JoVE Journal > Immunology and Infection
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Immunology and Infection

וקטור יכולת ניתוחים על יתושים Aedes aegypti באמצעות וירוס זיקה

Published: May 31, 2020
doi:
10.3791/61112
,
1Institute for Human Infections and Immunity,University of Texas Medical Branch, 2Department of Pathology,University of Texas Medical Branch, 3Department of Microbiology and Immunology,University of Texas Medical Branch, 4World Reference Center for Emerging Viruses and Arboviruses,University of Texas Medical Branch

Summary

הפרוטוקול המוצג יכול לקבוע את היכולת הווקטורית של אוכלוסיות יתושים Aedes aegypti עבור וירוס נתון, כגון זיקה, במסגרת בלימה.

Abstract

ההליכים שהוצגו מתארים מתודולוגיה כללית להדביק יתושים Aedes aegypti עם וירוס זיקה בתנאי מעבדה כדי לקבוע את קצב ההדבקה, זיהום מופץ, והעברה פוטנציאלית של הנגיף באוכלוסיית היתושים המדוברת. הליכים אלה נמצאים בשימוש נרחב עם שינויים שונים בהערכות כשירות וקטורית ברחבי העולם. הם חשובים בקביעת התפקיד הפוטנציאלי כי יתוש נתון (כלומר, מינים, אוכלוסייה, הפרט) עשוי לשחק בהעברת סוכן נתון.

Introduction

יכולת וקטורית מוגדרת כיכולת ברמת המינים, האוכלוסייה ואפילו הפרט, של פרוקי רגליים נתון כגון יתוש, קרציה או זבוב חול פלבוטומין, לרכוש ולהעביר סוכן ביולוגית עם שכפול או התפתחות בפרוקי הרגליים1,2. ביחס ליתושים ווירוסים המועברים על ידי פרוקי רגליים (כלומר, ארבו-וירוסים), הסוכן מודבק ממארח וירמי על ידי יתושה נקבה. בעקבות בליעה, הנגיף חייב להדביק באופן פרודוקטיבי אחד מאוכלוסייה קטנה של תאי אפיתל midgut3, להתגבר על מכשולים פיזיולוגיים שונים כגון השפלה פרוטאוליטית על ידי אנזימי עיכול, נוכחות של המיקרוביוטה (מחסום זיהום midgut, או MIB), ואת מטריצה פריטרופית מופרשת. זיהום של אפיתל midgut חייב להיות מלווה שכפול של הנגיף ובסופו של דבר לברוח מן midgut לתוך מערכת הדם הפתוחה של היתוש, או המולימף, המייצג את תחילתו של זיהום מופץ להתגבר על מחסום הבריחה midgut (MEB). בשלב זה הנגיף יכול להקים זיהומים של רקמות משניות (למשל, עצבים, שרירים וגופי שומן) ולהמשיך לשכפל, אם כי שכפול משני כזה לא יכול להיות נחוץ בהחלט עבור הנגיף להדביק את תאי acinar של בלוטות הרוק (להתגבר על מחסום זיהום בלוטת הרוק). יציאה מתאי האצין של בלוטת הרוק לחללים האפיטליים שלהם ואז תנועה לתוך צינור הרוק מאפשרת חיסון של הנגיף למארחים הבאים על נשיכה, ומשלימה את מחזור השידור1,2,4,5,6,7.

