Modèle chirurgical murine de l'élastase topique induit descendant l'aneurysm aortique thoracique
Summary
Nous décrivons un protocole chirurgical pour induire uniformément les aneurysms aortiques thoraciques descendants robustes chez les souris. La procédure implique la thoracotomie gauche, l’exposition à l’aorte thoracique, et le placement d’une éponge imbibée d’élastase pancréatique porcine sur la paroi aortique.
Abstract
Selon le Center for Disease Control, les anévrismes aortiques (AA) ont été considérés comme l’une des principales causes de décès dans toutes les races et les deux sexes de 1999 à 2016. Un anévrisme se forme à la suite de l’affaiblissement progressif et de la dilatation éventuelle de l’aorte, qui peut se rompre ou se déchirer une fois qu’elle atteint un diamètre critique. Les anévrismes de l’aorte descendante dans la poitrine, appelés anévrismes aortiques thoraciques descendants (dTAA), constituent une grande proportion des cas d’anévrisme aux États-Unis. La rupture non confinée de dTAA est presque universellement mortelle, et la réparation élective a un taux élevé de morbidité et de mortalité. Le but de notre modèle est d’étudier dTAA spécifiquement, d’élucider la pathophysiologie de dTAA et de rechercher des cibles moléculaires pour arrêter la croissance ou réduire la taille de dTAA. En ayant un modèle murine pour étudier la pathologie thoracique avec précision, des thérapies ciblées peuvent être développées pour tester spécifiquement dTAA. La méthode est basée sur le placement de l’élastase pancréatique porcine (PPE) directement sur la paroi aortique murine externe après exposition chirurgicale. Cela crée une réaction destructrice et inflammatoire, qui affaiblit la paroi aortique et permet la formation d’anévrisme sur des semaines à des mois. Bien que les modèles murins possèdent des limitations, notre modèle dTAA produit des anévrismes robustes de taille prévisible. En outre, ce modèle peut être utilisé pour tester des cibles génétiques et pharmaceutiques qui peuvent arrêter la croissance dTAA ou prévenir la rupture. Chez les patients humains, des interventions comme celles-ci pourraient aider à éviter la rupture de l’anévrisme, et l’intervention chirurgicale difficile.
Introduction
Le but de cette méthode est d’étudier le développement, la pathophysiologie, et les changements structurels dans l’aorte thoracique descendante murine pendant la formation aortique d’anévrisme. Notre modèle offre une méthode reproductible et cohérente pour induire des anévrismes aortiques thoraciques (dTAA) chez la souris permettant ainsi l’essai de divers inhibiteurs génétiques et pharmacologiques. Ces travaux peuvent aider à identifier les médicaments et les thérapies géniques qui pourraient se traduire par une stratégie de traitement viable pour les humains atteints de la maladie d’ATD.
dTAAs se forment lorsque la paroi de l’aorte thoracique s’affaiblit et se dilate au fil du temps jusqu’à atteindre un diamètre critique lors de la déchirure ou la rupture peut alors se produire. Cliniquement, dTAA peut progresser en silence, augmentant en taille jusqu’à ce que la structure de la paroi aortique soit si déformée qu’elle échoue finalement, avec des conséquences catastrophiques. En ce qui concerne, les symptômes ne se développent généralement que lorsque l’anévrisme a atteint une taille périlleuse (100-150% de dilatation) et est à haut risque de dissection ou de rupture1,2. la rupture de dTAAest presque universellement mortelle 3, et la réparation chirurgicale élective porte la morbidité significative4,5. En outre, la plupart des patients portent le diagnostic d’un anévrisme aortique pendant approximativement 5 ans avant la réparation chirurgicale6,7. Cette fenêtre représente un moment opportun pour intervenir non-chirurgicalement. Ainsi, des thérapies médicales pour traiter ou ralentir la progression de dTAA sont nécessaires et représenteraient un avancement significatif au domaine de la recherche d’aneurysm. Il n’existe actuellement aucun traitement médical pour le dTAA disponible, principalement en raison d’une compréhension incomplète de la pathogénie dTAA.
Au cours des 20 dernières années, plusieurs modèles animaux d’ATD ont été développés, mais chacun de ces modèles était distinct des nôtres et ne produisait pas d’anévrismes robustes. Un modèle dTAA murine le plus semblable au nôtre a été développé par Ikonomidis et autres8, qui inclut l’application directe de CaCl2 à l’aventitia de l’aorte. Bien que notre modèle ait été adapté à partir de nombreuses techniques énoncées par Ikonomidis, notre modèle est unique à trois égards distincts. Tout d’abord, dans notre modèle, l’aorte est exposée à l’élastase topique pendant 3-5 minutes, comparativement à 15 minutes d’exposition CaCl 2. Deuxièmement, la dilatation aortique se produit en 2 semaines, comparativement à 16 semaines dans le modèle CaCl 2. Enfin, notre modèle produit systématiquement des anévrismes d’environ 100% de dilatation, par rapport aux dilatations aortiques de 20-30% produites par l’application CaCl2 (qui ne peuvent pas être vraiment considérées comme des anévrismes car elles sont définies comme une augmentation de l’aortique diamètre ‘gt;50%). Il y a d’autres modèles murinenons non chirurgicaux de formation d’aneurysm, tels que la souris knock-out d’Apo E, qui forment des aneurysms robustes avec l’infusion de l’angiotensine II. Cependant, ces souris développent des anévrismes aortiques thoraciques supra-rénaux ou ascendants plutôt que des anévrismes spécifiquement dans l’aorte thoracique descendante9,10.
