Summary

Wide-Field, Realtidsavbildning av lokala och systemiska sårsignaler i Arabidopsis

Published: June 04, 2021
doi:

Summary

Extracellulära glutamat-utlöst systemisk kalcium signalering är avgörande för induktion av växt försvar svar på mekanisk sårning och växtätande attack i växter. Denna artikel beskriver en metod för att visualisera den rumsliga och tidsmässiga dynamiken hos båda dessa faktorer med Arabidopsis thaliana växter som uttrycker kalcium- och glutamatkänsliga fluorescerande biosensorer.

Abstract

Växter reagerar på mekaniska påfrestningar som sår och växtätande genom att inducera försvarssvar både i de skadade och i de distala oskadade delarna. Vid sårning av ett blad sker en ökning av cytosolisk kalciumjonkoncentration (Ca2 + signal) på sårplatsen. Denna signal överförs snabbt till oskadade löv, där försvarssvar aktiveras. Vår senaste forskning visade att glutamat som läcker från de sårade cellerna i bladet till apoplasten runt dem fungerar som en sårsignal. Detta glutamat aktiverar glutamatreceptorliknande Ca2 + genomsläppliga kanaler, vilket sedan leder till långdistans Ca2 + signalutbredning i hela växten. De rumsliga och tidsmässiga egenskaperna hos dessa händelser kan fångas med realtidsavbildning av levande växter som uttrycker genetiskt kodade fluorescerande biosensorer. Här introducerar vi en växtomfattande avbildningsmetod i realtid för att övervaka dynamiken hos både Ca2+ -signalerna och förändringar i apoplastiskt glutamat som uppstår som svar på sårning. Detta tillvägagångssätt använder ett brett fält fluorescensmikroskop och transgena Arabidopsis växter som uttrycker gröna fluorescerande protein (GFP) -baserade Ca2 + och glutamat biosensorer. Dessutom presenterar vi metodik för att enkelt framkalla sårinducerad, glutamat-utlöst snabb och långdistans Ca2 + signalutbredning. Detta protokoll kan också tillämpas på studier om andra växtspänningar för att hjälpa till att undersöka hur systemisk signalering av anläggningar kan vara involverade i deras signal- och svarsnätverk.

Introduction

Växter kan inte fly från biotiska påfrestningar, t.ex. insekter som matar på dem, så de har utvecklat sofistikerade stressavkänning och signaltransduktionssystem för att upptäcka och sedan skydda sig mot utmaningar som växtätande1. Vid sår eller växtätare attack initierar växter snabba försvarssvar inklusive ackumulering av fytohormone jasmonic syra (JA) inte bara på den skadade platsen utan också i oskadade distala organ2. Denna JA utlöser sedan båda försvarssvaren i de direkt skadade vävnaderna och inducerar förebyggande försvar i de oskadade delarna av växten. I Arabidopsisupptäcktes ackumuleringen av JA som inducerats genom sårning i distala, intakta löv inom bara några minuter efter skador någon annanstans i växten vilket tyder på att en snabb och långdistanssignal överförs från det såradebladet 3. Flera kandidater, såsom Ca2+, reaktiva syrearter (ROS) och elektriska signaler, har föreslagits att fungera som dessa långdistanssårsignaler i växter4,5.

Ca2+ är ett av de mest mångsidiga och allestädes närvarande andra budbärarelementen i eukaryota organismer. I växter orsakar larvtuggning och mekanisk sårning drastiska ökningar av cytosolic Ca2 + koncentrationen ([Ca2 +]cyt) både i det sårade bladet och i ovävda avlägsna blad6,7. Denna systemiska Ca2 + signal tas emot av intracellulära Ca2 +-avkänningsproteiner, vilket leder till aktivering av nedströms försvarssignaleringsvägar, inklusive JA biosyntes8,9. Trots många sådana rapporter som stöder vikten av Ca2 + signaler i växt sår svar, information om rumsliga och tidsmässiga egenskaper hos Ca2 + signaler framkallas genom sårning är begränsad.

