Summary

Травма ишемии-реперфузии органов путем моделирования гемодинамических изменений в модели трансплантации печени крыс

Published: March 06, 2021
doi:

Summary

В настоящем документе приводится подробное описание того, как построить животное модель анхепатической фазы (ишемия печени) у крыс, чтобы облегчить фундаментальные исследования ишемии-реперфузии травмы после трансплантации печени.

Abstract

Ортопедическая трансплантация печени (OLT) у крыс является проверенной и проверенной моделью животных, используемой для предоперационных, интраоперационных и послеоперационных исследований, включая ишемию-реперфузию (ИРИ) внегепатических органов. Эта модель требует многочисленных экспериментов и устройств. Продолжительность анхепатической фазы тесно связана со временем развития ИРИ после трансплантации. В этом эксперименте мы использовали гемодинамические изменения, чтобы вызвать экстрагепатические повреждения органов у крыс и определили максимальное время толерантности. Время до самой тяжелой травмы органа варьировалось для различных органов. Этот метод можно легко воспроизвести, а также может быть использован для изучения ИРИ внегепатических органов после трансплантации печени.

Introduction

Ишемия-реперфузия травмы (ИРИ) является распространенным осложнением после трансплантации печени. Печеночная ИРИ является патологическим процессом, включающим ишемию опосредованное повреждение клеток и ненормальное ухудшение реперфузии печени. Печеночная ИРИ и местный врожденный иммунный ответ можно разделить на горячие и холодные ИРИ, в соответствии с различиями в клиническойсреде 1. Горячая ИРИ вызвана травмой стволовых клеток, как правило, в результате трансплантации печени, шока и травмы2. Холодный ИРИ является осложнением трансплантации печени, вызванной эндотелиальных клеток и периферической циркуляции3. Клинические отчеты показали, что печеночная ИРИ связана с 10% ранних отказов органов и может увеличить заболеваемость острым и хроническимотторжением 4,5. Кроме того, печеночная ИРИ может также вызвать синдромы множественной дисфункции органов или синдром системной воспалительной реакции, с высокойсмертностью 6. Пациенты с экстрагепатической участия органа, как правило, остаются дольше в больнице, тратить больше денег, и хуже прогноз7. Развитие осложнений тесно связано с продолжительностью анхепатической фазы трансплантации печени8.

Ортотопическая трансплантация печени (OLT) у крыс была впервые зарегистрирована американским профессором Ли в 1973 году. Экспериментальная операция смоделировала этапы клинической трансплантации печени и анатомоза кровеносных сосудов и общего желчного протока (КБР) с использованием шовного метода. Процедура трудна и занимает много времени с низким уровнем успеха9. В 1979 году Kamada и др. сделал значительное улучшение OLT у крыс, творчески используя “двух-манжеты метод” для анатомоза портала вены для управления анхепатической фазы в течение 26 минут10. В том же году Циммерманн предложил «метод единого желчного стента». На основе работы Ли Циммерманн использовал полиэтиленовые трубки для непосредственной анатомозы КБР донора и реципиента, упростил реконструкцию КБР и сохранил функцию сфинктера, и этот метод стал стандартом для желчной реконструкцииOLT-моделей 11. В 1980 году Miyata et al. предложили «метод с тремя манжетами», в котором порталная вена (PV), супрагепатическая кава вены (SVC) и внутрицепатическая кава вены (IVC) были анастомозированы методом манжеты. Тем не менее, существует риск искажения канюлы с помощью этого метода, который может привести к обструкции нижней вены кавы рефлюкс12. В 1983 году «метод двух наручников» был предложен с использованием метода манжеты для анатомоза фотоэлектрических и IVC, но принятие метода шва для SVC13. Этот метод был принят учеными во всем мире для создания OLT-моделей. С тех пор, манжеты анатомоз шаги были улучшены, чтобы сократить анхепатической фазы и улучшить выживаемость крыс14. Аналогичным образом, улучшенные методы используются в клинической практике, чтобы сократить анхепатическойфазы 15. Однако фундаментальные исследования ИРИ после трансплантации печени показали, что выживаемость обратно связана со степенью повреждения внегепатических органов. Поэтому необходимы дальнейшие исследования, и для имитации ИРИ после трансплантации печени необходима простая и воспроизводимая модель животных.

Основываясь на определении анхепатической фазы, мы смоделировали гемодинамические изменения в трансплантации печени, в результате чего ИРИ экстрагепатических органов у крыс. В этом случае мы предоставляем подробное описание того, как построить животное модель анхепатической фазы (ишемия печени) у крыс, чтобы облегчить фундаментальные исследования иРИ после трансплантации печени.

