Moleküler Etkileşimlerin Çalışması için Desteklenen ve Askıya Alınan Lipid Bilayer Modellerinin Hücre Taklit Montajı
Summary
Bu protokolde tek lipid ve multi-lipid vesicles, desteklenen lipid bilayerler ve askıda lipid bilayerleri taklit eden hücre oluşumu açıklanmaktadır. Bu in vitro modeller çeşitli lipit tiplerini içerecek şekilde uyarlanabilir ve çeşitli molekül ve makromolekül etkileşimlerini araştırmak için kullanılabilir.
Abstract
Model hücre zarları erken ilaç keşfinden toksisite çalışmalarına kadar birçok uygulama ile faydalı bir tarama aracıdır. Hücre zarı, tüm hücre tipleri için çok önemli bir koruyucu bariyerdir ve iç hücresel bileşenleri hücre dışı ortamdan ayırır. Bu membranlar büyük ölçüde çeşitli proteinler ve kolesterol ile birlikte dış hidrofilik kafa grupları ve iç hidrofobik kuyruk gruplarını içeren bir lipid bilayerden oluşur. Lipitlerin bileşimi ve yapısı, hücreler ve farmasötik, biyolojik toksinler ve çevresel toksik ediciler içerebilecek hücresel mikroçevrici arasındaki etkileşimler de dahil olmak üzere biyolojik işlevin düzenlenmesinde çok önemli bir rol oynar. Bu çalışmada lipid bilayerlerini taklit eden tek lipid ve multi-lipid destekli ve askıda hücre formüle etme yöntemleri açıklanmıştır. Daha önce, moleküler etkileşimleri anlamak için tek lipid fosfatidiylcholine (PC) lipid bilayerlerin yanı sıra multi-lipid plasental trophoblast esintili lipid bilayerler geliştirilmiştir. Burada her iki tip bilayer modeline ulaşma yöntemleri sunulacaktır. Hücre taklit eden multi-lipid bilayerler için, istenen lipid bileşimi ilk olarak birincil hücrelerden veya hücre çizgilerinden lipid ekstraksiyonu ve ardından sıvı kromatografi-kütle spektrometresi (LC-MS) ile belirlenir. Bu bileşim kullanılarak lipid vesikülleri ince film hidrasyon ve ekstrüzyon yöntemi kullanılarak imal edilir ve hidrodinamik çapı ve zeta potansiyeli karakterize edilir. Desteklenen ve askıya alınan lipid bilayerler daha sonra sırasıyla, dağılım izleme (QCM-D) ile kuvars kristal mikro denge kullanılarak ve paralel bir yapay membran geçirgenlik testinde (PAMPA) kullanılmak üzere gözenekli bir membran üzerinde oluşturulabilir. Temsili sonuçlar in vitro hücreli membran lipid bilayer modellerinin tekrarlanabilirliğini ve çok yönlülüğünü vurgulamaktadır. Sunulan yöntemler, çeşitli moleküllerin ve makromoleküllerin hücre zarı ile geçirgenliği, adsorpsiyonu ve gömmesi gibi etkileşim mekanizmalarının hızlı ve facile değerlendirilmesine yardımcı olabilir, ilaç adaylarının taranmasında ve potansiyel hücresel toksisitenin tahmin edilmesine yardımcı olabilir.
Introduction
Öncelikle fosfolipidler, kolesterol ve proteinlerden oluşan hücre zarı, tüm canlı hücrelerin önemli bir bileşenidir1. Lipid amfifililiği tarafından yönlendirilen organizasyon ile hücre zarı koruyucu bir bariyer görevi görerek hücrenin çevresindeki çevre ile nasıl etkileşime girdiğini düzenler2. Birkaç hücresel işlem, membranın lipid ve protein bileşimine bağlıdır1,2. Örneğin, hücre zarı etkileşimleri etkili ilaç dağıtımı için önemlidir3. farmasötikler, biyolojikler, nanomalzemeler, biyolojik toksinler ve çevresel toksikler bir hücre zarının bütünlüğünü etkileyebilir, böylece hücresel fonksiyonu etkileyebilir4. Hücre zarlarının lipid bileşimine dayanan in vitro hücre taklit membran modellerinin yapımı, bu malzemelerin hücreler üzerindeki potansiyel etkisinin incelenmesini büyük ölçüde geliştirmek için facile araçları sağlama potansiyeline sahiptir.