Realtidsavbildning med genetiskt kodade Ca2+-indikatorer är ett kraftfullt verktyg för att övervaka och kvantifiera den rumsliga och tidsmässiga dynamiken hos Ca2+-signaler. Hittills har versioner av sådana sensorer utvecklats som möjliggör visualisering av Ca2 + signaler på nivån för en enda cell, till vävnader, organ och till och med hela växter10. Den första genetiskt kodade biosensorn för Ca2+ som används i växter var det bioluminescerande proteinet aequorin som härrör från maneterna Aequorea victoria11. Även om detta chemiluminescent protein har använts för att upptäcka Ca2 + förändringar som svar på olika påfrestningar iväxter 12,13,14,15,16,17,18, det är inte väl lämpat för realtidsavbildning på grund av den extremt låga luminescent signalen den producerar. Förster Resonance Energy Transfer (FRET)-baserade Ca2+ indikatorer, såsom gula kamelonerna, har också framgångsrikt använts för att undersöka dynamiken i en rad Ca2 + signaleringshändelser i växter19,20,21,22,23,24. Dessa sensorer är kompatibla med bildframställningsmetoder och består oftast av Ca2 + bindande proteinkalmodulin (CaM) och en CaM-bindande peptid (M13) från en myosin ljuskedjekinas, alla smälta mellan två fluorforproteiner, i allmänhet ett cyanfluorescerande protein (CFP) och en gul fluorescerande proteinvariant (YFP)10. Ca2+ bindning till CaM främjar interaktionen mellan CaM och M13 vilket leder till en konformationsförändring av sensorn. Denna förändring främjar energiöverföring mellan den gemensamma fiskeripolitiken och YFP, vilket ökar YFP:s fluorescensintensitet samtidigt som fluorescensutsläppen från den gemensamma fiskeripolitiken minskar. Övervakningen av denna övergång från den gemensamma fiskeripolitiken till YFP-fluorescensen ger sedan ett mått på ökningen på Ca2+-nivå. Förutom dessa FRET-sensorer är en fluorescerande protein (FP)-baserade Ca2 + biosensorer, såsom GCaMP och R-GECO, också kompatibla med växtavbildningsmetoder och används ofta för att studera [Ca2 +]cytförändringar på grund av deras höga känslighet och användarvänlighet25,26,27,28,29,30. GCaMPs innehåller en enda cirkulärt permuterad (cp) GFP, återigen smält till CaM och M13-peptiden. Den Ca2+beroende interaktionen mellan CaM och M13 orsakar en konformationell förändring i sensorn som främjar en förändring i protoneringstillståndet för cpGFP, vilket förbättrar dess fluorescerande signal. Således, när Ca2 + nivåer stiger, ökar cpGFP-signalen.

För att undersökadynamiken hos Ca 2 + signaler som genereras som svar på mekanisk sårning eller växtätare utfodring, har vi använt transgena Arabidopsis thaliana växter som uttrycker en GCaMP variant, GCaMP3, och ett brett fält fluorescensmikroskop6. Detta tillvägagångssätt har lyckats visualisera snabb överföring av en långdistans Ca2 + signal från sårplatsen på ett blad till hela växten. Således upptäcktes en ökning av [Ca2 +]cyt omedelbart på sårplatsen men denna Ca2 + signal spreds sedan till de närliggande bladen genom vaskulaturen inom några minuter efter sådd. Dessutom fann vi att överföringen av denna snabba systemiska sårsignal avskaffas i Arabidopsis växter med mutationer i två glutamat receptor-liknande gener, glutamat receptorn som (GLR), GLR3.3 och GLR3.66. GLR verkar fungera som aminosyra gated Ca2 + kanaler involverade i olika fysiologiska processer, inklusivesårrespons 3,pollenrör tillväxt31,rotutveckling32,kallrespons 33, och medfödd immunitet34. Trots denna välförståeliga, breda fysiologiska funktion hos GLR, är information om deras funktionella egenskaper, såsom deras ligand specificitet, jon selektivitet och subcellulär lokalisering, begränsade35. Nyligen genomförda studier rapporterade dock att GLR3.3 och GLR3.6 är lokaliserade i phloem respektive xylem. Växt GLR har likheter med jonotropa glutamatreceptorer (iGluR)36 hos däggdjur, som aktiveras av aminosyror, såsom glutamat, glycin och D-serin i däggdjurens nervsystem37. Vi visade faktiskt att tillämpningen av 100 mM glutamat, men inte andra aminosyror, på sårplatsen inducerar en snabb, långdistans Ca2 + signal i Arabidopsis, vilket indikerar att extracellulär glutamat sannolikt fungerar som en sårsignal i växter6. Detta svar avskaffas i glr3.3/glr3.6 mutant tyder på att glutamat kan agera genom en eller båda av dessa receptorliknande kanaler och faktiskt, AtGLR3.6 visade sig nyligen vara gated av dessa nivåer av glutamat38.

