JoVE Journal > Cancer Research
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Cancer Research

نموذج فأر للتحقيق في دور الخلايا الليفية المرتبطة بالسرطان في نمو الورم

Published: December 22, 2020
doi:
10.3791/61883
, , , , , , , , , , , , , , , , ,
1Department of Molecular, Cell and Developmental Biology,University of California, Los Angeles, 2Department of Biological Chemistry, David Geffen School of Medicine,University of California, Los Angeles, 3Department of Molecular Biology,Princeton University, 4Molecular Biology Institute,University of California, Los Angeles

Summary

يتم توفير بروتوكول للحقن المشترك للخلايا السرطانية والخلايا الليفية ومراقبة نمو الورم بمرور الوقت. يمكن استخدام هذا البروتوكول لفهم الأساس الجزيئي لدور الخلايا الليفية كمنظم لنمو الورم.

Abstract

يمكن أن تلعب الخلايا الليفية المرتبطة بالسرطان (CAFs) دورا مهما في نمو الورم من خلال خلق بيئة دقيقة تعزز الورم. يمكن أن تكون نماذج دراسة دور CAFs في البيئة المكروية للورم مفيدة لفهم الأهمية الوظيفية للخلايا الليفية والخلايا الليفية من الأنسجة المختلفة والعوامل الوراثية المحددة في الخلايا الليفية. تعد نماذج الماوس ضرورية لفهم المساهمين في نمو الورم وتطوره في سياق الجسم الحي. هنا ، يتم توفير بروتوكول يتم فيه خلط الخلايا السرطانية مع الخلايا الليفية وإدخالها في الفئران لتطوير الأورام. يتم تحديد أحجام الورم بمرور الوقت وأوزان الورم النهائية ومقارنتها بين المجموعات. يمكن أن يوفر البروتوكول الموصوف مزيدا من التبصر في الدور الوظيفي ل CAFs في نمو الورم وتطوره.

Introduction

داخل البيئة المكروية للورم ، أحد أبرز أنواع الخلايا هو الخلايا الليفية المرتبطة بالسرطان (CAF) 1. يمكن أن تلعب هذه الخلايا الليفية المرتبطة بالسرطان دورا مثبطا للورم 2,3. على سبيل المثال ، تفرز الخلايا الليفية المعبرة عن S100A الكولاجين الذي يمكن أن يغلف المواد المسرطنة ويحمي من تكوين السرطان4. علاوة على ذلك ، فإن استنفاد الخلايا الليفية العضلية الإيجابية α الملساء (SMA) في سرطان البنكرياس يسبب كبت المناعة ويسرع تطور سرطان البنكرياس2. يمكن أن تتطور CAFs أيضا مع الخلايا السرطانية وتعزز تطور الورم5،6،7،8. يمكن للخلايا الليفية توليف وإفراز بروتينات مصفوفة خارج الخلية تخلق بيئة معززة للورم8. يمكن أن تسبب بروتينات المصفوفة خارج الخلية هذه تصلبا ميكانيكيا للأنسجة ، وهو ما يرتبط بتطور الورم 9,10. يمكن أن تعمل المصفوفة خارج الخلية المودعة كحاجز مادي يمنع التسلل المناعي11. ارتبط ترسب المصفوفة بواسطة CAFs أيضا بغزو الورم حيث ثبت أن الفبرونيكتين الناتج عن CAFs يعزز غزو الورم12. تعزز CAFs تكوين الأوعية الدموية وتجند الخلايا المثبطة للمناعة إلى البيئة المكروية للورم عن طريق إفراز عامل النمو المحول β (TGF- β) ، وعامل نمو بطانة الأوعية الدموية (VEGF) ، والإنترلوكين -6 (IL-6) ، و CXC-chemokine ligand 12 (CXCL12) 13،14،15. نظرا لدورها المركزي في تعزيز نمو الورم ، فإن الخلايا الليفية المرتبطة بالسرطان هي هدف ناشئ للعلاج المضاد للسرطان6،16،17،18.