Model lipid bilayerler lipid vesicles, desteklenen lipid bilayers ve askı lipid bilayers içerir. Desteklenen lipid bilayerler, desteklenen bir substrat malzemesinde lipid veziküllerinin yırtıldığı biyoteknoloji uygulamalarında yaygın olarak kullanılan fosfolipid hücre zarının bir modelidir5,6,7,8,9. Bilayer oluşumunu izlemek için kullanılan yaygın bir teknik, veziküllerin adsorpsiyonunu yerinde8 , 10 , 11 ,12 ,13,14’ekıyasla inceleyen dağılım izleme (QCM-D) ile kuvars kristal mikro dengedir. . Daha önce, QCM-D, akış koşullarında, yüzeyde fosfatidikolin (PC) lipid veziklinlerinin kritik bir veziklin kapsamı elde edildikten sonra, kendiliğinden sert lipid bilayerlere15. Önceki çalışma ayrıca, değişen lipid bileşimleri 16 , lipid proteinlerinin dahili17,18,19ve polimer yastıklar kullanılarakdesteklenenlipid çift katmanlı oluşumu araştırmıştır20, hücre zarı fonksiyonunun çeşitli yönlerini taklit edebilen desteklenen lipid bilayerleri verir.
Lipid bilayerler fosfolipid, kolesterol ve glikolipid bileşenlerini değiştirerek mitokondrion, kırmızı kan hücresi ve karaciğer hücresi zarları dahil olmak üzere alt hücreselden organ seviyelerine kadar çeşitli biyolojik bariyerleri taklit etmek için kullanılmıştır21. Bu daha karmaşık multi-lipid veziklinler, lipit bileşimine bağlı olarak veziklin yırtılması için ek yöntemler gerektirebilir. Örneğin, önceki çalışmalar, adsorbe lipid veziklin22,23’üistikrarsızlaştırarak bilayer oluşumunu teşvik etmek için hepatit C virüsünün yapısal olmayan proteini 5A’dan elde edilen α-helikal (AH) peptit kullanmıştır. Bu AH peptidi kullanılarak, plasental hücreleri taklit eden desteklenen lipid bilayerler daha önceoluşturulmuştur 24. Biyomedikal uygulamalar için desteklenen lipid bilayerlerin büyük potansiyeli moleküler ve nanopartikül taşımacılığı25 , 26, çevresel toksikan etkileşimleri 27,protein montajı ve fonksiyonu17,18,19,peptit düzenlemesi ve yerleştirilmesi 28 ,29,ilaç tarama30ve mikroakışkan platformlar31’ikapsayan araştırmalarla gösterilmiştir.
Askıya alınmış lipid bilayers, bir lipid bilayer’in gözenekli bir hidrofobik kesici uç 32,33 ,34,35boyunca askıya alındığı paralel bir yapay membran geçirgenliği test (PAMPA) aracılığıyla farmasötik tarama çalışmaları için kullanılmıştır. PAMPA lipid modelleri kan-beyin, bukal, bağırsak ve transdermal arayüzler de dahil olmak üzere farklı biyolojik arayüzler için geliştirilmiştir36. Hem desteklenen lipid bilayer hem de PAMPA tekniklerinin birleştirilmesiyle, istenen bir doku veya hücre tipinin lipit bileşenleri içindeki bileşiklerin adsorpsiyonu, geçirgenliği ve gömülmesi iyice incelenebilir.
Bu protokol, çeşitli moleküler etkileşimleri araştırmak için in vitro hücre zarı lipid bilayer modellerinin imalatını ve uygulanmasını açıklar. Hem tek lipid hem de multi-lipid destekli ve askıda lipid bilayerlerinin hazırlanması ayrıntılı olarak sağlanmıştır. Desteklenen bir lipid bilayer oluşturmak için, lipid vezikülleri ilk olarak ince film hidrasyon ve ekstrüzyon yöntemleri ve ardından fizikokimyasal karakterizasyon kullanılarak geliştirilmiştir. PAMPA’da kullanılmak üzere askıya alınmış lipid membranlarının QCM-D izlemesi ve imalatı kullanılarak desteklenen bir lipid bilayer oluşumu tartışılmaktadır. Son olarak, membranları taklit eden daha karmaşık hücre gelişimi için multi-lipid vesicles incelenir. Her iki tip fabrikasyon lipid zarını kullanarak, bu protokol bu aracın moleküler etkileşimleri incelemek için nasıl kullanılabileceğini göstermektedir. Genel olarak, bu teknik yüksek tekrarlanabilirlik ve çok yönlülük ile hücre taklit lipid bilayers oluşturur.