בהתחשב במנגנון ההתפשטות המאופיין היטב והשמור בדרך כלל בתוך וקטור יתושים, הערכות כשירות וקטור מעבדה דומות לעתים קרובות באופן מתודולוגי, אם כי הבדלים בפרוטוקולים קיימים1,2. בדרך כלל, לאחר חשיפה לנגיף הפה, יתושים נותחים כך שרקמות בודדות כגון אמצע, רגליים, שחלות או בלוטות רוק יכולות להיבדק לזיהום ויראלי, זיהום מופץ, זיהום מופץ / שידור טרנסו-אווריאלי פוטנציאלי, וזיהום מופץ / יכולת שידור פוטנציאלית, בהתאמה8. עצם נוכחותו של וירוס בבלוטות הרוק, עם זאת, אינה עדות מוחלטת ליכולת ההדבקה, בהתחשב בראיות של מחסום בריחה /יציאה של בלוטת הרוק (SGEB) בכמה שילובים וקטור / וירוס1,2,4,5,7,9. השיטה הסטנדרטית להוכחת כשירות שידור נותרה העברת יתושים לחיה רגישה10,11,12. עם זאת, בהתחשב בכך עבור arboviruses רבים זה מחייב את השימוש של מודלים מורין immunocompromised13,14,15,16, שיטה זו היא לעתים קרובות עלות-אוסרת. חלופה נפוצה היא אוסף של רוק יתושים, אשר ניתן לנתח על ידי תגובת שרשרת שעתוק הפוך-פולימראז (RT-PCR) או בדיקה זיהומית כדי להדגים את נוכחותו של הגנום הנגיפי או חלקיקים זיהומיים, בהתאמה. ראוי לציין כי שיטות איסוף רוק במבחנה כאלה עשויות ערך יתר עלהמידה 12 או לזלזל17 את כמות הנגיף שהופקד במהלך האכלת vivo, המציין כי נתונים כאלה חייבים להתפרש בזהירות. עם זאת, שיטת מביטה היא בעלת ערך רב כאשר מנותחת מנקודת המבט של עצם נוכחות הנגיף ברוק, מה שמצביע על פוטנציאל ההדבקה.

קיימות שתי גישות עיקריות לקביעת תפקידם של וקטורים יתושים בהתפרצויות מחלות ארבו-ויראליות. השיטה הראשונה כוללת מעקב שדה, שבו יתושים נאספים בהקשר של שידור פעיל18,19,20,21,22,23,24. עם זאת, בהתחשב בכך ששיעורי ההדבקה הם בדרך כלל נמוכים למדי (למשל, שיעור ההדבקה המשוער של 0.061% יתושים באזורים של וירוס זיקה פעיל (ZIKV) במחזור בארצות הברית21), הפללה של מינים וקטוריים פוטנציאליים יכולה להיות מוטה בכבדות על ידי לכידת מתודולוגיה25,26 וסיכוי אקראי (למשל, דגימת אדם נגוע אחד מתוך 1,600 לא נגוע)21 . אם ניקח זאת בחשבון, מחקר נתון לא יכול לרכוש יתושים מספיק הן במספרים גולמיים או מגוון מינים כדי לדגום במדויק יתושים המעורבים בהעברת. לעומת זאת, ניתוחי כשירות וקטורית מתבצעים במסגרת מעבדה, המאפשרים שליטה קפדנית בפרמטרים כגון מינון אוראלי. למרות שאינם מסוגלים לייצג את המורכבות האמיתית של זיהום יתושים ויכולת שידור במסגרת שדה, הערכות מעבדה אלה נשארות כלים רבי עוצמה בתחום הארבו-וירביולוגיה.

בהתבסס על ניתוחי כשירות וקטור שונים עם ZIKV במספר מינים של יתושים, אוכלוסיות ושיטות27,28,29,30,31,32, כמו גם סקירה אחרונה של הערכות יכולת וקטורית1, אנו מתארים כאן כמה מהפרוטוקולים הקשורים לזרימת עבודה וקטורית טיפוסית. בניסויים אלה, שלוש אוכלוסיות Ae. aegypti מאמריקה (העיר סלבדור, ברזיל; הרפובליקה הדומיניקנית; ועמק ריו גרנדה התחתון, TX, ארה”ב) נחשפו לזן יחיד של ZIKV (Mex 1-7, גישה GenBank: KX247632.1) ב 4, 5, או 6יומן 10 יחידות יוצרות מיקוד (FFU)/ mL באמצעות מקת דם מלאכותי. לאחר מכן, הם נותחו לראיות לזיהום, זיהום מופץ ויכולת שידור לאחר זמנים שונים של דגירה קיצונית (2, 4, 7, 10 ו -14 ימים) באמצעות ניתוח ובסיס מדבקות מבוסס תרבות תאים. למרות שזרימת העבודה/הפרוטוקולים הנוכחיים ממוטבים עבור ZIKV, אלמנטים רבים ניתנים לתרגום ישיר לארובווירוסים אחרים המועברים על ידי יתושים ברמות בלימת פרוקי רגליים וביו-בטיחות 2 ו-3 (ACL/BSL2 או ACL/BSL3).

