JoVE Journal > Immunology and Infection
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Immunology and Infection

تحليلات كفاءة النواقل على بعوض Aedes aegypti باستخدام فيروس زيكا

Published: May 31, 2020
doi:
10.3791/61112
,
1Institute for Human Infections and Immunity,University of Texas Medical Branch, 2Department of Pathology,University of Texas Medical Branch, 3Department of Microbiology and Immunology,University of Texas Medical Branch, 4World Reference Center for Emerging Viruses and Arboviruses,University of Texas Medical Branch

Summary

ويمكن للبروتوكول المقدم أن يحدد كفاءة البعوض Aedes aegypti في حالات الإصابة بفيروس معين، مثل زيكا، في بيئة احتواء.

Abstract

وتصف الإجراءات المقدمة منهجية معممة لإصابة بعوض Aedes aegypti بفيروس زيكا في ظل ظروف مختبرية لتحديد معدل العدوى، والعدوى المنتشرة، واحتمال انتقال الفيروس بين البعوض المعني. وتستخدم هذه الإجراءات على نطاق واسع مع تعديلات مختلفة في تقييمات الكفاءة ناقلات على الصعيد العالمي. وهي مهمة في تحديد الدور المحتمل الذي يمكن أن تلعبه بعوضة معينة (أي الأنواع والسكان والأفراد) في انتقال عامل معين.

Introduction

ويعرف الكفاءة ناقلات القدرة على مستوى الأنواع, السكان, وحتى فرد, من المفصليات معينة مثل البعوض, القراد, أو ذبابة الرمل phlebotomine, للحصول على ونقل عامل بيولوجيا مع تكرار أو تطوير في المفصليات1,2. وفيما يتعلق بالبعوض والفيروسات المنقولة بالمفصليات (أي الفيروسات الأربو)، فإن العامل يتم إصابة العامل من مضيف فيرميا بعوضة أنثى. بعد الابتلاع ، يجب أن يصيب الفيروس بشكل منتج واحدة من مجموعة صغيرة من الخلايا الظهارية المتوسطةالغوت 3، والتغلب على العقبات الفسيولوجية المختلفة مثل التدهور البروتيوليك بواسطة الإنزيمات الهضمية ، ووجود الميكروبات (حاجز العدوى في منتصف الطريق ، أو MIB) ، والمصفوفة المحيطية المفرزة. يجب أن يتبع عدوى ظهارة منتصف الغوت تكرار الفيروس والهروب في نهاية المطاف من منتصف الطريق إلى نظام الدورة الدموية المفتوح للبعوض ، أو الهيموليم ، والذي يمثل بداية عدوى تنتشر للتغلب على حاجز الهروب من منتصف الطريق (MEB). عند هذه النقطة يمكن للفيروس إنشاء التهابات الأنسجة الثانوية (مثل الأعصاب والعضلات والهيئات الدهنية) والاستمرار في تكرار، على الرغم من أن مثل هذا النسخ المتماثل الثانوي قد لا يكون ضروريا تماما للفيروس لإصابة الخلايا الأسينارية في الغدد اللعابية (التغلب على حاجز عدوى الغدة اللعابية). الخروج من خلايا الغدة اللعابية acinar في تجاويفها apical ومن ثم الحركة في القناة اللعابية تمكن تلقيح الفيروس إلى المضيفين اللاحقة على العض، ويكمل دورة انتقال1،2،4،5،6،7.