I växter, förutom dess roll som en strukturell aminosyra, glutamat har också föreslagits som en viktig utvecklingsregulator39; dess rumsliga och tidsmässiga dynamik är dock dåligt förstådd. Precis som för Ca2 +har flera genetiskt kodade indikatorer för glutamat utvecklats för att övervaka dynamiken hos denna aminosyra i levande celler40,41. iGluSnFR är en GFP-baserad glutamatbiosensor med en enda FP bestående av cpGFP och ett glutamatbindande protein (GltI) från Escherichia coli42,43. Den konformationsmässiga förändringen av iGluSnFR, som induceras av glutamatbindning till GltI, resulterar i ett förbättrat GFP-fluorescensutsläpp. För att undersöka om extracellulär glutamat fungerar som en signalmolekyl i växtsårsrespons, kopplade vi iGluSnFR-sekvensen med den grundläggande chitinassignalpeptidutsöndringssekvensen (CHIB-iGluSnFR) för att lokalisera denna biosensor i det apoplastiska utrymmet6. Detta tillvägagångssätt möjliggjorde avbildning av eventuella förändringar i den apoplastiska glutamatkoncentrationen ([Glu]apo) med hjälp av transgena Arabidopsis-växter som uttrycker denna sensor. Vi upptäckte snabba ökningar i iGluSnFR signalen på sårplatsen. Dessa data stöder tanken att glutamat läcker ut ur de skadade cellerna /vävnaderna till apoplasten vid sårning och fungerar som en skadesignal som aktiverar GLR och leder till långdistans Ca 2 + -signalen i växter6.

Här beskriver vi en växtomfattande realtidsavbildningsmetod med genetiskt kodade biosensorer för att övervaka och analyseradynamiken hos långdistans Ca 2 + och extracellulära glutamatsignaler som svar på sår6. Tillgången till fluorescensmikroskopi och transgena växter som uttrycker genetiskt kodade biosensorer ger ett kraftfullt, men ändå lätt implementerat tillvägagångssätt för att upptäcka snabbt överförda långdistanssignaler, såsom Ca2 + vågor.

Protocol

1. Förberedelse av växtmaterial I en 1,5 ml mikrotube steriliserar ytan fröna från Arabidopsis thaliana (Col-0 anslutning) växt som uttrycker antingen GCaMP3 eller CHIB-iGluSnFR genom att skaka med 20% (v/v) NaClO i 3 min och sedan tvätta 5 gånger med sterilt destillerat vatten.OBS: De transgena linjerna i Arabidopsis som uttrycker GCaMP3 eller CHIB-iGluSnFR har beskrivits tidigare6. I en steril huva sår du 13 ytsteriliserade frön på en 10 cm fyr…

Representative Results

Signalspridning av [Ca2+]cyt och [Glu]apo som svar på sårning presenteras i figur 3, figur 4, film S1och film S2. Styckning av bladbladets petiole 1 i växter som uttrycker GCaMP3 (vid 0 s) ledde till en betydande ökning av [Ca2 +]cyt som snabbt inducerades lokalt genom vaskulaturen (vid 40-talet) (Figur 3 och…

Discussion

Systemisk signalering är viktigt för växter att reagera på lokaliserade externa miljöstimulanser och sedan behålla sin homeostas på en hel anläggningsnivå. Även om de inte är utrustade med ett avancerat nervsystem som djur, använder de snabb kommunikation både inom och mellan organ baserat på faktorer som mobila elektriska (och eventuellt hydrauliska) signaler och förökningsvågor av ROS och Ca2 + 46,47. Protokollet som beskrivs ovan t…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Detta arbete stöddes av bidrag från Japan Society for the Promotion of Science (17H05007 och 18H05491) till MT, National Science Foundation (IOS1557899 och MCB2016177) och National Aeronautics and Space Administration (NNX14AT25G och 80NSSC19K0126) till SG.

