Summary

トランス・大腿部アクセスを用いたヒトサイズの冠動脈ステントのラット腹部大動脈への移植

Published: November 19, 2020
doi:

Summary

このプロトコルは、トランス・フィスモラル・アクセスを用いて、apoE-/- バックグラウンドを有するラットの腹部大動脈へのヒト冠動脈ステントの移植を記述する。他の動物モデルと比較して、マウスモデルは高い効率、再現性、取扱いおよびハウジングの容易さ、および分子マーカーの広い利用可能性の利点を運ぶ。

Abstract

経皮的冠動脈介入(PCI)は、冠状動脈ステントの展開と相まって、冠動脈疾患の介入治療におけるゴールドスタンダードを表す。インステント・レステノーシス(ISR)は、ステント内の新内皮組織の過剰増殖によって決定され、ステントの長期的な成功を制限する。様々な動物モデルが、ブタ冠動脈およびウサギの腸骨動脈モデルが最も頻繁に使用されている、ステント内修復(ISR)の基礎となる病態生理学的プロセスを解明するために使用されてきた。Ming モデルは、高スループット、取り扱いとハウジングの容易さ、再現性、および分子マーカーの幅広い可用性の利点を提供します。アポリポプロテインE欠損(apoE-/-) マウスモデルは、心血管疾患の研究に広く使用されています。しかし、ステントは、機械的および(潜在的に)生物学的特性の重要な変化を伴うマウスに移植されるように小型化する必要があります。apoE-/- ラットの使用は、アポエ-/- ラットとしてこれらの欠点を克服できると同時に、アテロゲン性表現型を提供しながら、ヒトサイズの冠状動脈ステントの評価を可能にする。これにより、ステント注入後のISRを調査するための優れた信頼性の高いモデルになります。ここでは、例えば、市販のヒト冠状動脈ステントをapoE-/- バックグラウンドを有するラットの腹部大動脈へのトランスポンテーションを、トランス・フェモラル・アクセスを用いて詳細に説明する。

Introduction

経皮的冠動脈介入(PCI)は、冠状動脈ステントの展開と相まって、冠動脈疾患1の介入治療におけるゴールドスタンダードを表す。しかし、ステントの長期的な成功は、ステント内の新内組織の過剰増殖によって決定されるステント内レステノーシス(ISR)の発生によって制限され得る2,3。ISRは、冠状動脈バイパスまたは再PCIのいずれかで再介入を必要とするかもしれない。ISRの研究には様々な動物モデルが提案されており、それぞれが長所と短絡を特徴とする。最も一般的に使用されるブタ冠動脈およびウサギの腸動脈モデルの主な欠点は、ステント移植後のヒトと著しく類似した病変を発症する4、5であり、特に長期的な研究における物流上の困難、ならびに取り扱いや機器の制限を引き起こす大きな動物および住宅コストである。さらに、豚やウサギの細胞タンパク質に対する抗体の入手は限られています。一方、マウスモデルは、高スループットと再現性の大きな利点だけでなく、取り扱い、ハウジング、したがってコスト効率の容易さを提供します。さらに、より多くの抗体が利用可能である。しかし、アポリポタンパク質E欠損(apoE-/–)マウスはアテローム性動脈硬化症6、7、8の研究に広く使用されてきたが、ステントをマウスに移植するために小型化しなければならないため、ISRの研究には不向きであり、ステントの機械的特性を変化させる可能性がある。さらに、マウスの大動脈壁は、若いマウスでは50μm、古いマウスでは85μmの間で測定され、ステントは2気圧の低い圧力レベルを使用して展開する必要があり、ステント10のマラッピングにつながる可能性がある。しかしながら、ラットは、市販のヒト冠状ステントの移植を可能にし、大動脈ステント移植後に大きな動物と同様の血管治癒過程を示す、最初にLangeveldららによって報告された。この技術はもともと、血流の一時的な中断を達成するために大動脈の物理的な収縮を必要とする経腹的なアクセスを必要としました。潜在的に関連する血管損傷および炎症反応を避けるために、この技術は後にトランス腸骨アクセスの導入によって洗練され、さらに動物12の生存率が高くなる。