يصف البروتوكول أدناه طريقة لاختبار كيفية تأثير الخلايا الليفية على نمو الأورام في نموذج فأر راسخ ومستخدم على نطاق واسع لنمو الورم. من أجل فهم أهمية الخلايا الليفية في البيئة المكروية للورم ، تم تعديل البروتوكول القياسي لإدخال الخلايا السرطانية في الفئران لمراقبة نموها ليشمل الخلايا الليفية مع إدخال الخلايا السرطانية. يمكن إدخال الخلايا السرطانية تحت الجلد أو داخل الأدمة. قد يؤدي الإدخال داخل الأدمة إلى أورام تنشأ من الجلد نفسه. تمثل الطعوم الخارجية التي يتم فيها حقن الخلايا السرطانية والخلايا الليفية في الفئران أداة منهجية مهمة لتشريح دور الخلايا الليفية والمجموعات الفرعية للخلايا الليفية وعوامل البروتين في القدرة على تعزيز نمو السرطان19،20،21. يتم توفير بروتوكول مفصل للحقن المشترك للخلايا السرطانية والخلايا الليفية في الفئران. يمكن استخدام هذه الطريقة لمقارنة وجود أو عدم وجود الخلايا الليفية ، لمقارنة الخلايا الليفية من مصادر مختلفة20 ، أو لمقارنة الخلايا الليفية مع وبدون التعبير عن بروتينات معينة19. بعد إدخال الخلايا السرطانية والخلايا الليفية ، يمكن مراقبة حجم الورم بمرور الوقت. في نهاية التجارب ، يمكن تشريح الأورام ووزنها. من خلال مراقبة نمو الورم بمرور الوقت ، يمكن تشريح أهمية العوامل المختلفة.

هناك طرق بديلة ممكنة لدراسة دور الخلايا الليفية في نمو الورم. على سبيل المثال ، هناك نماذج قائمة على Cre-loxed توفر خروجا مغلوطا خاصا بالأنسجة للجينات مع محركات يتم التعبير عنها بشكل تفضيلي في الخلايا الليفية. توفر هذه الأساليب أيضا فرصا للتحقيق في دور جينات ومسارات معينة في الخلايا الليفية لتطور الورم. بالمقارنة مع النهج القائمة على Cre-lox ، فإن البروتوكول المقدم سيمثل نهجا أسرع بكثير لمراقبة دور الخلايا الليفية لأنه سيتم مراقبة نمو الورم على مدى بضعة أسابيع فقط. كما أن النهج المقدم أقل تكلفة بشكل ملحوظ لأنه لا يتطلب توليد وإسكان مستعمرات الفئران المعدلة وراثيا. يمكن استخدام البروتوكول المقدم لاختبار تأثير ضربة قاضية للجينات المختلفة بسرعة باستخدام shRNAs بدلا من الحاجة إلى تطوير مستعمرات الفئران. كما أن النهج المقدم أكثر مرونة لأنه سيسمح بمقارنة أعداد مختلفة من الخلايا الليفية ، ونسب مختلفة من الخلايا السرطانية والخلايا الليفية ، وضربة قاضية للجينات المختلفة ، وحتى مقارنة الخلايا الليفية من مواقع أو أنواع الأنسجة المختلفة. سيكون لنهج Cre-lox ميزة أن الخلايا الليفية موجودة داخل الفئران في سياق فسيولوجي أكثر.

سيكون البروتوكول المذكور هنا ذا قيمة للعلماء الذين يسعون إلى مراقبة آثار الخلايا الليفية على نمو الورم بسرعة وفعالية من حيث التكلفة. هذا البروتوكول ذو قيمة خاصة للعلماء الذين يبحثون في مجموعات فرعية مختلفة من الخلايا الليفية أو الخلايا الليفية من مصادر مختلفة على نمو الورم على نمو الورم. إذا كان من المهم أن يحدث بدء الورم في سياق فسيولوجي ، فيجب النظر في نماذج الفئران المعدلة وراثيا.