وبالنظر إلى هذه الآلية الجيدة الخصائص والمحافظ عليها عموما للانتشار داخل ناقل البعوض، فإن تقييمات كفاءة ناقلات الأمراض المختبرية غالبا ما تكون متشابهة منهجيا، على الرغم من وجود اختلافات في البروتوكولات1و2. عموما، بعد التعرض للفيروس عن طريق الفم، يتم تشريح البعوض بحيث يمكن فحص الأنسجة الفردية مثل المنتصف والساقين والمبيضين والغدد اللعابية للعدوى الفيروسية، ونشر العدوى، ونشر العدوى / انتقال العدوى عبر المتغير المحتمل، ونشر العدوى / الكفاءة المحتملة لانتقال العدوى، على التوالي8. وجود مجرد فيروس في الغدد اللعابية، ومع ذلك، ليس دليلا قاطعا على القدرة على انتقال العدوى، نظرا للأدلة على وجود حاجز الهروب / الخروج الغدة اللعابية (SGEB) في بعض مجموعات ناقلات / فيروس1،2،4،5،7،9. الطريقة القياسية لإثبات كفاءة انتقال العدوى لا تزال انتقال البعوض إلى عرضة10،11،12. ومع ذلك ، بالنظر إلى أن العديد من arboviruses هذا يتطلب استخدام نماذج المورين مناعة13،14،15،16، هذه الطريقة غالبا ما تكون باهظة التكلفة. والبديل الشائع الاستخدام هو جمع لعاب البعوض، الذي يمكن تحليله عن طريق النسخ العكسي – البوليميراز المتسلسل (RT-PCR) أو إجراء فحص معد لإثبات وجود الجينوم الفيروسي أو الجسيمات المعدية، على التوالي. وتجدر الإشارة إلى أن طرق جمع اللعاب في المختبر هذه قد تبالغ في تقدير12 أو تقلل منشأن 17 كمية الفيروس المودع أثناء التغذية الحية، مما يشير إلى أنه يجب تفسير هذه البيانات بحذر. ومع ذلك ، فإن طريقة المختبر ذات قيمة عالية عند تحليلها من منظور مجرد وجود فيروس في اللعاب ، مما يشير إلى إمكانية انتقال العدوى.

ويوجد نهجان رئيسيان لتحديد دور ناقلات البعوض في فاشيات الأمراض الأروفيرالية. تتضمن الطريقة الأولى الترصد الميداني، حيث يتم جمع البعوض في سياق الانتقال النشط18و19و20و21و22و23و24. ومع ذلك، وبالنظر إلى أن معدلات العدوى عادة ما تكون منخفضة جدا (على سبيل المثال، معدل العدوى المقدر بنسبة 0.061٪ للبعوض في مناطق دوران فيروس زيكا النشط (ZIKV) في الولايات المتحدة21)،يمكن أن يكون تجريم الأنواع الناقلة المحتملة متحيزا بشدة من خلال منهجية المحاصرة25و26 وفرصة عشوائية (على سبيل المثال، أخذ عينات من فرد مصاب واحد من أصل 1600 غير مصاب)21 . مع أخذ ذلك في الاعتبار ، قد لا تكتسب دراسة معينة ما يكفي من البعوض في كل من الأعداد الخام أو تنوع الأنواع لأخذ عينات دقيقة من البعوض المشارك في انتقال العدوى. وعلى النقيض من ذلك، تجرى تحليلات كفاءة النواقل في بيئة مختبرية، مما يسمح بمراقبة صارمة لمعلمات مثل الجرعة الفموية. ورغم أن هذه التقييمات المختبرية غير قادرة تماما على تمثيل التعقيد الحقيقي للعدوى بالبعوض والقدرة على انتقاله في بيئة ميدانية، فإنها تظل أدوات قوية في مجال علم الفيروسات.

استنادا إلى تحليلات الكفاءة ناقلات مختلفة مع ZIKV في العديد من أنواع البعوض، populations، وأساليب27،28،29،30،31،32،فضلا عن استعراض مؤخرا لتقييمات الكفاءة ناقلات1،ونحن نصف هنا العديد من البروتوكولات المرتبطة سير العمل كفاءة ناقلات نموذجية. في هذه التجارب تعرض ثلاثة من سكان Ae. aegypti من الأمريكتين (مدينة سلفادور، البرازيل؛ الجمهورية الدومينيكية؛ ووادي ريو غراندي السفلي، تكساس، الولايات المتحدة الأمريكية) لسلالة واحدة من ZIKV (Mex 1-7، GenBank Accession: KX247632.1) عند 4 أو 5 أو 6 سجل10 وحدات تشكيل بؤري (FFU)/mL عن طريق الجرعات الاصطناعية من الدم. في وقت لاحق ، تم تحليلها للحصول على أدلة على العدوى ، ونشر العدوى ، وكفاءة انتقال العدوى بعد أوقات مختلفة من الحضانة الخارجية (2 و 4 و 7 و 10 و 14 يوما) عن طريق التشريح و المقايسة المعدية القائمة على ثقافة الخلية. على الرغم من أن سير العمل الحالي / البروتوكولات محسنة ل ZIKV ، إلا أن العديد من العناصر قابلة للترجمة مباشرة إلى الفيروسات arboviruses الأخرى التي يحملها البعوض في مستويات احتواء المفصليات والسلامة الحيوية 2 و 3 (ACL / BSL2 أو ACL / BSL3).