Protocol

כל ההליכים שבוצעו בפרוטוקולים אלה בוצעו בעמידה מלאה בפרוטוקולים שאושרו על ידי הוועדה המוסדית לאבטחה ביולוגית וועדת הטיפול והשימוש בבעלי חיים המוסדית של הסניף הרפואי של אוניברסיטת טקסס בגלווסטון. 1. להגביר את זיקה מיק”ב בתאי Vero לגדל תאי Vero (CCL-81 או VeroE6) בשינוי של Dulbecco של …

Representative Results

שלוש אוכלוסיות של Ae. aegypti מאמריקה (סלבדור, ברזיל; הרפובליקה הדומיניקנית; ועמק ריו גרנדה, TX, ארה”ב) נחשפו לזן התפרצות של ZIKV מאמריקה (ZIKV Mex 1-7, מדינת צ’יאפס, מקסיקו, 2015) על מגוון של טיטרים של דם (4, 5, ו -6 יומן10 FFU / mL) שהוצגו בקם דם מלאכותי מבוסס אריתרוציטים אנושי שטוף. בימים 2, 4, 7, 10 ו – 14 לאחר ה?…

Discussion

השיטות המתוארות כאן מספקות זרימת עבודה כללית לביצוע ניתוחי כשירות וקטורית. כמסגרת כללית, רבות מהמתודולוגיות הללו נשמרות ברחבי הספרות. עם זאת, יש מקום משמעותי לשינויים (נבדק אזר וויבר1). וירוס (למשל, שושלת ויראלית, אחסון של וירוס אתגר, היסטוריית מעבר ויראלית), אנטומולוגיה (למשל, ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

אנו מודים לצוות של מרכז ההתייחסות העולמי לווירוסים מתפתחים ו Arboviruses (WRCEVA): ד”ר רוברט טש, הילדה גוזמן, ד”ר קנת פלנטה, ד”ר ג’סיקה פלנטה, דיון שרטון ודיביה מירצ’נדאני, על עבודתם הבלתי נלאה באוצר ובספקת זנים ויראליים רבים המשמשים לניסויי היכולת הווקטורית שלנו ושל קבוצות אחרות. העבודה המוצגת מומנה על ידי קרן מלגות מקלפלין (SRA) ו- NIH מעניקה AI120942 ו- AI121452.