Protocol
Representative Results
Discussion
Bu protokol lipid veziklinlerin, desteklenen lipid bilayerlerin ve askıya alınmış lipid bilayerlerinin oluşumuna izin verir. Burada, bu yapıların her birini oluşturmak için kritik adımlar sunulmaktadır. Lipid veziklin oluştururken, lipit geçiş sıcaklığının üzerinde ekstrüzyonyapmak önemlidir 39. Geçiş sıcaklığının altında olduğunda, lipit fiziksel olarak sipariş edilen jel faz39’dabulunur. Bu sıralı fazda hidrokarbon lipid kuyrukları tamam…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Bu materyal, A.S.’ye verilen 1942418 No.’luk Hibe kapsamında Ulusal Bilim Vakfı tarafından desteklenen çalışmalara ve C.M.B.H.’ye verilen Ulusal Bilim Vakfı Lisansüstü Araştırma Bursu’na, 1644760 No. Hibesi kapsamında dayanmaktadır. Bu materyalde ifade edilen herhangi bir görüş, bulgu ve sonuç veya öneri yazarların görüşleridir ve Ulusal Bilim Vakfı’nın görüşlerini yansıtmak zorunda değildir. Yazarlar, lipid vesicle karakterizasyon veri toplama için Dr. Noel Vera-González’e teşekkür ediyor. Yazarlar, Zetasizer’ını kullandığı için Profesör Robert Hurt’a (Brown Üniversitesi) teşekkür eder. Yazarlar, Brown Üniversitesi Kütle Spektrometresi Tesisi’ne, özellikle de Lipid bileşiminin ölçülmesine yardımcı olduğu için Dr. Tun-Li Shen’e teşekkür ediyor.
Materials
| 1-palmitoyl-2-oleoyl-glycero-3-phosphocholine (POPC, 16:0-18:1 PC) | Avanti Polar Lipids | 850457 | |
| 1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phospho-L-serine (sodium salt) (POPS, 16:0-18:1 PS) | Avanti Polar Lipids | 840034 | |
| 1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (16:0-18:1 PE) | Avanti Polar Lipids | 850757 | |
| 1,2-dioleoyl-sn-glycero-2-phospho-L-serine (DOPS, 18:1 PS) | Avanti Polar Lipids | 840035 | |
| 1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DOPC, 18:1 (Δ9-Cis) PC) | Avanti Polar Lipids | 850375 | |
| 1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (DOPE, 18:1 (Δ9-Cis) PE) | Avanti Polar Lipids | 850725 | |
| 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-ethylphosphocholine (chloride salt) (18:0 EPC (Cl Salt)) | Avanti Polar Lipids | 890703 | |
| 3 mL Luer-Loc syringes | BD | 309657 | |
| 40 mL sample vial, amber with polytetrafluoroethylene (PTFE)/rubber liner | Duran Wheaton Kimble | W224605 | |
| Acetonitrile | Sigma-Aldrich | 271004 | |
| Alconox | Fisher Scientific | 50-821-781 | |
| Ammonium formate | Millipore Sigma | LSAC70221 | |
| C18, 3.5 um x 50 mm column, SunFire | Waters | 186002551 | |
| Chloroform | Millipore Sigma | LSAC288306 | |
| Cuvette UV Micro LCH 8.5 mm, 50 um, RPK | Sarstedt | 67.758.001 | |
| Di(2-ethylhexyl) phthalate (DEHP) | Millipore Sigma | 36735 | |
| Dimethyl sulfoxide (DMSO) | Millipore Sigma | LSAC472301 | |
| Ethanol | Pharmco | 111000200 | |
| Filter supports, 10 mm | Avanti Polar Lipids | 610014 | Size for mini extruder |
| Folded capillary zeta cell | Malvern Panalytical | DTS1070 | |
| Isopropanol | Sigma-Aldrich | 190764-4L | |
| Kimwipes | Kimberly Clark | 34256 | |
| L-α-phosphatidylinositol (soy) (Soy PI) | Avanti Polar Lipids | 840044 | |
| L-α-phosphitidylcholine (Egg, Chicken) | Avanti Polar Lipids | 840051 | |
| LiposoFast ® LF-50 | Avestin, Inc. | ||
| Methanol | Sigma-Aldrich | 179337 – 4L | |
| Mini-extruder set with holder/heating block | Avanti Polar Lipids | 610000 | |
| MultiScreen-IP Filter Plate, 0.45 µm, clear, sterile | Millipore Sigma | MAIPS4510 | for PAMPA studies |
| Nitrogen gas, ultrapure | TechAir | NI T5.0 | |