Materials

Arabidopsis expressing GCaMP3 Saitama University
Arabidopsis expressing CHIB-iGluSnFR Saitama University
GraphPad Prism 7 GraphPad Software
L-Glutamate FUJIFILM Wako 072-00501 Dissolved in a liquid growth medium [1/2x MS salts, 1% (w/v) sucrose, and 0.05% (w/v) MES; pH 5.1 adjusted with 1N KOH].
Microsoft Excel Microsoft Corporation
Murashige and Skoog (MS) medium FUJIFILM Wako 392-00591 composition: 1x MS salts, 1% (w/v) sucrose, 0.01% (w/v) myoinositol, 0.05% (w/v) MES, and 0.5% (w/v) gellan gum; pH 5.7 adjusted with 1N KOH.
Nikon SMZ25 stereomicroscope Nikon
NIS-Elements AR analysis Nikon
1x objective lens (P2-SHR PLAN APO) Nikon
sCMOS camera (ORCA-Flash4.0 V2) Hamamatsu Photonics C11440-22CU
Square plastic Petri dish Simport D210-16

References

  1. Wu, J., Baldwin, I. T. Herbivory-induced signalling in plants: perception and action. Plant, Cell & Environment. 32 (9), 1161-1174 (2009).
  2. Howe, G. A., Major, I. T., Koo, A. J. Modularity in Jasmonate Signaling for Multistress Resilience. Annual Review of Plant Biology. 69 (1), 387-415 (2018).
  3. Mousavi, S. A. R., Chauvin, A., Pascaud, F., Kellenberger, S., Farmer, E. E. GLUTAMATE RECEPTOR-LIKE genes mediate leaf-to-leaf wound signalling. Nature. 500 (7463), 422-426 (2013).
  4. Gilroy, S., et al. Electric Signals: Key Mediators of Rapid Systemic Signaling in Plants. Plant Physiology. 171 (3), 1606-1615 (2016).
  5. Choi, W. -. G., Hilleary, R., Swanson, S. J., Kim, S. -. H., Gilroy, S. Rapid, long-distance electrical and calcium signaling in plants. Annual Review of Plant Biology. 67 (1), 287-307 (2016).
  6. Toyota, M., et al. Glutamate triggers long-distance, calcium-based plant defense signaling. Science. 361 (6407), 1112-1115 (2018).
  7. Nguyen, C. T., Kurenda, A., Stolz, S., Chételat, A., Farmer, E. E. Identification of cell populations necessary for leaf-to-leaf electrical signaling in a wounded plant. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (40), 10178-10183 (2018).
  8. Lecourieux, D., Ranjeva, R., Pugin, A. Calcium in plant defence-signalling pathways. New Phytologist. 171 (2), 249-269 (2006).
  9. Farmer, E. E., Gao, Y. -. Q., Lenzoni, G., Wolfender, J. -. L., Wu, Q. Wound- and mechanostimulated electrical signals control hormone responses. New Phytologist. 227 (4), 1037-1050 (2020).
  10. Palmer, A. E., Qin, Y., Park, J. G., McCombs, J. E. Design and application of genetically encoded biosensors. Trends in Biotechnology. 29 (3), 144-152 (2011).
  11. Ridgway, E. B., Ashley, C. C. Calcium transients in single muscle fibers. Biochemical and Biophysical Research Communications. 29 (2), 229-234 (1967).
  12. Kiegle, E., Moore, C. A., Haseloff, J., Tester, M. A., Knight, M. R. Cell-type-specific calcium responses to drought, salt and cold in the Arabidopsis root. The Plant Journal. 23 (2), 267-278 (2000).
  13. Zhu, X., Feng, Y., Liang, G., Liu, N., Zhu, J. -. K. Aequorin-based luminescence imaging reveals stimulus- and tissue-specific Ca2+ dynamics in Arabidopsis plants. Molecular Plant. 6 (2), 444-455 (2013).
  14. Kwaaitaal, M., Huisman, R., Maintz, J., Reinstädler, A., Panstruga, R. Ionotropic glutamate receptor (iGluR)-like channels mediate MAMP-induced calcium influx in Arabidopsis thaliana. Biochemical Journal. 440 (3), 355-373 (2011).
  15. Vatsa, P., et al. Involvement of putative glutamate receptors in plant defence signaling and NO production. Biochimie. 93 (12), 2095-2101 (2011).
  16. Toyota, M., Furuichi, T., Sokabe, M., Tatsumi, H. Analyses of a gravistimulation-specific Ca2+ signature in Arabidopsis using parabolic flights. Plant Physiology. 163 (2), 543-554 (2013).