هناك العديد من الطرق الممكنة لإجراء هذه التجارب. يمكن استخدام الفئران ذات الكفاءة المناعية كمضيفات ، مما يسمح بالتحقيق في تفاعلات الخلايا المناعية الليفية. بالنسبة لنماذج الفئران ذات الكفاءة المناعية ، يجب حقن خلايا سرطان الفئران والخلايا الليفية الجنينية للفأر (MEFs). يسمح استخدام MEFs أيضا للباحث بالاستفادة من مجموعة واسعة من سلالات الفئران بالضربة القاضية لاختبار وجود أو عدم وجود جين مهم. بدلا من ذلك ، يمكن استخدام الفئران التي تعاني من نقص المناعة لاختبار دور الخلايا الليفية البشرية في تعزيز نمو الأورام في الفئران المشتقة من الخلايا السرطانية البشرية. يمكن إجراء إدخال الخلايا السرطانية تحت الجلد أو بشكل تقويمي. بالنسبة للورم الميلانيني ، كما هو موضح أدناه ، يمكن حقن خليط الورم والخلايا الليفية داخل الأدمة للحقن التقويمي الذي يحاكي عن كثب الموقع داخل الجلد حيث قد يتطور الورم الميلانيني.

Protocol

تمت الموافقة على جميع التجارب الموصوفة من قبل لجنة رعاية الحيوان في جامعة كاليفورنيا ، لوس أنجلوس. ملاحظة: حدد الخلايا السرطانية والخلايا الليفية التي تتطابق مع الفئران المضيفة لسلالة الفأر. حدد الخلايا السرطانية والخلايا الليفية التي تتطابق مع جنس الفأر المضيف. الحصول عل…

Representative Results

تم استزراع خلايا سرطان الجلد البشرية A2058 والخلايا الليفية الجلدية البشرية الأولية في ظل ظروف معقمة. تم جمع الخلايا وغسلها ثلاث مرات باستخدام برنامج تلفزيوني. تم حقن الفئران التي تعاني من نقص المناعة (NU / J – سلالة Foxn1 عارية) تحت الجلد على جناح واحد مع 0.25 مليون خلية سرطان الجل…

Discussion

في التجربة الموضحة في الشكل 1، أدى إدخال الخلايا الليفية الجلدية البشرية مع خلايا الورم الميلانيني A2058 البشرية إلى أورام أكبر مما كانت عليه عندما تم إدخال خلايا الورم الميلانيني بدون الخلايا الليفية المحقونة بشكل مشترك. يمكن اكتشاف هذا الاختلاف بسهولة بناء على حجم الورم و…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

يود المؤلفون أن يشكروا جميع أعضاء مختبر كولر على المدخلات المفيدة. كان H.A.C. باحث ميلتون إي كاسيل في مؤسسة ريتا ألين. نحن نعترف بالمعاهد الوطنية للصحة / NCI 1 R01 CA221296-01A1 ، NIH 1 R01 AR070245-01A1 ، جائزة العلوم لفريق تحالف أبحاث سرطان الجلد ، جائزة برنامج تكامل المختبرات السريرية لمعهد أبحاث السرطان ، مركز إيريس كانتور لصحة المرأة / منحة UCLA CTSI NIH UL1TR000124 ، لجنة تنسيق أبحاث السرطان بجامعة كاليفورنيا ، جائزة موضوع التمثيل الغذائي في كلية ديفيد جيفن للطب ، معهد العلوم الانتقالية السريرية ومركز جونسون الشامل للسرطان ، جوائز الابتكار من مركز أبحاث الخلايا الجذعية العريضة (روز هيلز وها جابا) ، جائزة من UCLA SPORE في سرطان البروستاتا (المعهد الوطني للسرطان التابع للمعاهد الوطنية للصحة تحت رقم الجائزة P50CA092131) ، جائزة الابتكار من مركز برود للخلايا الجذعية ، مركز إيلي وإيديث برود للطب التجديدي وأبحاث الخلايا الجذعية في جامعة كاليفورنيا في لوس أنجلوس ، برنامج التدريب على بيولوجيا الخلايا السرطانية (جائزة USHHS Ruth L. Kirschstein Institutional National Research Service # T32 CA009056) ، وبرنامج الأمراض الجلدية T32 في UCLA AR071307 ، وبرنامج تدريب UCLA Muscle Cell Biology و Pathophysiology and Therapeutics T32 5 T32 AF 65972.