Protocol

Комитет по этике животных одобрил эксперимент Гуанси-Медицинского университета (No20190920). Все животные были поставлены Центром экспериментов на животных Гуанси медицинского университета. Мы использовали SPF мужчин Sprague Доули крыс (200-250 г, 10-12 недель), хранится под комнатной температурой 25 ?…

Representative Results

Толерантность крыс к ишемии печениВ этой модели животных, сайты, на которых кровеносные сосуды были лигатированы во время работы показаны на рисунке 1. Крысы были случайным образом разделены на 5 групп для ишемии в течение 15 минут (I15 группы), 30 минут (I30 группы), …

Discussion

OLT у крыс является идеальной моделью для изучения сохранения органов в области трансплантации печени, ИРИ, отторжения трансплантата, иммунной толерантности, патологии трансплантации и фармакологии, гомотрансплантации и ксенотрансплантации. В настоящее время он широко используется в …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Мы хотели бы отметить полезные предложения д-ра Вэнь-тао Ли и д-ра Цзи-хуа Ву из Второй аффилированной больницы Гуанси-Медицинского университета. Авторы хотели бы поблагодарить наших товарищей по команде за полезные комментарии и дискуссии. Авторы также хотели бы поблагодарить анонимных рецензентов и редакторов JoVE за их комментарии. Особая благодарность должна идти к родителям доктора Yuan для их непрерывной поддержки и ободрения. Работа была поддержана Фондом естественных наук Нинбо (2014A610248).

Materials

4% paraformaldehyde solution Shanghai Macklin Biochemical Co.,Ltd P804536
air drying oven Shanghai Binglin Electronic Technology Co., Ltd. BPG
Alanine aminotransferase (ALT)Kit Elabscience Biotechnology Co.,Ltd E-BC-K235-S
ammonia Sinopharm Chemical Reagents Co. Ltd 10002118
amylase Kit Elabscience Biotechnology Co.,Ltd E-BC-K005-M
anhydrous ethanol Sinopharm Chemical Reagents Co. Ltd 100092183
Animal anesthesia machine Shenzhen Ruiwode Life Technology Co. Ltd R640
aspartate aminotransferase (AST)kit Rayto Life and Analytical Sciences Co., Ltd. S03040
automatic biochemical analyzer. SIEMENS AG FWB:SIE, NYSE:SI Co., Ltd. 2400
Biosystems (when nessary) Chengdu Taimeng Electronics Co., Ltd. BL-420F
Centrifuge Baiyang Medical Instrument Co., Ltd. BY-600A
cover glass Jiangsu Shitai Experimental Equipment Co. Ltd 10212432C
creatinine Kit Rayto Life and Analytical Sciences Co., Ltd. S03076
dewatering machine Hungary 3DHISTECH Co.,Ltd Donatello Series 2
embedding machine Hubei Xiaogan Kuohai Medical Technology Co., Ltd. KH-BL1
frozen machine Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd JB-L5
hematoxylin-eosin dye solution Wuhan Saiwell Biotechnology Co., Ltd G1005
high-efficiency paraffin wax Shanghai huayong paraffin wax co., Ltd Q/YSQN40-91
hydrochloric acid Sinopharm Chemical Reagents Co. Ltd 10011018
intraocular lens (IOL)forceps Guangzhou Guangmei Medical Equipment Co., Ltd. JTZRN
Isoflurane Shenzhen Ruiwode Life Technology Co. Ltd
micro Scissors(when nessary) Shanghai Surgical Instrument Factory WA1010
needle holders Shanghai Surgical Instrument Factory J32010
neutral gum Shanghai Huashen Healing Equipment Co.,Ltd.
normal optical microscope Nikon Instrument Shanghai Co., Ltd Nikon Eclipse CI
ophthalmic forceps Shanghai Surgical Instrument Factory J3CO30 straight
ophthalmic forceps Shanghai Surgical Instrument Factory JD1060 bending
ophthalmic Scissors Shanghai Surgical Instrument Factory J1E0
pathological slicer Shanghai Leica Instrument Co., Ltd RM2016
pipettes Dragon Laboratory Instruments Co., Ltd. 7010101008
retractors Beijing Jinuotai Technology Development Co.,Ltd. JNT-KXQ
scanner Hungary 3DHISTECH Co.,Ltd Pannoramic 250
slide Wuhan Saiwell Biotechnology Co., Ltd G6004
xylene Sinopharm Chemical Reagents Co. Ltd 1330-20-7