| Nuclepore hydrophilic membranes, polycarbonate, 19 mm, 0.1 um | Whatman | 800309 | Size for mini extruder |
| Nuclepore hydrophilic membranes, polycarbonate, 25 mm, 0.1 um | Whatman | 110605 | Size for large extruder |
| Parafilm | Bemis | PM999 | |
| Phosphate buffer saline (PBS), 10x | Genesee Scienfitic | 25-507X | Dilute to 1x |
| Qsoft 401 software | Biolin Scientific | ||
| Quartz Crystal Microbalance with Dissipation Q-Sense Analyzer | Biolin Scientific | ||
| Scintillation vials, borosilicate glass vials, 20 mL | Duran Wheaton Kimble | 986561 | |
| Silicon Dioxide, thin QSensors | Biolin Scientific | QSX 303 | |
| Sodium chloride (NaCl) | Millipore Sigma | LSACS5886 | |
| Sodium dodecyl sulfate (SDS) | Fisher Scientific | BP166-100 | |
| Solvent Safe pipette tips | Sigma-Aldrich | S8064 | |
| Sphingomyelin (Egg, Chicken) | Avanti Polar Lipids | 860061 | |
| Trizma base | Millipore Sigma | LSACT1503 | |
| Trypsin-ethylenediaminetretaacetic acid | Caisson Labs | TRL01-6X100ML | |
| Whatman drain disc, 25 mm | Whatman | 230600 | Size for large extruder |
| Zetasizer ZS90 | Malvern Panalytical | ||
| Zetasizer 7.01 software | Malvern Panalytical |
References
- Lucio, M., Lima, J. L. F. C., Reis, S. Drug-Membrane Interactions: Significance for Medicinal Chemistry. Current Medicinal Chemistry. 17 (17), 1795-1809 (2010).
- Mayne, C. G., et al. The cellular membrane as a mediator for small molecule interaction with membrane proteins. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1858 (10), 2290-2304 (2016).
- Bunea, A. I., Harloff-Helleberg, S., Taboryski, R., Nielsen, H. M. Membrane interactions in drug delivery: Model cell membranes and orthogonal techniques. Advances in Colloid and Interface Science. 281, 102177 (2020).
- Peetla, C., Stine, A., Labhasetwar, V. Biophysical interactions with model lipid membranes: Applications in drug discovery and drug delivery. Molecular Pharmaceutics. 6 (5), 1264-1276 (2009).
- Richter, R., Mukhopadhyay, A., Brisson, A. Pathways of Lipid Vesicle Deposition on Solid Surfaces: A Combined QCM-D and AFM Study. Biophysical Journal. 85 (5), 3035-3047 (2003).
- Lind, T. K., Cárdenas, M., Wacklin, H. P. Formation of supported lipid bilayers by vesicle fusion: Effect of deposition temperature. Langmuir. 30 (25), 7259-7263 (2014).
- Mingeot-Leclercq, M. -. P., Deleu, M., Brasseur, R., Dufrêne, Y. F. Atomic force microscopy of supported lipid bilayers. Nature protocols. 3 (10), 1654-1659 (2008).
- Richter, R. P., Bérat, R., Brisson, A. R. Formation of solid-supported lipid bilayers: an integrated view. Langmuir the ACS journal of surfaces and colloids. 22 (8), 3497-3505 (2006).
- Chan, Y. -. H. M., Boxer, S. G. Model membrane systems and their applications. Current Opinion in Chemical Biology. 11 (6), 581-587 (2007).
- Edvardsson, M., Svedhem, S., Wang, G., Richter, R., Rodahl, M., Kasemo, B. QCM-D and reflectometry instrument: applications to supported lipid structures and their biomolecular interactions. Analytical chemistry. 81 (1), 349-361 (2009).
- Rodahl, M., et al. Simultaneous frequency and dissipation factor QCM measurements of biomolecular adsorption and cell adhesion. Faraday Discussions. 107, 229-246 (1997).
- Keller, C. A., Glasmästar, K., Zhdanov, V. P., Kasemo, B. Formation of Supported Membranes from Vesicles. Physical Review Letters. 84 (23), 5443-5446 (2000).
- Keller, C. A., Kasemo, B. Surface specific kinetics of lipid vesicle adsorption measured with a quartz crystal microbalance. Biophysical journal. 75 (3), 1397-1402 (1998).