Le rationnel pour ce protocole est d’avoir un moyen simple, peu coûteux, et le temps approprié pour étudier dTAA dans un modèle de murine. Le modèle de souris offre une occasion unique d’utiliser de nombreux KO génétiques et cellulaires spécifiques qui se sont avérés être percutants dans d’autres maladies vasculaires. L’utilisation de notre modèle TAA spécifique a été bien reçue et des expériences l’utilisant ont été publiées dans des revues à fort impact11,12. Jusqu’à ce point, le modèle a été employé pour étudier les traitements génétiques et pharmacologiques possibles qui ont eu un effet significatif dans les modèles auriculaires aortiques abdominaux (AAA) de murine ; cependant, comme notre laboratoire a élargi l’utilisation du modèle dTAA, nous trouvons des cibles uniques à la formation dTAA qui pourraient être utilisés comme thérapies ciblées chez l’homme.
Ce modèle est plus approprié pour les laboratoires qui ont des capacités micro-chirurgicales murines. Bien qu’il soit techniquement difficile, il peut être exécuté uniformément même par des chercheurs sans expérience chirurgicale préalable. Pour un chercheur sans expérience chirurgicale murine, le modèle peut être maîtrisé en une vingtaine de séances opératoires (soit environ 50 souris). Pour le chercheur ayant une expérience chirurgicale antérieure, le modèle peut être maîtrisé en 5 séances opératoires (environ 20 souris). Nous croyons qu’avec une vidéo de haute qualité, le temps de maîtrise peut être encore réduit. Une fois la compétence atteinte, la procédure peut être complétée en 35 minutes pour la chirurgie, et 20 minutes pour la récolte terminale. Les chirurgiens de notre laboratoire peuvent effectuer 10 à 12 chirurgies complètes par jour, avec un taux de mortalité opératoire de 5 à 10 %. La cause la plus fréquente de mortalité est une lésion pulmonaire à l’entrée de la poitrine, une toxicité anesthésique ou une déchirure de l’aorte pendant la dissection. En plus de la recherche dTAA, ce modèle sert également de guide pour un accès sûr et facile à l’aorte thoracique et le hilum pulmonaire pour les chercheurs qui étudient d’autres interventions dans la poitrine.
Protocol
Representative Results
Discussion
L’aorte thoracique et abdominale sont cellulairement et embryologiquement distinctes, ce qui est pertinent pour la maladie anévrismale14,15,16. Par conséquent, un modèle animal spécifique pour étudier tAA est nécessaire. Bien que d’autres modèles dTAA murine ont été publiés8, le nôtre est le seul modèle à créer la dilatation aortique thoracique descendante qui peut être considéré comme vr…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ces travaux ont été appuyés par la subvention de développement scientifique 14SDG18730000 (M.S.), les subventions NIH K08 HL098560 (G.A.) et RO1 HL081629 (G.R.U.). Ce projet a été soutenu par la Subvention de recherche de la Fondation de chirurgie thoracique pour la recherche et l’éducation (TSFRE) (PI : G. Ailawadi). Le contenu est uniquement de la responsabilité des auteurs et ne représente pas nécessairement les points de vue de l’NHLBI ou du TSFRE. Nous remercions Anthony Herring et Cindy Dodson pour leurs connaissances et leur expertise technique.
Materials
| Angiocatheter (22G) | Used for ET Tube | ||
| Dumont Tweezers; Pattern #7 x2 | Roboz | RS-4982 | |
| Graefe Tissue Forceps | Roboz | RS-5158 | |
| Harms Forceps x2 | Roboz | RS-5097 | |
| Intracardiac Needle Holder; Extra Delicate; Carbide Jaws; 7" Length | Roboz | RS-7800 | |
| KL 1500 LED Light Source | Leica | 150-400 | |
| M205A Dissction Microscope | Leica | CH 94-35 | |
| Iris Scissors, 11cm, Tungsten Carbide | World Precision Instruments | 500216-G | |
| Metal Clip board | Use with the Mouse Retractor Set | ||
| Mouse Retractor Set | Kent | SURGI-5001 | Need 2 short and 1 tall fixators |
| Mouse Ventilator MiniVent Type 845, 115 V, Power Supply with US Connector | Harvard Apparatus | 73-0043 | MiniVent Ventilator for Mice (Model 845), Single Animal, Volume Controlled |
| Sigma Aldrich | Elastase from porcine pancreas | E0258-50MG | Can be purchased in various size bottles |
| Small Vessel Cauterizer Kit | Fine Science Tools | 18000-00 | Recommend using rechargable AA batteries |
| Spring Scissors, 10.5cm | World Precision Instruments | 14127 | |
| Steril Swabs (Sponges) | Sugi | 31603 | Can be cut to size |
| Surgi Suite Surgical Platform | Kent | Attach to clip board | |
| Tech IV Isoflurane Vap | Jorgensen Laboratories | J0561A | Anesthesia vaporizer |
References
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