野生型ラットはアテローム硬化性病変13を発症しないため、アポエ-/-ラットは、転写活性化因子様エフェクターヌクレアーゼ(TALEN)14などのヌクレアーゼ技術を用いて生成されており、クラスター化された定期的に間隔をあけた短いパリンドローム反復(CRISPR/Cas9)15、およびジンクフィンガー(ZF)16。ApoE-/-ラットは2011年から市販されている。アテローム原性の背景を提供するapoE-/-ラットは、特にISRに関して、ヒトサイズの冠状動脈ステントのより現実的な評価を可能にする。

ここで、我々は、経大的なアクセス経路を介して、市販の薄いストラットコバルトクロム薬物溶出ステント(DES)を用いた方法を記述するが、ベアメタルステント(BMS)または生分解性ステントのような他のステントタイプの研究にも適用することができる。

Protocol

実験は、科学的目的のために使用される動物の保護に関するドイツの動物福祉法(TSchG)および指令2010/63/EUに従って行われました。この研究の公式承認は、政府動物のケアと使用委員会によって付与されました (プロトコル No.: AZ 87-51.04.2010.A065;ランデサムト・フュル・ナートゥール、ウムヴェルト・ウント・ヴェルブラウヒャーシュッツ・ノルドハイン=ヴェストファーレン、レックリングハウ?…

Representative Results

このプロトコルは、トランス大腿部アクセス経路を用いたラットの腹部大動脈におけるステント移植について説明する(図1)。この動物モデルの最初の中心点は、人間サイズの冠状動脈ステントの展開を可能にすることです。市販の圧着およびバルーン付着冠状動脈ステントは、ラットの腹部大動脈に配置することができる。したがって、加えて、ステント展開の原理は?…

Discussion

このプロトコルは、ヒトサイズの冠状動脈ステントをapoE-/- ラットの腹部大動脈に移植する方法を説明する。いくつかの技術的な点は強調する価値があります。まず、ステントサイズと大オータのサイズの不一致を避けるべきです。ステントを小さすぎると、ステントのマラプ位置につながる可能性がありますが、大間に大きすぎるステントの埋め込みは、血管の過度の伸縮、引裂、…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

埋め込みとスライド制作に関する貴重な技術支援をしてくれたアンジェラ・フロイント夫人に感謝します。また、動物実験外科研究所のタデウシュ・ストインスキー氏の獣医の仕事に対する洞察力に満ちた支援に感謝します。

Materials

Diet
SNIFF High Fat diet + Clopidogrel (15 mg/kg) SNIFF Spezialdiäten GmbH, Soest custom prepared Western Diet
Drugs and Anesthetics
Buprenorphine Essex Pharma 997.00.00
ISOFLO (Isoflurane Vapor) vaporiser Eickemeyer 4802885
Isoflurane Forene Abbott B 506
Isotonic (0.9%) NaCl solution DeltaSelect GmbH PZN 00765145
Ringer's lactate solution Baxter Deutschland GmbH 3775380
(S)-ketamine CEVA Germany
Xylazine Medistar Germany
Consumable supplies
10 mL syringes BD Plastipak 4606108V
2 mL syringes BD Plastipak 4606027V
6-0 prolene suture ETHICON N-2719K
4-0 silk suture Seraflex IC 158000
Bepanthen Eye and Nose Ointment Bayer Vital GmbH 6029009.00.00
Cotton Gauze swabs Fuhrmann GmbH 32014
Durapore silk tape 3M 1538-1
Poly-Alcohol Skin Desinfection Solution Antiseptica GmbH 72PAH200
Sterican needle 18 G B. Braun 304622
Sterican needle 27 3/4 G B.Braun 4657705
Tissue Paper commercially available
Surgical instruments
Graefe forceps curved x1 Fine Science Tools Inc. 11151-10
Graefe forceps straight Fine Science Tools Inc. 11050-10
Needle holder Mathieu Fine Science Tools Inc. 12010-14
Scissors Fine Science Tools Inc. 14074-11
Semken forceps Fine Science Tools Inc. 11008-13
Small surgical scissors curved Fine Science Tools Inc. 14029-10
Small surgical scissors straight Fine Science Tools Inc. 14028-10
Standard pattern forceps Fine Science Tools Inc. 11000-12
Vannas spring scissors Fine Science Tools Inc. 15000-08
Equipment
Dissecting microscope Leica MZ9
Temperature controlled heating pad Sygonix 26857617
Equipment for stent implantation
Drug-eluting stent Xience 2,25mm x 8mm Abbott Vascular USA 1009544-18
Guide wire Fielder XT PTCA guide wire: 0.014" x 300cm ASAHI INTECC CO., LTD Japan AGP140302
Inflation syringe system Abbott 20/30 Priority Pack 1000186
Tissue processing and analysis
30% H2O2 Roth 9681 Histology
Ethanol Roth K928.1 Histology
Giemsas Azur-Eosin-Methylenblau Merck 109204 Histology
Graphic Drawing Tablet WACOM Europe GmbH CTL-6100WLK-S
Roti Histofix, Formaldehyd 4% buffered Roth P087 Histology
Technovit 9100 Morphisto 12225.K1000 Histology