Protocol

وقد أجريت جميع الإجراءات التي أجريت في هذه البروتوكولات في امتثال تام للبروتوكولات التي وافقت عليها اللجنة المؤسسية للسلامة البيولوجية واللجنة المؤسسية لرعاية الحيوانات واستخدامها التابعة للفرع الطبي لجامعة تكساس في غالفستون. 1. تضخيم ZIKV في خلايا فيرو تنمو خلايا Vero …

Representative Results

ثلاثة سكان من Ae. aegypti من الأمريكتين (سلفادور، تعرضت البرازيل؛ الجمهورية الدومينيكية؛ ووادي ريو غراندي، تكساس، الولايات المتحدة الأمريكية) لسلالة فاشية من ZIKV من الأمريكتين (ZIKV Mex 1-7، ولاية تشياباس، المكسيك، 2015) على مدى مجموعة من تيتر الدم (4 و 5 و 6 سجل10 FFU/mL) المقدمة في الدم الاصطناع?…

Discussion

وتوفر الأساليب الموصوفة هنا سير عمل معمما لإجراء تحليلات كفاءة النواقل. وك إطار عام، يتم الحفاظ على العديد من هذه المنهجيات في جميع الأدبيات. ومع ذلك ، هناك مجال كبير للتعديلات (استعرضت في عازار ويفر1). ومن المعروف أن الفيروس (مثل النسب الفيروسي، وتخزين فيروس التحدي، وتاريخ ال?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

نعترف بموظفي المركز المرجعي العالمي للفيروسات الناشئة وفيروسات الأربو (WRCEVA): الدكتور روبرت تيش، هيلدا غوزمان، الدكتور كينيث بلانت، الدكتورة جيسيكا بلانت، ديونا شارتن، وديفيا ميرشانداني، لعملهم الدؤوب في تنظيم وتوفير العديد من السلالات الفيروسية المستخدمة لتجارب الكفاءة ناقلات لدينا وغيرها من المجموعات. تم تمويل العمل المقدم من قبل صندوق زمالة ماكلوفلين (SRA) وتمنح المعاهد القومية للصحة AI120942 وAI121452.