  17. Toyota, M. Hypergravity stimulation induces changes in intracellular calcium concentration in Arabidopsis seedlings. Advances in Space Research. 39, 1190-1197 (2007).
  18. Stephan, A. B., Kunz, H. -. H., Yang, E., Schroeder, J. I. Rapid hyperosmotic-induced Ca2+ responses in Arabidopsis thaliana exhibit sensory potentiation and involvement of plastidial KEA transporters. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (35), 5242-5249 (2016).
  19. Nagai, T., Yamada, S., Tominaga, T., Ichikawa, M., Miyawaki, A. Expanded dynamic range of fluorescent indicators for Ca2+ by circularly permuted yellow fluorescent proteins. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (29), 10554-10559 (2004).
  20. Choi, W. -. G., Toyota, M., Kim, S. -. H., Hilleary, R., Gilroy, S. Salt stress-induced Ca2+ waves are associated with rapid, long-distance root-to-shoot signaling in plants. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (17), 6497-6502 (2014).
  21. Evans, M. J., Choi, W. -. G., Gilroy, S., Morris, R. J. A ROS-assisted calcium wave dependent on the AtRBOHD NADPH oxidase and TPC1 cation channel propagates the systemic response to salt stress. Plant Physiology. 171 (3), 1771-1784 (2016).
  22. Hilleary, R., et al. Tonoplast-localized Ca2+ pumps regulate Ca2+ signals during pattern-triggered immunity in Arabidopsis thaliana. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 117 (31), 18849-18857 (2020).
  23. Lenglet, A., et al. Control of basal jasmonate signalling and defence through modulation of intracellular cation flux capacity. New Phytologist. 216 (4), 1161-1169 (2017).
  24. Choi, W. -. G., Swanson, S. J., Gilroy, S. High-resolution imaging of Ca2+, redox status, ROS and pH using GFP biosensors. The Plant Journal. 70 (1), 118-128 (2012).
  25. Nagai, T., Sawano, A., Park, E. S., Miyawaki, A. Circularly permuted green fluorescent proteins engineered to sense Ca2. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (6), 3197-3202 (2001).
  26. Nakai, J., Ohkura, M., Imoto, K. A high signal-to-noise Ca2+ probe composed of a single green fluorescent protein. Nature Biotechnology. 19 (2), 137-141 (2001).
  27. Keinath, N. F., et al. Live cell imaging with R-GECO1 sheds light on flg22- and Chitin-induced transient [Ca2+]cyt patterns in Arabidopsis. Molecular Plant. 8 (8), 1188-1200 (2015).
  28. Zhao, Y., et al. An expanded palette of genetically encoded Ca2+ indicators. Science. 333 (6051), 1888-1891 (2011).
  29. Vincent, T. R., et al. Real-time in vivo recording of Arabidopsis calcium signals during insect feeding using a fluorescent biosensor. JoVE. (126), e56142 (2017).
  30. DeFalco, T. A., et al. Using GCaMP3 to study Ca2+ signaling in nicotiana species. Plant and Cell Physiology. 58 (7), 1173-1184 (2017).
  31. Michard, E., et al. Glutamate receptor-like genes form Ca2+ channels in pollen tubes and are regulated by Pistil D-Serine. Science. 332 (6028), 434-437 (2011).
  32. Singh, S. K., Chien, C. -. T., Chang, I. -. F. The Arabidopsis glutamate receptor-like gene GLR3.6 controls root development by repressing the Kip-related protein gene KRP4. Journal of Experimental Botany. 67 (6), 1853-1869 (2016).
  33. Li, H., et al. Tomato GLR3.3 and GLR3.5 mediate cold acclimation-induced chilling tolerance by regulating apoplastic H2O2 production and redox homeostasis. Plant, Cell & Environment. 42 (12), 3326-3339 (2019).
  34. Li, F., et al. Glutamate receptor-like channel3.3 is involved in mediating glutathione-triggered cytosolic calcium transients, transcriptional changes, and innate immunity responses in Arabidopsis. Plant Physiology. 162 (3), 1497-1509 (2013).