References

  1. Patel, M. R., et al. ACC/AATS/AHA/ASE/ASNC/SCAI/SCCT/STS 2017 Appropriate Use Criteria for Coronary Revascularization in Patients With Stable Ischemic Heart Disease: A Report of the American College of Cardiology Appropriate Use Criteria Task Force, American Association for Thoracic Surgery, American Heart Association, American Society of Echocardiography, American Society of Nuclear Cardiology, Society for Cardiovasular Angiography and Interventions, Society of Cardiovascular Computed Tomography, and Society of Thoracic Surgeons. Journal of the American College of Cardiology. 69 (17), 2212-2241 (2017).
  2. Virmani, R., Farb, A. Pathology of in-stent restenosis. Current Opinion in Lipidology. 10 (6), 499-506 (1999).
  3. Buccheri, D., Piraino, D., Andolina, G., Cortese, B. Understanding and managing in-stent restenosis: a review of clinical data, from pathogenesis to treatment. Journal of Thoracic Disease. 8 (10), 1150-1162 (2016).
  4. Perkins, L. E. Preclinical models of restenosis and their application in the evaluation of drug-eluting stent systems. Veterinary Pathology. 47 (1), 58-76 (2010).
  5. Kim, W. H., et al. Histopathologic analysis of in-stent neointimal regression in a porcine coronary model. Coronary Artery Disease. 11 (3), 273-277 (2000).
  6. Plump, A. S., et al. Severe hypercholesterolemia and atherosclerosis in apolipoprotein E-deficient mice created by homologous recombination in ES cells. Cell. 71 (2), 343-353 (1992).
  7. Breslow, J. L. Transgenic mouse models of lipoprotein metabolism and atherosclerosis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 90 (18), 8314-8318 (1993).
  8. Knowles, J. W., Maeda, N. Genetic modifiers of atherosclerosis in mice. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (11), 2336-2345 (2000).
  9. Wheeler, J. B., Mukherjee, R., Stroud, R. E., Jones, J. A., Ikonomidis, J. S. Relation of murine thoracic aortic structural and cellular changes with aging to passive and active mechanical properties. Journal of the American Heart Association. 4 (3), 001744 (2015).
  10. Rodriguez-Menocal, L., et al. A novel mouse model of in-stent restenosis. Atherosclerosis. 209 (2), 359-366 (2010).
  11. Langeveld, B., et al. Rat abdominal aorta stenting: a new and reliable small animal model for in-stent restenosis. Journal of Vascular Research. 41 (5), 377-386 (2004).
  12. Oyamada, S., et al. Trans-iliac rat aorta stenting: a novel high throughput preclinical stent model for restenosis and thrombosis. Journal of Surgical Research. 166 (1), 9 (2011).
  13. Touchard, A. G., Schwartz, R. S. Preclinical restenosis models: challenges and successes. Toxicologic Pathology. 34 (1), 11-18 (2006).
  14. Wei, S., et al. Apolipoprotein E-deficient rats develop atherosclerotic plaques in partially ligated carotid arteries. Atherosclerosis. 243 (2), 589-592 (2015).
  15. Zhao, Y., et al. Hyperlipidemia induces typical atherosclerosis development in Ldlr and Apoe deficient rats. Atherosclerosis. 271, 26-35 (2018).
  16. Ekuni, D., et al. Occlusal disharmony accelerates the initiation of atherosclerosis in apoE knockout rats. Lipids in Health and Disease. 13 (144), 13 (2014).