Materials

3mL Standard Reservoir R37P30 Hemotek Ltd Insectary Equipment
7/32" Stainless Steel 440 Grade C Balls 4RJH9 Grainger Grinding Media
Acetone, Histological Grade, Fisher Chemicals, Poly Bottle, 4L, 4/Case A16-P4 FisherScientific Fixative
Adenosine 5'-triphospate disodium salt hydrat, microbial, BioReagent, suitable for cell culture A6419-1G MilliporeSigma Reagent
Anti-Flavivirus Group Antigen Antibody, clone D1-4G2-4-15 MAB10216 MilliporeSigma Primary Antibody for focus forming assay
Anti-Mouse IgG (H+L) Antibody, Human Serum Adsorbed and Peroxidase-Labeled, 1.0mL/Bottle 5450-0011 KPL/Seracare Secondary Antibody for focus forming assay
Bleach NC0427256 FisherScientific Decontamination
Corning, Cell Culture Treated Flasks, 150cm2, Vented Cap, Case of 50 10-126-34 FisherScientific Cell culture consumable
Costar Cell Culture Plates, 24-well, 5/bag, 100/case, Corning 07-200-740 FisherScientific Cell culture consumable
Costar Cell Culture Plates, 96-well, 5/bag, 100/case, Corning 07-200-91 FisherScientific Cell culture consumable
Crystal Violet C0775-100G MilliporeSigma Stain
Eppendorf Snap Cap Microcentrifuge Safe-Lock 2mL Tubes, 500/Case 05-402-7 FisherScientific Plastic consumable
Falcon 15mL Conical Centrigue Tubes 14-959-70C FisherScientific Plastic consumable
Falcon 50mL Conical Centrigue Tubes 14-959-49A FisherScientific Plastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 10mL Pipets, 200/Case 13-675-20 FisherScientific Plastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 1mL Pipets, 1000/Case 13-675-15B FisherScientific Plastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 25mL Pipets, 200/Case 13-675-30 FisherScientific Plastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 5mL Pipets, 200/Case 13-675-22 FisherScientific Plastic consumable
Falcon Standard Tissue Culture Dishes 08-772B FisherScientific Plastic consumable
Fetal Bovine Serum-Premium, 500mL S11150 Atlanta Biologicals Cell culture reagent
Fisherbrand Economy Plain Glass Microscope Slides 12-550-A3 FisherScientific Immobilization of Mosquitos
FU1 Feeder FU1-0 Hemotek Ltd Insectary Equipment; feeding units
Gibco DPBS with Calcium and Magnesium, 10 x 500mL Bottles 140-040-182 FisherScientific Cell culture reagent
Gibco Fungizone, Amphotericin B, 250μg/mL, 50mL/Bottle 15-290-026 Fisher Scientific Cell culture reagent
Gibco Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL), 100mL/Bottle, 20 Bottles/Case 15-140-163 FisherScientific Cell culture reagent
Gibco, Tryptsin-EDTA (.25%), Phenol red, 20 x 100mL Bottles 25-200-114 FisherScientific Cell culture reagent
Gibcom DMEM, High Glucose, 10 x 500mL Bottles 11-965-118 FisherScientific Cell culture reagent
Human Blood, Unspecified Gender, Na-Citrate, 1 Unit 7203706 Lampire Bloodmeal preparation
InsectaVac Aspirator 2809B Bioquip Insectary Equipment
Methanol, Certified ACS, Fisher Chemicals, Amber Glass Bottle, 4L, 4/Case A412-4 FisherScientific Fixative
Methyl cellulose, viscosity: 3,500-5,600 cP, 2 % in water(20 °C), 250g/Bottle M0512-250G MilliporeSigma Cell culture reagent
Micro-chem Plus Disinfectant Detergent C849T34 Thomas Scientific Decontamination; working dilution of dual quaternary ammonium
Mineral Oil, BioReagent, for molecular biology M5904-5X5ML MilliporeSigma Immobilization of Mosquitos
O-rings OR37-25 Hemotek Ltd Insectary Equipment
Plastic Plugs PP5-250 Hemotek Ltd Insectary Equipment
PS6 Power Unit (110-120V) PS6120 Hemotek Ltd Insectary Equipment; power source
Rubis Forceps, Offset blades, superfine points 4525 Bioquip Insectary Equipment
Sarstedt Inc, 2mL Screw Cap Microtube, Conical Bottom, O-ring Cap, Sterile, 1000/Case 50-809-242 FisherScientific Plastic consumable
Sucrose, BioUltra, for molecular biology 84097-250G MilliporeSigma Reagent
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 1000μL Pipette Tips, 100 tips/Rack, 8 Racks/Pack, 4 Packs/Case 21-402-487 FisherScientific Plastic consumable
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 200μL Pipette Tips, 96 tips/Rack, 10 Racks/Pack, 5 Packs/Case 21-402-486 FisherScientific Plastic consumable
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 20μL Pipette Tips, 96 tips/Rack, 10 Racks/Pack, 5 Packs/Case 21-402-484 FisherScientific Plastic consumable