  35. Wudick, M. M., Michard, E., Oliveira Nunes, C., Feijó, J. A. Comparing plant and animal glutamate receptors: common traits but different fates. Journal of Experimental Botany. 69 (17), 4151-4163 (2018).
  36. De Bortoli, S., Teardo, E., Szabò, I., Morosinotto, T., Alboresi, A. Evolutionary insight into the ionotropic glutamate receptor superfamily of photosynthetic organisms. Biophysical Chemistry. 218, 14-26 (2016).
  37. Janovjak, H., Sandoz, G., Isacoff, E. Y. A modern ionotropic glutamate receptor with a K+ selectivity signature sequence. Nature Communications. 2 (1), 232 (2011).
  38. Shao, Q., Gao, Q., Lhamo, D., Zhang, H., Luan, S. Two glutamate- and pH-regulated Ca2+ channels are required for systemic wound signaling in Arabidopsis. Science Signaling. 13 (640), (2020).
  39. Forde, B. G., Lea, P. J. Glutamate in plants: metabolism, regulation, and signalling. Journal of Experimental Botany. 58 (9), 2339-2358 (2007).
  40. Okumoto, S., et al. Detection of glutamate release from neurons by genetically encoded surface-displayed FRET nanosensors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (24), 8740-8745 (2005).
  41. Hires, S. A., Zhu, Y., Tsien, R. Y. Optical measurement of synaptic glutamate spillover and reuptake by linker optimized glutamate-sensitive fluorescent reporters. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (11), 4411-4416 (2008).
  42. Marvin, J. S., et al. An optimized fluorescent probe for visualizing glutamate neurotransmission. Nature Methods. 10 (2), 162-170 (2013).
  43. Marvin, J. S., et al. Stability, affinity, and chromatic variants of the glutamate sensor iGluSnFR. Nature Methods. 15 (11), 936-939 (2018).
  44. Farmer, E., Mousavi, S. A. R., Lenglet, A. Leaf numbering for experiments on long distance signalling in Arabidopsis. Protocol Exchange: Preprint server. , (2013).
  45. Harada, A., Shimazaki, K. -. i. Phototropins and blue light-dependent calcium signaling in higher plants. Photochemistry and Photobiology. 83 (1), 102-111 (2007).
  46. Huber, A. E., Bauerle, T. L. Long-distance plant signaling pathways in response to multiple stressors: the gap in knowledge. Journal of Experimental Botany. 67 (7), 2063-2079 (2016).
  47. Choi, W. -. G., et al. Orchestrating rapid long-distance signaling in plants with Ca2+, ROS and electrical signals. The Plant Journal. 90 (4), 698-707 (2017).
  48. Tallini, Y. N., et al. Imaging cellular signals in the heart in vivo: cardiac expression of the high-signal Ca2+ indicator GCaMP2. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (12), 4753-4758 (2006).
  49. Tian, L., et al. Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators. Nature Methods. 6 (12), 875-881 (2009).
  50. Chen, T. -. W., et al. Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity. Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).
  51. Vincent, T. R., et al. Interplay of plasma membrane and vacuolar ion channels, together with BAK1, elicits rapid cytosolic calcium elevations in Arabidopsis during aphid feeding. The Plant Cell. 29 (6), 1460-1479 (2017).
  52. Meena, M. K., et al. The Ca2+ channel CNGC19 regulates Arabidopsis defense against spodoptera herbivory. The Plant Cell. 31 (7), 1539-1562 (2019).
  53. Cheong, Y. H., et al. CBL1, a calcium sensor that differentially regulates salt, drought, and cold responses in arabidopsis. The Plant Cell. 15 (8), 1833-1845 (2003).
check_url/62114?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Uemura, T., Wang, J., Aratani, Y., Gilroy, S., Toyota, M. Wide-Field, Real-Time Imaging of Local and Systemic Wound Signals in Arabidopsis. J. Vis. Exp. (172), e62114, doi:10.3791/62114 (2021).

View Video