- Cho, N. -. J., Frank, C. W., Kasemo, B., Höök, F. Quartz crystal microbalance with dissipation monitoring of supported lipid bilayers on various substrates. Nature protocols. 5 (6), 1096-1106 (2010).
- Bailey, C. M., Tripathi, A., Shukla, A. Effects of Flow and Bulk Vesicle Concentration on Supported Lipid Bilayer Formation. Langmuir. 33 (43), 11986-11997 (2017).
- van Meer, G., Voelker, D. R., Feigenson, G. W. Membrane lipids: where they are and how they behave. Nature reviews. Molecular cell biology. 9 (2), 112-124 (2008).
- Rossi, C., Chopineau, J. Biomimetic tethered lipid membranes designed for membrane-protein interaction studies. European Biophysics Journal. 36 (8), 955-965 (2007).
- Hatty, C. R., et al. Investigating the interactions of the 18 kDa translocator protein and its ligand PK11195 in planar lipid bilayers. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1838 (3), 1019-1030 (2014).
- Min, Y., Kristiansen, K., Boggs, J. M., Husted, C., Zasadzinski, J. a., Israelachvili, J. Interaction forces and adhesion of supported myelin lipid bilayers modulated by myelin basic protein. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (9), 3154-3159 (2009).
- Heath, G. R., et al. Layer-by-layer assembly of supported lipid bilayer poly-l-lysine multilayers. Biomacromolecules. 17 (1), 324-335 (2016).
- Alberts, B., Lewis, J. The Lipid Bilayer. Molecular Biology of the Cell. , 6-11 (2013).
- Cho, N. J., Wang, G., Edvardsson, M., Glenn, J. S., Hook, F., Frank, C. W. Alpha-helical peptide-induced vesicle rupture revealing new insight into the vesicle fusion process as monitored in situ by quartz crystal microbalance-dissipation and reflectometry. Analytical Chemistry. 81 (12), 4752-4761 (2009).
- Hardy, G. J., Nayak, R., Munir Alam, S., Shapter, J. G., Heinrich, F., Zauscher, S. Biomimetic supported lipid bilayers with high cholesterol content formed by α-helical peptide-induced vesicle fusion. Journal of Materials Chemistry. 22 (37), 19506-19513 (2012).
- Bailey-Hytholt, C. M., Shen, T. L., Nie, B., Tripathi, A., Shukla, A. Placental Trophoblast-Inspired Lipid Bilayers for Cell-Free Investigation of Molecular Interactions. ACS Applied Materials and Interfaces. 12 (28), 31099-31111 (2020).
- Domenech, O., Francius, G., Tulkens, P. M., Van Bambeke, F., Dufrêne, Y., Mingeot-Leclercq, M. -. P. Interactions of oritavancin, a new lipoglycopeptide derived from vancomycin, with phospholipid bilayers: Effect on membrane permeability and nanoscale lipid membrane organization. Biochimica et biophysica acta. 1788 (9), 1832-1840 (2009).
- Bailey, C. M., Kamaloo, E., Waterman, K. L., Wang, K. F., Nagarajan, R., Camesano, T. a. Size dependence of gold nanoparticle interactions with a supported lipid bilayer: A QCM-D study. Biophysical Chemistry. 203-204, 51-61 (2015).
- Bailey-Hytholt, C. M., Puranik, T., Tripathi, A., Shukla, A. Investigating interactions of phthalate environmental toxicants with lipid structures. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 190, 110923 (2020).
- Wang, K. F., Nagarajan, R., Camesano, T. A. Antimicrobial peptide alamethicin insertion into lipid bilayer: a QCM-D exploration. Colloids and surfaces. B, Biointerfaces. 116, 472-481 (2014).
- Lozeau, L. D., Rolle, M. W., Camesano, T. A. A QCM-D study of the concentration- and time-dependent interactions of human LL37 with model mammalian lipid bilayers. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 167 (1), 229-238 (2018).
- Kongsuphol, P., Fang, K. B., Ding, Z. Lipid bilayer technologies in ion channel recordings and their potential in drug screening assay. Sensors and Actuators B: Chemical. 185, 530-542 (2013).
- Ren, X., et al. Design, fabrication, and characterization of archaeal tetraether free-standing planar membranes in a PDMS-and PCB-based fluidic platform. ACS Applied Materials & Interfaces. 6 (15), 12618-12628 (2014).