Materials

3mL Standard Reservoir R37P30 Hemotek Ltd Insectary Equipment
7/32" Stainless Steel 440 Grade C Balls 4RJH9 Grainger Grinding Media
Acetone, Histological Grade, Fisher Chemicals, Poly Bottle, 4L, 4/Case A16-P4 FisherScientific Fixative
Adenosine 5'-triphospate disodium salt hydrat, microbial, BioReagent, suitable for cell culture A6419-1G MilliporeSigma Reagent
Anti-Flavivirus Group Antigen Antibody, clone D1-4G2-4-15 MAB10216 MilliporeSigma Primary Antibody for focus forming assay
Anti-Mouse IgG (H+L) Antibody, Human Serum Adsorbed and Peroxidase-Labeled, 1.0mL/Bottle 5450-0011 KPL/Seracare Secondary Antibody for focus forming assay
Bleach NC0427256 FisherScientific Decontamination
Corning, Cell Culture Treated Flasks, 150cm2, Vented Cap, Case of 50 10-126-34 FisherScientific Cell culture consumable
Costar Cell Culture Plates, 24-well, 5/bag, 100/case, Corning 07-200-740 FisherScientific Cell culture consumable
Costar Cell Culture Plates, 96-well, 5/bag, 100/case, Corning 07-200-91 FisherScientific Cell culture consumable
Crystal Violet C0775-100G MilliporeSigma Stain
Eppendorf Snap Cap Microcentrifuge Safe-Lock 2mL Tubes, 500/Case 05-402-7 FisherScientific Plastic consumable
Falcon 15mL Conical Centrigue Tubes 14-959-70C FisherScientific Plastic consumable
Falcon 50mL Conical Centrigue Tubes 14-959-49A FisherScientific Plastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 10mL Pipets, 200/Case 13-675-20 FisherScientific Plastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 1mL Pipets, 1000/Case 13-675-15B FisherScientific Plastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 25mL Pipets, 200/Case 13-675-30 FisherScientific Plastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 5mL Pipets, 200/Case 13-675-22 FisherScientific Plastic consumable
Falcon Standard Tissue Culture Dishes 08-772B FisherScientific Plastic consumable
Fetal Bovine Serum-Premium, 500mL S11150 Atlanta Biologicals Cell culture reagent
Fisherbrand Economy Plain Glass Microscope Slides 12-550-A3 FisherScientific Immobilization of Mosquitos
FU1 Feeder FU1-0 Hemotek Ltd Insectary Equipment; feeding units
Gibco DPBS with Calcium and Magnesium, 10 x 500mL Bottles 140-040-182 FisherScientific Cell culture reagent
Gibco Fungizone, Amphotericin B, 250μg/mL, 50mL/Bottle 15-290-026 Fisher Scientific Cell culture reagent
Gibco Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL), 100mL/Bottle, 20 Bottles/Case 15-140-163 FisherScientific Cell culture reagent
Gibco, Tryptsin-EDTA (.25%), Phenol red, 20 x 100mL Bottles 25-200-114 FisherScientific Cell culture reagent
Gibcom DMEM, High Glucose, 10 x 500mL Bottles 11-965-118 FisherScientific Cell culture reagent
Human Blood, Unspecified Gender, Na-Citrate, 1 Unit 7203706 Lampire Bloodmeal preparation
InsectaVac Aspirator 2809B Bioquip Insectary Equipment
Methanol, Certified ACS, Fisher Chemicals, Amber Glass Bottle, 4L, 4/Case A412-4 FisherScientific Fixative
Methyl cellulose, viscosity: 3,500-5,600 cP, 2 % in water(20 °C), 250g/Bottle M0512-250G MilliporeSigma Cell culture reagent
Micro-chem Plus Disinfectant Detergent C849T34 Thomas Scientific Decontamination; working dilution of dual quaternary ammonium
Mineral Oil, BioReagent, for molecular biology M5904-5X5ML MilliporeSigma Immobilization of Mosquitos
O-rings OR37-25 Hemotek Ltd Insectary Equipment
Plastic Plugs PP5-250 Hemotek Ltd Insectary Equipment
PS6 Power Unit (110-120V) PS6120 Hemotek Ltd Insectary Equipment; power source
Rubis Forceps, Offset blades, superfine points 4525 Bioquip Insectary Equipment
Sarstedt Inc, 2mL Screw Cap Microtube, Conical Bottom, O-ring Cap, Sterile, 1000/Case 50-809-242 FisherScientific Plastic consumable
Sucrose, BioUltra, for molecular biology 84097-250G MilliporeSigma Reagent
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 1000μL Pipette Tips, 100 tips/Rack, 8 Racks/Pack, 4 Packs/Case 21-402-487 FisherScientific Plastic consumable
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 200μL Pipette Tips, 96 tips/Rack, 10 Racks/Pack, 5 Packs/Case 21-402-486 FisherScientific Plastic consumable
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 20μL Pipette Tips, 96 tips/Rack, 10 Racks/Pack, 5 Packs/Case 21-402-484 FisherScientific Plastic consumable