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention, Extended Reach 10μL Pipette Tips, 96 tips/Rack, 10 Racks/Pack, 5 Packs/Case 21-402-482 FisherScientific Plastic consumable
TissueLyser II 85300 QIAGEN Homogenization
TrueBlue Peroxidase Substrate Kit, 200mL 5510-0030 Seracare Developing solution for focus forming assay
Vero CCL-81 American Type Culture Collection Mammalian cell line to amplify virus and conduct infectious assay
Vero C1008 [Vero 76, clone E6, Vero E6] CRL-1586 American Type Culture Collection Mammalian cell line to amplify virus and conduct infectious assay
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Azar, S. R., Weaver, S. C. Vector Competence: What Has Zika Virus Taught Us. Viruses. 11 (9), 867 (2019).
  2. Souza-Neto, J. A., Powell, J. R., Bonizzoni, M. Aedes aegypti vector competence studies: A review. Infection, Genetics and Evolution. 67, 191-209 (2019).
  3. Smith, D. R., Adams, A. P., Kenney, J. L., Wang, E., Weaver, S. C. Venezuelan Equine Encephalitis Virus in the Mosquito Vector Aedes taeniorhynchus: Infection Initiated by a Small Number of Susceptible Epithelial Cells and a Population Bottleneck. Virology. 372 (1), 176-186 (2008).
  4. Forrester, N. L., Coffey, L. L., Weaver, S. C. Arboviral bottlenecks and challenges to maintaining diversity and fitness during mosquito transmission. Viruses. 6 (10), 3991-4004 (2014).
  5. Kramer, L. D., Ciota, A. T. Dissecting vectorial capacity for mosquito-borne viruses. Current Opinion in Virology. 15, 112-118 (2015).
  6. Kramer, L. D., Hardy, J. L., Presser, S. B., Houk, E. J. Dissemination Barriers for Western Equine Encephalomyelitis Virus in Culex tarsalis infected after Ingestion of Low Viral Doses. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 30 (1), 190-197 (1981).
  7. Lounibos, L. P., Kramer, L. D. Invasiveness of Aedes aegypti and Aedes albopictus and Vectorial Capacity for Chikungunya Virus. The Journal of Infectious Diseases. 214, 453-458 (2016).
  8. Heitmann, A., et al. Forced Salivation as a Method to Analyze Vector Competence of Mosquitoes. Journal of Visualized Experiments. (138), e57980 (2018).
  9. Beerntsen, B. T., James, A. A., Christensen, B. M. Genetics of Mosquito Vector Competence. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 64 (1), 115-137 (2000).
  10. Guo, X. X., et al. Culex pipiens quinquefasciatus: a potential vector to transmit Zika virus. Emerging Microbes & Infections. 5 (9), 102 (2016).
  11. Secundino, N. F. C., et al. Zika virus transmission to mouse ear by mosquito bite: a laboratory model that replicates the natural transmission process. Parasites & Vectors. 10 (1), 346 (2017).
  12. Smith, D. R., et al. Venezuelan Equine Encephalitis Virus Transmission and Effect on Pathogenesis. Emerging Infectious Diseases. 12 (8), 1190-1196 (2006).
  13. Lazear, H. M., et al. A Mouse Model of Zika Virus Pathogenesis. Cell Host Microbe. 19 (5), 720-730 (2016).
  14. Morrison, T. E., Diamond, M. S. Animal Models of Zika Virus Infection, Pathogenesis, and Immunity. Journal of Virology. 91 (8), 9-17 (2017).
  15. Reynolds, E. S., Hart, C. E., Hermance, M. E., Brining, D. L., Thangamani, S. An Overview of Animal Models for Arthropod-Borne Viruses. Comparative Medicine. 67 (3), 232-241 (2017).
  16. Rossi, S. L., et al. Characterization of a Novel Murine Model to Study Zika Virus. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 94 (6), 1362-1369 (2016).
  17. Styer, L. M., et al. Mosquitoes inoculate high doses of West Nile virus as they probe and feed on live hosts. PLoS Pathogens. 3 (9), 1262-1270 (2007).
  18. Azar, S. R., Diaz-Gonzalez, E. E., Danis-Lonzano, R., Fernandez-Salas, I., Weaver, S. C. Naturally infected Aedes aegypti collected during a Zika virus outbreak have viral titres consistent with transmission. Emerging Microbes & Infections. 8 (1), 242-244 (2019).
  19. Dzul-Manzanilla, F., et al. Evidence of vertical transmission and co-circulation of chikungunya and dengue viruses in field populations of Aedes aegypti (L.) from Guerrero, Mexico. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene. 110 (2), 141-144 (2016).
  20. Grard, G., et al. Zika virus in Gabon (Central Africa) – 2007: a new threat from Aedes albopictus. PLoS Neglected Tropical Diseases. 8 (2), 2681 (2014).