- Seo, P. R., Teksin, Z. S., Kao, J. P. Y., Polli, J. E. Lipid composition effect on permeability across PAMPA. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 29 (3-4), 259-268 (2006).
- Avdeef, A. The rise of PAMPA. Expert Opinion on Drug Metabolism & Toxicology. 1 (2), 325-342 (2005).
- Avdeef, A., Artursson, P., Neuhoff, S., Lazorova, L., Gråsjö, J., Tavelin, S. Caco-2 permeability of weakly basic drugs predicted with the Double-Sink PAMPA method. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 24 (4), 333-349 (2005).
- Campbell, S. D., Regina, K. J., Kharasch, E. D. Significance of Lipid Composition in a Blood-Brain Barrier-Mimetic PAMPA Assay. Journal of Biomolecular Screening. 19 (3), 437-444 (2014).
- Berben, P., et al. Drug permeability profiling using cell-free permeation tools: Overview and applications. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 119, 219-233 (2018).
- Schmidt, D., Lynch, J. Evaluation of the reproducibility of Parallel Artificial Membrane Permation Assays (PAMPA). EMD Millipore Corporation. , (2020).
- Bligh, E. G., Dyer, W. J. A Rapid Method of Total Lipid Extraction and Purification. Canadian Journal of Biochemistry and Physiology. 37 (8), 911-917 (1959).
- Nayar, R., Hope, M. J., Cullis, P. R. Generation of large unilamellar vesicles from long-chain saturated phosphatidylcholines by extrusion technique. BBA – Biomembranes. 986 (2), 200-206 (1989).
- Lind, T. K., Skida, M. W. A., Cárdenas, M. Formation and Characterization of Supported Lipid Bilayers Composed of Phosphatidylethanolamine and Phosphatidylglycerol by Vesicle Fusion, a Simple but Relevant Model for Bacterial Membranes. ACS Omega. 4 (6), 10687-10694 (2019).
- Berben, P., et al. Drug permeability profiling using cell-free permeation tools: Overview and applications. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 119, 219-233 (2018).
- Bermejo, M., et al. PAMPA-a drug absorption in vitro model: 7. Comparing rat in situ, Caco-2, and PAMPA permeability of fluoroquinolones. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 21 (4), 429-441 (2004).
- Kerns, E. H., Di, L., Petusky, S., Farris, M., Ley, R., Jupp, P. Application of parallel artificial membrane permeability assay and Caco-2 permeability. Journal of Pharmaceutical Sciences. 93 (6), 1440-1453 (2004).
- Masungi, C., et al. Parallel artificial membrane permeability assay (PAMPA) combined with a 10-day multiscreen Caco-2 cell culture as a tool for assessing new drug candidates. Pharmazie. 63 (3), 194-199 (2008).
- Vera-González, N., et al. Anidulafungin liposome nanoparticles exhibit antifungal activity against planktonic and biofilm Candida albicans. Journal of Biomedical Materials Research – Part A. 108 (11), 2263-2276 (2020).
- Barenholz, Y., Gibbes, D., Litman, B. J., Goll, J., Thompson, T. E., Carlson, F. D. A simple method for the preparation of homogeneous phospholipid vesicles. Biochemistry. 16 (1), 2806-2810 (1977).
- El Kirat, K., Morandat, S., Dufrêne, Y. F. Nanoscale analysis of supported lipid bilayers using atomic force microscopy. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1798 (4), 750-765 (2010).
- Tawa, K., Morigaki, K. Substrate-supported phospholipid membranes studied by surface plasmon resonance and surface plasmon fluorescence spectroscopy. Biophysical Journal. 89 (4), 2750-2758 (2005).
- Koenig, B. W., et al. Neutron Reflectivity and Atomic Force Microscopy Studies of a Lipid Bilayer in Water Adsorbed to the Surface of a Silicon Single Crystal. Langmuir. 12 (5), 1343-1350 (1996).
- Lind, T. K., Cárdenas, M. Understanding the formation of supported lipid bilayers via vesicle fusion-A case that exemplifies the need for the complementary method approach (Review). Biointerphases. 11 (2), 020801 (2016).
- Castellana, E. T., Cremer, P. S. Solid supported lipid bilayers: From biophysical studies to sensor design. Surface Science Reports. 61 (10), 429-444 (2006).
- Isaksson, S., et al. Protein-Containing Lipid Bilayers Intercalated with Size-Matched Mesoporous Silica Thin Films. Nano Letters. 17 (1), 476-485 (2017).