  17. Bhattacharya, D., Van Meir, E. G. A simple genotyping method to detect small CRISPR-Cas9 induced indels by agarose gel electrophoresis. Scientific Reports. 9 (1), 39950 (2019).
  18. Malik, N., et al. Intravascular stents: a new technique for tissue processing for histology, immunohistochemistry, and transmission electron microscopy. Heart. 80 (5), 509-516 (1998).
  19. Kumar, A. H., McCauley, S. D., Hynes, B. G., O’Dea, J., Caplice, N. M. Improved protocol for processing stented porcine coronary arteries for immunostaining. Journal of Molecular Histology. 42 (2), 187-193 (2011).
  20. Jiang, Z., et al. A novel vein graft model: adaptation to differential flow environments. American Journal of Physiology – Heart and Circulatory Physiology. 286 (1), 18 (2004).
  21. Cornelissen, A., et al. Apolipoprotein E deficient rats generated via zinc-finger nucleases exhibit pronounced in-stent restenosis. Scientific Reports. 9 (1), 54541 (2019).
  22. Ritskes-Hoitinga, M. G. T., Jensen, T. L., Mikkelsen, L. F. . The Laboratory Mouse (Second Edition). , 567-599 (2012).
  23. Rune, I., et al. Long-term Western diet fed apolipoprotein E-deficient rats exhibit only modest early atherosclerotic characteristics. Scientific Reports. 8 (1), 23835 (2018).
  24. Daemen, J., et al. Early and late coronary stent thrombosis of sirolimus-eluting and paclitaxel-eluting stents in routine clinical practice: data from a large two-institutional cohort study. Lancet. 369 (9562), 667-678 (2007).
  25. Cornelissen, A., Vogt, F. J. The effects of stenting on coronary endothelium from a molecular biological view: Time for improvement. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 23 (1), 39-46 (2019).
  26. Mori, H., et al. Pathological mechanisms of left main stent failure. International Journal of Cardiology. 263, 9-16 (2018).
  27. Wolinsky, H., Glagov, S. Comparison of abdominal and thoracic aortic medial structure in mammals. Deviation of man from the usual pattern. Circulation Research. 25 (6), 677-686 (1969).
  28. Lowe, H. C., James, B., Khachigian, L. M. A novel model of in-stent restenosis: rat aortic stenting. Heart. 91 (3), 393-395 (2005).
  29. Unthank, J. L., Nixon, J. C., Lash, J. M. Early adaptations in collateral and microvascular resistances after ligation of the rat femoral artery. Journal of Applied Physiology. 79 (1), 73-82 (1985).
  30. Nevzati, E., et al. Biodegradable Magnesium Stent Treatment of Saccular Aneurysms in a Rat Model – Introduction of the Surgical Technique. Journal of Visualized Experiments. (128), e56359 (2017).
  31. Aquarius, R., Smits, D., Gounis, M. J., Leenders, W. P. J., de Vries, J. Flow diverter implantation in a rat model of sidewall aneurysm: a feasibility study. Journal of NeuroInterventional Surgery. 10 (1), 88-92 (2018).
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Cornelissen, A., Florescu, R., Schaaps, N., Afify, M., Simsekyilmaz, S., Liehn, E., Vogt, F. Implantation of Human-Sized Coronary Stents into Rat Abdominal Aorta Using a Trans-Femoral Access. J. Vis. Exp. (165), e61442, doi:10.3791/61442 (2020).

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