinaire lors de l’évaluation7 et implique que la pousse végétative soit jetée. Pour surmonter cette limitation, une méthode de propagation végétative a été développée pour permettre la récupération des plantes pour la production de semences18. Après l’enlèvement du système racinaire pour l’évaluation des nématodes, la pousse végétative est plantée dans le sol de mise en pot pour permettre au système racinaire de repousser. Cette méthode a de larges applications pour la plupart des R. protocoles de dépistage reniformis. Une méthode simple et rapide de propagation végétative est d’une importance cruciale pour la reproduction R. variétés de coton upland résistantes aux reniformis, où la récupération de la progéniture est nécessaire pour faire progresser les génotypes résistants à la prochaine génération.
Un protocole est présenté pour le criblage à grande échelle des génotypes de coton pour la résistance aux nématodes reniformes. L’objectif est de développer une méthode de dépistage non destructive simple et rapide pour évaluer les populations de reproduction du coton pour la résistance aux nématodes afin d’aider à l’élevage de variétés de coton résistantes des terres des terres. À l’aide de ce protocole, les données sont généralement obtenues dans les 35 jours, avec plus de 300 génotypes évalués en une seule expérience. Les données sont présentées pour les génotypes résistants et sensibles pour illustrer la variation couramment observée à l’aide de ces méthodes.
Protocol
Representative Results
Discussion
Un protocole de dépistage efficace est nécessaire pour 1) l’identification de R. génotypes de coton résistants aux reniformis afin d’évaluer la génétique de la résistance et 2) l’élevage de variétés résistantes. La plupart des protocoles évaluent R. densités de population de reniformis ou taux de reproduction en extrayant des nématodes vermiformes ou des œufs du système racinaire de coton ou du sol de miseenpot 8,11<…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Cette recherche a été financée par le Département de l’agriculture des États-Unis, Le Service de recherche agricole. La mention des noms commerciaux et des produits commerciaux dans cet article a pour but uniquement de fournir des renseignements précis et n’implique pas de recommandations ou d’approbations de la part du ministère de l’Agriculture des États-Unis. L’USDA est un fournisseur et un employeur de l’égalité des chances. Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer. L’assistance technique a été fournie par Kristi Jordan.
Materials
| Ray Leach Cone-tainer | Stuewe and Sons Inc. | SC10U | |
| Cone-tainer tray | Stuewe and Sons Inc. | RL98 | |
| Sand | various | ||
| Cotton balls | various | ||
| Pylon 4 inch plant labels (4 in L x 5/8 in W) | Pylon Platics | L-4-W | Any brand or vendor is acceptible. |
| 4 oz. specimen containers | Fisher Scientific | 16-320-731 | Any brand or vendor is acceptible. |
| Red food coloring | McCormick & Co., Inc. | ||
| 1 mL Pipet tips | various | ||
| 10 L container | various | Inexpensive buckets work well. | |
| 6 L pots | Nursery Supplies Inc. | Poly-Tainer-Can No2A | Any brand or vendor is acceptible. Different size pots can be used |
| Potting media | Sun Gro Horticulture | Metro-Mix 360 | Any brand or vendor is acceptible. |
| Fertilizer | Everris NA Inc. | Osmocote Plus | Any brand or vendor is acceptible. |
| Plastic container (73.6 cm L x 45.7 cm W x 15.2 cm D) | Rubbermaid | 3O29 | Any brand or vendor is acceptible. |
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