Materials

26G Needles Fisher Scientific 14-826-10
Alcohol swabs Fisher Scientific 326895
Animal clipper miniARCO with surgical blade #40 WAHL Professional 8787-450A
Athymic nude mice (NU/J) The Jackson labs 002019 These mice are immunocompromised and can be used for experiments in which human cells are introduced. Immunocompetent mice can also be used if mouse cancer cells and fibroblasts will be introduced.
Cancer cells ATCC ATCC® CRL-11147™ This is the catalog number for a primary human melanoma cell line. Other cancer cell types can also be used.
Cell Culture Multi Flasks Fisher Scientific 14-826-95
Centrifuge for conical tubes capable of reaching 180 x g Fisher Scientific 14-432-22
Countess Cell Counting Chamber Fisher Scientific C10228
Dulbecco's Modified Eagle Medium Fisher Scientific 11965-118
Fetal bovine serum Fisher Scientific MT35010CV
Fibroblasts  ATCC PCS-201-012 We isolate fibroblasts from skin in our lab. This is a catalog number for an adult primary human dermal fibroblast cell line. MEFs and fibroblasts derived from other sites can also be used.
Isoflurane Henry Schein Animal Health NDC 11695-6776-2
PBS USP grade for injection into mice Fisher Scientific 50-751-7476
Sterile 10 ml serological pipet Celltreat 667210B
Sterile 5 ml serological pipet Celltreat 229005B
Sterile 50 ml centrifuge tubes Genesee Scientific 28-108
Sterile Syringe Filters pore size 0.2 microns Fisher Scientific 09-740-61A
Sterile tissue culture-grade Trypsin-EDTA Fisher Scientific 15400054
Sterile tissue-culture grade PBS Fisher Scientific 50-751-7476
Sterle 25 ml serological pipet Celltreat 667225B
TC treated 100 x 20 mm dishes Genesee Scientific 25-202
TC treated 150 x 20 mm dishes Genesee Scientific 25-203
TC treated 60 x 15 mm dishes Genesee Scientific 25-260
Trypan blue Fisher Scientific C10228
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Liu, T., et al. Cancer-associated fibroblasts: an emerging target of anti-cancer immunotherapy. Journal of Hematology and Oncololgy. 12 (1), 86 (2019).
  2. Ozdemir, B. C., et al. Depletion of carcinoma-associated fibroblasts and fibrosis induces immunosuppression and accelerates pancreas cancer with reduced survival. Cancer Cell. 25 (6), 719-734 (2014).
  3. Rhim, A. D., et al. Stromal elements act to restrain, rather than support, pancreatic ductal adenocarcinoma. Cancer Cell. 25 (6), 735-747 (2014).
  4. Zhang, J., et al. Fibroblast-specific protein 1/S100A4-positive cells prevent carcinoma through collagen production and encapsulation of carcinogens. Cancer Research. 73 (9), 2770-2781 (2013).
  5. Ohlund, D., Elyada, E., Tuveson, D. Fibroblast heterogeneity in the cancer wound. Journal of Experimental Medicine. 211 (8), 1503-1523 (2014).
  6. Chen, X., Song, E. Turning foes to friends: targeting cancer-associated fibroblasts. Nature Reviews Drug Discovery. 18 (2), 99-115 (2019).
  7. Wang, W., et al. Crosstalk to stromal fibroblasts induces resistance of lung cancer to epidermal growth factor receptor tyrosine kinase inhibitors. Clinical Cancer Research. 15 (21), 6630-6638 (2009).
  8. Hwang, R. F., et al. Cancer-associated stromal fibroblasts promote pancreatic tumor progression. Cancer Research. 68 (3), 918-926 (2008).
  9. Tsujino, T., et al. Stromal myofibroblasts predict disease recurrence for colorectal cancer. Clinical Cancer Research. 13 (7), 2082-2090 (2007).
  10. Laklai, H., et al. Genotype tunes pancreatic ductal adenocarcinoma tissue tension to induce matricellular fibrosis and tumor progression. Nature Medicine. 22 (5), 497-505 (2016).
  11. Cukierman, E., Bassi, D. E. Physico-mechanical aspects of extracellular matrix influences on tumorigenic behaviors. Seminars in Cancer Biology. 20 (3), 139-145 (2010).