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention, Extended Reach 10μL Pipette Tips, 96 tips/Rack, 10 Racks/Pack, 5 Packs/Case 21-402-482 FisherScientific Plastic consumable
TissueLyser II 85300 QIAGEN Homogenization
TrueBlue Peroxidase Substrate Kit, 200mL 5510-0030 Seracare Developing solution for focus forming assay
Vero CCL-81 American Type Culture Collection Mammalian cell line to amplify virus and conduct infectious assay
Vero C1008 [Vero 76, clone E6, Vero E6] CRL-1586 American Type Culture Collection Mammalian cell line to amplify virus and conduct infectious assay
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Azar, S. R., Weaver, S. C. Vector Competence: What Has Zika Virus Taught Us. Viruses. 11 (9), 867 (2019).
  2. Souza-Neto, J. A., Powell, J. R., Bonizzoni, M. Aedes aegypti vector competence studies: A review. Infection, Genetics and Evolution. 67, 191-209 (2019).
  3. Smith, D. R., Adams, A. P., Kenney, J. L., Wang, E., Weaver, S. C. Venezuelan Equine Encephalitis Virus in the Mosquito Vector Aedes taeniorhynchus: Infection Initiated by a Small Number of Susceptible Epithelial Cells and a Population Bottleneck. Virology. 372 (1), 176-186 (2008).
  4. Forrester, N. L., Coffey, L. L., Weaver, S. C. Arboviral bottlenecks and challenges to maintaining diversity and fitness during mosquito transmission. Viruses. 6 (10), 3991-4004 (2014).
  5. Kramer, L. D., Ciota, A. T. Dissecting vectorial capacity for mosquito-borne viruses. Current Opinion in Virology. 15, 112-118 (2015).
  6. Kramer, L. D., Hardy, J. L., Presser, S. B., Houk, E. J. Dissemination Barriers for Western Equine Encephalomyelitis Virus in Culex tarsalis infected after Ingestion of Low Viral Doses. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 30 (1), 190-197 (1981).
  7. Lounibos, L. P., Kramer, L. D. Invasiveness of Aedes aegypti and Aedes albopictus and Vectorial Capacity for Chikungunya Virus. The Journal of Infectious Diseases. 214, 453-458 (2016).
  8. Heitmann, A., et al. Forced Salivation as a Method to Analyze Vector Competence of Mosquitoes. Journal of Visualized Experiments. (138), e57980 (2018).
  9. Beerntsen, B. T., James, A. A., Christensen, B. M. Genetics of Mosquito Vector Competence. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 64 (1), 115-137 (2000).
  10. Guo, X. X., et al. Culex pipiens quinquefasciatus: a potential vector to transmit Zika virus. Emerging Microbes & Infections. 5 (9), 102 (2016).
  11. Secundino, N. F. C., et al. Zika virus transmission to mouse ear by mosquito bite: a laboratory model that replicates the natural transmission process. Parasites & Vectors. 10 (1), 346 (2017).
  12. Smith, D. R., et al. Venezuelan Equine Encephalitis Virus Transmission and Effect on Pathogenesis. Emerging Infectious Diseases. 12 (8), 1190-1196 (2006).
  13. Lazear, H. M., et al. A Mouse Model of Zika Virus Pathogenesis. Cell Host Microbe. 19 (5), 720-730 (2016).
  14. Morrison, T. E., Diamond, M. S. Animal Models of Zika Virus Infection, Pathogenesis, and Immunity. Journal of Virology. 91 (8), 9-17 (2017).
  15. Reynolds, E. S., Hart, C. E., Hermance, M. E., Brining, D. L., Thangamani, S. An Overview of Animal Models for Arthropod-Borne Viruses. Comparative Medicine. 67 (3), 232-241 (2017).
  16. Rossi, S. L., et al. Characterization of a Novel Murine Model to Study Zika Virus. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 94 (6), 1362-1369 (2016).
  17. Styer, L. M., et al. Mosquitoes inoculate high doses of West Nile virus as they probe and feed on live hosts. PLoS Pathogens. 3 (9), 1262-1270 (2007).
  18. Azar, S. R., Diaz-Gonzalez, E. E., Danis-Lonzano, R., Fernandez-Salas, I., Weaver, S. C. Naturally infected Aedes aegypti collected during a Zika virus outbreak have viral titres consistent with transmission. Emerging Microbes & Infections. 8 (1), 242-244 (2019).
  19. Dzul-Manzanilla, F., et al. Evidence of vertical transmission and co-circulation of chikungunya and dengue viruses in field populations of Aedes aegypti (L.) from Guerrero, Mexico. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene. 110 (2), 141-144 (2016).
  20. Grard, G., et al. Zika virus in Gabon (Central Africa) – 2007: a new threat from Aedes albopictus. PLoS Neglected Tropical Diseases. 8 (2), 2681 (2014).