  21. Grubaugh, N. D., et al. Genomic epidemiology reveals multiple introductions of Zika virus into the United States. Nature. 546 (7658), 401-405 (2017).
  22. Guerbois, M., et al. Outbreak of Zika Virus Infection, Chiapas State, Mexico, 2015, and First Confirmed Transmission by Aedes aegyti Mosquitoes in the America. The Journal of Infectious Diseases. 214 (9), 1349-1356 (2016).
  23. Lundstrom, J. O., et al. Sindbis virus polyarthritis outbreak signalled by virus prevalence in the mosquito vectors. PLoS Neglected Tropical Diseases. 13 (8), 0007702 (2019).
  24. Miller, B. R., Monath, T. P., Tabachnik, W. J., Ezike, V. I. Epidemic yellow fever caused by an incompetent mosquito vector. Tropical Medicine and Parasitology. 40 (4), 396-399 (1989).
  25. Brown, H. E., et al. Effectiveness of Mosquito Traps in Measuring Species Abundance and Composition. Journal of Medical Entomology. 45 (3), 517-521 (2008).
  26. Gorsich, E. E., et al. A comparative assessment of adult mosquito trapping methods to estimate spatial patterns of abundance and community composition in southern Africa. Parasites & Vectors. 12 (1), 462 (2019).
  27. Azar, S. R., et al. ZIKV Demonstrates Minimal Pathologic Effects and Mosquito Infectivity in Viremic Cynomolgus Macaques. Viruses. 10 (11), 661 (2018).
  28. Azar, S. R., et al. Differential Vector Competency of Aedes albopictus Populations from the Americas for Zika Virus. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 97 (2), 330-339 (2017).
  29. Hanley, K. A., Azar, S. R., Campos, R. K., Vasilakis, N., Rossi, S. L. Support for the Transmission-Clearance Trade-Off Hypothesis from a Study of Zika Virus Delivered by Mosquito Bite to Mice. Viruses. 11 (11), 1072 (2019).
  30. Hart, C. E., et al. Zika Virus Vector Competency of Mosquitoes, Gulf Coast, United States. Emerging Infectious Diseases. 23 (3), 559-560 (2017).
  31. Karna, A. K., et al. Colonized Sabethes cyaneus, a Sylvatic New World Mosquito Species, Shows a Low Vector Competence for Zika Virus Relative to Aedes aegypti. Viruses. 10 (8), 434 (2018).
  32. Roundy, C. M., et al. Variation in Aedes aegypti Mosquito Competence for Zika Virus Transmission. Emerging Infectious Diseases. 23 (4), 625-632 (2017).
  33. Wilson, A. J., Harrup, L. E. Reproducibility and relevance in insect-arbovirus infection studies. Current Opinion in Insect Science. 28, 105-112 (2018).
  34. Hagan, R. W., et al. Dehydration prompts increased activity and blood feeding by mosquitoes. Scientific Reports. 8 (1), 6804 (2018).
  35. Guo, X. X., et al. Host Feeding Patterns of Mosquitoes in a Rural Malaria-Endemic Region in Hainan Island, China. Journal of the American Mosquito Control Association. 30 (4), 309-311 (2014).
  36. Kuno, G. Early history of laboratory breeding of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) focusing on the origins and use of selected strains. Journal of Medical Entomology. 47 (6), 957-971 (2010).
  37. Mayilsamy, M. Extremely Long Viability of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) Eggs Stored Under Normal Room Condition. Journal of Medical Entomology. 56 (3), 878-880 (2019).
  38. Althouse, B. M., et al. Potential for Zika Virus to Establish a Sylvatic Transmission Cycle in the Americas. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (12), 0002055 (2016).
  39. Vasilakis, N., Cardosa, J., Hanley, K. A., Holmes, E. C., Weaver, S. C. Fever from the forest: prospects for the continued emergence of sylvatic dengue virus and its impact on public health. Nature Reviews Microbiology. 9 (7), 532-541 (2011).
  40. Vasilakis, N., et al. Potential of ancestral sylvatic dengue-2 viruses to re-emerge. Virology. 358 (2), 402-412 (2007).

Tags

Here Are The Key Keywords From The Given Text: Vector CompetenceAedes AegyptiZika VirusArbovirusMosquitoesVector Competence AnalysesInfectious DiseasesVectorExperimentsInfected MosquitoesArthropod Containment FacilityBloodViral StockVero CellsInfectious Blood Meal
check_url/61112?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Azar, S. R., Weaver, S. C. Vector Competence Analyses on Aedes aegypti Mosquitoes using Zika Virus. J. Vis. Exp. (159), e61112, doi:10.3791/61112 (2020).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image