  12. Attieh, Y., et al. Cancer-associated fibroblasts lead tumor invasion through integrin-beta3-dependent fibronectin assembly. Journal of Cell Biology. 216 (11), 3509-3520 (2017).
  13. Ahmadzadeh, M., Rosenberg, S. A. TGF-beta 1 attenuates the acquisition and expression of effector function by tumor antigen-specific human memory CD8 T cells. Journal of Immunology. 174 (9), 5215-5223 (2005).
  14. Feig, C., et al. Targeting CXCL12 from FAP-expressing carcinoma-associated fibroblasts synergizes with anti-PD-L1 immunotherapy in pancreatic cancer. Proceedings of the National Academy of Science, U S A. 110 (50), 20212-20217 (2013).
  15. Kojima, Y., et al. Autocrine TGF-beta and stromal cell-derived factor-1 (SDF-1) signaling drives the evolution of tumor-promoting mammary stromal myofibroblasts. Proceedings of the National Academy of Science, U S A. 107 (46), 20009-20014 (2010).
  16. Kalluri, R. The biology and function of fibroblasts in cancer. Nature Reviews Cancer. 16 (9), 582-598 (2016).
  17. Ziani, L., Chouaib, S., Thiery, J. Alteration of the Antitumor Immune Response by Cancer-Associated Fibroblasts. Frontiers in Immunology. 9, 414 (2018).
  18. Sahai, E., et al. A framework for advancing our understanding of cancer-associated fibroblasts. Nature Reviews Cancer. 20 (3), 174-186 (2020).
  19. Grum-Schwensen, B., et al. Suppression of tumor development and metastasis formation in mice lacking the S100A4(mts1) gene. Cancer Research. 65 (9), 3772-3780 (2005).
  20. Kojima, M., et al. Human subperitoneal fibroblast and cancer cell interaction creates microenvironment that enhances tumor progression and metastasis. PLoS One. 9 (2), 88018 (2014).
  21. Noel, A., et al. Enhancement of tumorigenicity of human breast adenocarcinoma cells in nude mice by matrigel and fibroblasts. British Journal of Cancer. 68 (5), 909-915 (1993).
  22. Sullivan, L. M. Estimation from samples. Circulation. 114 (5), 445-449 (2006).
  23. Yamada, K. M., Cukierman, E. Modeling tissue morphogenesis and cancer in 3D. Cell. 130 (4), 601-610 (2007).
  24. Damianova, R., Stefanova, N., Cukierman, E., Momchilova, A., Pankov, R. Three-dimensional matrix induces sustained activation of ERK1/2 via Src/Ras/Raf signaling pathway. Cell Biology International. 32 (2), 229-234 (2008).
  25. Rhee, S. Fibroblasts in three dimensional matrices: cell migration and matrix remodeling. Experimental & Molecular Medicine. 41 (12), 858-865 (2009).
  26. Hoffman, R. M. Application of GFP imaging in cancer. Labortatory Investigation. 95 (4), 432-452 (2015).
  27. Orimo, A., et al. Stromal fibroblasts present in invasive human breast carcinomas promote tumor growth and angiogenesis through elevated SDF-1/CXCL12 secretion. Cell. 121 (3), 335-348 (2005).
  28. Naito, Y., et al. CD8+ T cells infiltrated within cancer cell nests as a prognostic factor in human colorectal cancer. Cancer Research. 58 (16), 3491-3494 (1998).
  29. Fu, C., Jiang, A. Dendritic Cells and CD8 T Cell Immunity in Tumor Microenvironment. Frontiers Immunolofy. 9, 3059 (2018).
  30. Lakins, M. A., Ghorani, E., Munir, H., Martins, C. P., Shields, J. D. Cancer-associated fibroblasts induce antigen-specific deletion of CD8 (+) T Cells to protect tumour cells. Nature Communications. 9 (1), 948 (2018).
  31. Kato, T., et al. Cancer-Associated Fibroblasts Affect Intratumoral CD8(+) and FoxP3(+) T Cells Via IL6 in the Tumor Microenvironment. Clinical Cancer Research. 24 (19), 4820-4833 (2018).
  32. Gorchs, L., et al. Human Pancreatic Carcinoma-Associated Fibroblasts Promote Expression of Co-inhibitory Markers on CD4(+) and CD8(+) T-Cells. Frontiers Immunology. 10, 847 (2019).
  33. Duscher, D., et al. Fibroblast-Specific Deletion of Hypoxia Inducible Factor-1 Critically Impairs Murine Cutaneous Neovascularization and Wound Healing. Plastic Reconstructive Surgery. 136 (5), 1004-1013 (2015).