  21. Grubaugh, N. D., et al. Genomic epidemiology reveals multiple introductions of Zika virus into the United States. Nature. 546 (7658), 401-405 (2017).
  22. Guerbois, M., et al. Outbreak of Zika Virus Infection, Chiapas State, Mexico, 2015, and First Confirmed Transmission by Aedes aegyti Mosquitoes in the America. The Journal of Infectious Diseases. 214 (9), 1349-1356 (2016).
  23. Lundstrom, J. O., et al. Sindbis virus polyarthritis outbreak signalled by virus prevalence in the mosquito vectors. PLoS Neglected Tropical Diseases. 13 (8), 0007702 (2019).
  24. Miller, B. R., Monath, T. P., Tabachnik, W. J., Ezike, V. I. Epidemic yellow fever caused by an incompetent mosquito vector. Tropical Medicine and Parasitology. 40 (4), 396-399 (1989).
  25. Brown, H. E., et al. Effectiveness of Mosquito Traps in Measuring Species Abundance and Composition. Journal of Medical Entomology. 45 (3), 517-521 (2008).
  26. Gorsich, E. E., et al. A comparative assessment of adult mosquito trapping methods to estimate spatial patterns of abundance and community composition in southern Africa. Parasites & Vectors. 12 (1), 462 (2019).
  27. Azar, S. R., et al. ZIKV Demonstrates Minimal Pathologic Effects and Mosquito Infectivity in Viremic Cynomolgus Macaques. Viruses. 10 (11), 661 (2018).
  28. Azar, S. R., et al. Differential Vector Competency of Aedes albopictus Populations from the Americas for Zika Virus. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 97 (2), 330-339 (2017).
  29. Hanley, K. A., Azar, S. R., Campos, R. K., Vasilakis, N., Rossi, S. L. Support for the Transmission-Clearance Trade-Off Hypothesis from a Study of Zika Virus Delivered by Mosquito Bite to Mice. Viruses. 11 (11), 1072 (2019).
  30. Hart, C. E., et al. Zika Virus Vector Competency of Mosquitoes, Gulf Coast, United States. Emerging Infectious Diseases. 23 (3), 559-560 (2017).
  31. Karna, A. K., et al. Colonized Sabethes cyaneus, a Sylvatic New World Mosquito Species, Shows a Low Vector Competence for Zika Virus Relative to Aedes aegypti. Viruses. 10 (8), 434 (2018).
  32. Roundy, C. M., et al. Variation in Aedes aegypti Mosquito Competence for Zika Virus Transmission. Emerging Infectious Diseases. 23 (4), 625-632 (2017).
  33. Wilson, A. J., Harrup, L. E. Reproducibility and relevance in insect-arbovirus infection studies. Current Opinion in Insect Science. 28, 105-112 (2018).
  34. Hagan, R. W., et al. Dehydration prompts increased activity and blood feeding by mosquitoes. Scientific Reports. 8 (1), 6804 (2018).
  35. Guo, X. X., et al. Host Feeding Patterns of Mosquitoes in a Rural Malaria-Endemic Region in Hainan Island, China. Journal of the American Mosquito Control Association. 30 (4), 309-311 (2014).
  36. Kuno, G. Early history of laboratory breeding of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) focusing on the origins and use of selected strains. Journal of Medical Entomology. 47 (6), 957-971 (2010).
  37. Mayilsamy, M. Extremely Long Viability of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) Eggs Stored Under Normal Room Condition. Journal of Medical Entomology. 56 (3), 878-880 (2019).
  38. Althouse, B. M., et al. Potential for Zika Virus to Establish a Sylvatic Transmission Cycle in the Americas. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (12), 0002055 (2016).
  39. Vasilakis, N., Cardosa, J., Hanley, K. A., Holmes, E. C., Weaver, S. C. Fever from the forest: prospects for the continued emergence of sylvatic dengue virus and its impact on public health. Nature Reviews Microbiology. 9 (7), 532-541 (2011).
  40. Vasilakis, N., et al. Potential of ancestral sylvatic dengue-2 viruses to re-emerge. Virology. 358 (2), 402-412 (2007).

Tags

Here Are The Key Keywords From The Given Text: Vector CompetenceAedes AegyptiZika VirusArbovirusMosquitoesVector Competence AnalysesInfectious DiseasesVectorExperimentsInfected MosquitoesArthropod Containment FacilityBloodViral StockVero CellsInfectious Blood Meal
check_url/61112?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Azar, S. R., Weaver, S. C. Vector Competence Analyses on Aedes aegypti Mosquitoes using Zika Virus. J. Vis. Exp. (159), e61112, doi:10.3791/61112 (2020).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image