References

  1. Dar, W. A., Sullivan, E., Byon, J. S., Eltzschig, H., Ju, C. Ischaemia reperfusion injury in liver transplantation: Cellular and molecular mechanisms. Liver International. 39 (5), 788-801 (2019).
  2. Qiao, P. F., Yao, L., Zhang, X. C., Li, G. D., Wu, D. Q. Heat shock pretreatment improves stem cell repair following ischemia-reperfusion injury via autophagy. World Journal of Gastroenterology. 21 (45), 12822-12834 (2015).
  3. Liu, Y., et al. Activation of YAP attenuates hepatic damage and fibrosis in liver ischemia-reperfusion injury. Journal of Hepatology. 71 (4), 719-730 (2019).
  4. Hirao, H., Dery, K. J., Kageyama, S., Nakamura, K., Kupiec-Weglinski, J. W. Heme Oxygenase-1 in liver transplant ischemia-reperfusion injury: From bench-to-bedside. Free Radical Biology and Medicine. 157, 75-82 (2020).
  5. Motiño, O., et al. Protective role of hepatocyte cyclooxygenase-2 expression against liver ischemia-reperfusion injury in mice. Hepatology. 70 (2), 650-665 (2019).
  6. Guo, W. A. The search for a magic bullet to fight multiple organ failure secondary to ischemia/reperfusion injury and abdominal compartment syndrome. Journal of Surgical Research. 184 (2), 792-793 (2013).
  7. Elham, M., Mahmoudi, M., Nassiri-Toosi, M., Baghfalaki, T., Zeraati, H. Post liver transplantation survival and related prognostic factors among adult recipients in tehran liver transplant center; 2002-2019. Archives of Iranian Medicine. 1 (23), 326-334 (2020).
  8. Kim, E. H., Ko, J. S., Gwak, M. S., Lee, S. K., Kim, G. S. Incidence and clinical significance of hyperfibrinolysis during living donor liver transplantation. Blood Coagulation and Fibrinolysis. 29 (3), 322-326 (2018).
  9. Czigány, Z. Improving research practice in rat orthotopic and partial orthotopic liver transplantation: a review, recommendation, and publication guide. European Surgical Research. 55 (1-2), 119-138 (2015).
  10. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28 (1), 47-50 (1979).
  11. Zimmermann, F. A., et al. Techniques for orthotopic liver transplantation in the rat and some studies of the immunologic responses to fully allogeneic liver grafts. Transplantation Proceedings. 11 (1), 571-577 (1979).
  12. Miyata, M., Fischer, J. H., Fuhs, M., Isselhard, W., Kasai, Y. A simple method for orthotopic liver transplantation in the rat. Cuff technique for three vascular anastomoses. Transplantation. 30 (5), 335-338 (1980).
  13. Kamada, N. A., Calne, R. Y. Surgical experience with five hundred thirty liver transplants in the rat. Surgery. 93 (1), 64-69 (1983).
  14. Yang, L. F., et al. A rat model of orthotopic liver transplantation using a novel magnetic anastomosis technique for suprahepatic vena cava reconstruction. Journal of Visualized Experiments. 19 (133), e56933 (2018).
  15. Liu, L. X., He, C., Huang, T., Gu, J. Development of a new technique for reconstruction of hepatic artery during liver transplantation in sprague-dawley rat. PLoS One. 10 (12), 0145662 (2015).
  16. Paller, M. S., Hoidal, J. R., Ferris, T. F. Oxygen free radicals in ischemic acute renal failure In the rat. Journal of Clinical Investigation. 74 (4), 1156-1164 (1984).
  17. Schmidt, J., Lewandrowsi, K., Warshaw, A. L., Compton, C. C., Rattner, D. W. Morphometric characteristics and homogeneity of a new model of acute pancreatitis in the rat. International Journal of Pancreatology. 12 (1), 41-51 (1992).
  18. Chui, C. J., McArdle, A. H., Brown, R., Scott, H. J., Gurd, F. N. Intestinal mucosal lesion in low-flow states. I. A morphological, hemodynamic, and metabolic reappraisal. Archives of Surgery. 101 (4), 478-483 (1970).
  19. Kozian, A., et al. One-lung ventilation induces hyperfusion and alveolar damage in the ventilated lung:an experimental study. British Journal of Anaesthesia. 100 (4), 549-559 (2008).
  20. Shimada, S., et al. Heavy water (D2O) containing preservation solution reduces hepatic cold preservation and reperfusion injury in an isolated perfused rat liver (IPRL) model. Journal of Clinical Medicine. 8 (11), 1818 (2019).
  21. Nakamura, K. Sirtuin 1 attenuates inflammation and hepatocellular damage in liver transplant ischemia/reperfusion: from mouse to human. Liver Transplantation. 23 (10), 1282-1293 (2017).
  22. Blaire, A., et al. Surgical Considerations of Hilar Cholangiocarcinoma. Surgical Oncology Clinics of North America. 28 (4), 601-617 (2019).
check_url/61779?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Yuan, Y., Chen, M., Huang, J., Tian, Y., Qin, K., Yuan, Z., Wang, W., Wu, Z., Tian, X., Zhang, Y. Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model. J. Vis. Exp. (169), e61779, doi:10.3791/61779 (2021).

View Video