  34. Zheng, B., Zhang, Z., Black, C. M., de Crombrugghe, B., Denton, C. P. Ligand-dependent genetic recombination in fibroblasts : a potentially powerful technique for investigating gene function in fibrosis. American Journal of Pathology. 160 (5), 1609-1617 (2002).
  35. Swonger, J. M., Liu, J. S., Ivey, M. J., Tallquist, M. D. Genetic tools for identifying and manipulating fibroblasts in the mouse. Differentiation. 92 (3), 66-83 (2016).
  36. Krtolica, A., Parrinello, S., Lockett, S., Desprez, P. Y., Campisi, J. Senescent fibroblasts promote epithelial cell growth and tumorigenesis: a link between cancer and aging. Proceedings of the National Academy of Science, U S A. 98 (21), 12072-12077 (2001).
  37. Ortiz-Montero, P., Londono-Vallejo, A., Vernot, J. P. Senescence-associated IL-6 and IL-8 cytokines induce a self- and cross-reinforced senescence/inflammatory milieu strengthening tumorigenic capabilities in the MCF-7 breast cancer cell line. Cell Communication and Signaling. 15 (1), 17 (2017).
  38. Coppe, J. P., et al. Senescence-associated secretory phenotypes reveal cell-nonautonomous functions of oncogenic RAS and the p53 tumor suppressor. PLoS Biology. 6 (12), 2853-2868 (2008).
  39. Coller, H. A., Sang, L., Roberts, J. M. A new description of cellular quiescence. PLoS Biolofy. 4 (3), 83 (2006).
  40. Mitra, M., et al. Alternative polyadenylation factors link cell cycle to migration. Genome Biolofy. 19 (1), 176 (2018).
  41. Lemons, J. M., et al. Quiescent fibroblasts exhibit high metabolic activity. PLoS Biology. 8 (10), 1000514 (2010).
  42. Suh, E. J., et al. A microRNA network regulates proliferative timing and extracellular matrix synthesis during cellular quiescence in fibroblasts. Genome Biology. 13 (12), 121 (2012).
  43. Legesse-Miller, A., et al. Quiescent fibroblasts are protected from proteasome inhibition-mediated toxicity. Molecular Biology of the Cell. 23 (18), 3566-3581 (2012).
  44. Evertts, A. G., et al. H4K20 methylation regulates quiescence and chromatin compaction. Molecular Biology of the Cell. 24 (19), 3025-3037 (2013).
  45. Johnson, L. A., et al. Matrix stiffness corresponding to strictured bowel induces a fibrogenic response in human colonic fibroblasts. Inflammatory Bowel Disease. 19 (5), 891-903 (2013).
  46. Marinkovic, A., Liu, F., Tschumperlin, D. J. Matrices of physiologic stiffness potently inactivate idiopathic pulmonary fibrosis fibroblasts. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 48 (4), 422-430 (2013).
  47. Tschumperlin, D. J. Fibroblasts and the ground they walk on. Physiology (Bethesda). 28 (6), 380-390 (2013).
  48. Tschumperlin, D. J., et al. Mechanotransduction through growth-factor shedding into the extracellular space. Nature. 429 (6987), 83-86 (2004).
  49. Doyle, A. D., Wang, F. W., Matsumoto, K., Yamada, K. M. One-dimensional topography underlies three-dimensional fibrillar cell migration. Journal of Cell Biology. 184 (4), 481-490 (2009).
  50. Alexander, J., Cukierman, E. Stromal dynamic reciprocity in cancer: intricacies of fibroblastic-ECM interactions. Current Opinions in Cell Biology. 42, 80-93 (2016).

Tags

Keywords: Cancer-associated FibroblastsTumor GrowthMelanomaMouse ModelCell CultureTrypsin-EDTAHemocytometerCell Counting
check_url/61883?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Jelinek, D., Zhang, E. R., Ambrus, A., Haley, E., Guinn, E., Vo, A., Le, P., Kesaf, A. E., Nguyen, J., Guo, L., Frederick, D., Sun, Z., Guo, N., Sevier, P., Bilotta, E., Atai, K., Voisin, L., Coller, H. A. A Mouse Model to Investigate the Role of Cancer-Associated Fibroblasts in Tumor Growth. J. Vis. Exp. (166), e61883, doi:10.3791/61883 (2020).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image