Ein vereinfachtes Modell für die heterotope Herzklappentransplantation bei Nagetieren
Summary
Dieses Protokoll beschreibt eine einfache und effiziente Methode zur Transplantation von Aortenklappenblättchen unter die Nierenkapsel, um die Alloreaktivität von Herzklappen untersuchen zu können.
Abstract
Es besteht ein dringender klinischer Bedarf an Herzklappenersatz, der bei Kindern wachsen kann. Die Herzklappentransplantation wird als eine neue Art von Transplantation vorgeschlagen, die das Potenzial hat, dauerhafte Herzklappen zu liefern, die in der Lage sind, somatisch zu wachsen, ohne dass eine Antikoagulation erforderlich ist. Die Immunbiologie von Herzklappentransplantationen bleibt jedoch unerforscht, was die Notwendigkeit von Tiermodellen zur Untersuchung dieser neuen Art von Transplantation unterstreicht. Frühere Rattenmodelle für die heterotope Aortenklappentransplantation in die Bauchaorta wurden beschrieben, obwohl sie technisch anspruchsvoll und kostspielig sind. Um diese Herausforderung anzugehen, wurde ein renales subkapsuläres Transplantationsmodell bei Nagetieren als praktische und einfachere Methode zur Untersuchung der Immunbiologie der Herzklappentransplantation entwickelt. Bei diesem Modell wird ein einzelnes Aortenklappenblatt geerntet und in den unterkapsulären Nierenraum eingeführt. Die Niere ist leicht zugänglich, und das transplantierte Gewebe ist sicher in einem subkapsulären Raum enthalten, der gut vaskularisiert ist und eine Vielzahl von Gewebegrößen aufnehmen kann. Da eine einzelne Ratte drei Spenderaortenblättchen und eine einzige Niere mehrere Stellen für transplantiertes Gewebe bereitstellen kann, sind für eine bestimmte Studie weniger Ratten erforderlich. Hier wird die Transplantationstechnik beschrieben, die einen bedeutenden Schritt vorwärts bei der Untersuchung der Transplantationsimmunologie der Herzklappentransplantation darstellt.
Introduction
Angeborene Herzfehler sind die häufigste angeborene Behinderung beim Menschen und betreffen jedes Jahr 7 von 1.000 lebend geborenen Kindern1. Im Gegensatz zu erwachsenen Patienten, bei denen routinemäßig verschiedene mechanische und bioprothetische Klappen implantiert werden, haben pädiatrische Patienten derzeit keine guten Möglichkeiten für einen Klappenersatz. Diese herkömmlichen Implantate haben nicht das Potenzial, bei Empfängerkindern zu wachsen. Infolgedessen sind morbide Reoperationen erforderlich, um die Herzklappenimplantate gegen sukzessive größere Versionen auszutauschen, wenn die Kinder wachsen, wobei betroffene Kinder oft bis zu fünf oder mehr Operationen am offenen Herzen in ihrem Leben benötigen 2,3. Studien haben gezeigt, dass die Freiheit von Intervention oder Tod für Säuglinge signifikant schlecht ist als für ältere Kinder, wobei 60% der Säuglinge mit Herzklappenprothesen innerhalb von 3 Jahren nach ihrer ersten Operation einer erneuten Operation oder dem Tod ausgesetzt sind4. Daher ist es dringend notwendig, eine Herzklappe zu liefern, die bei pädiatrischen Patienten wachsen und ihre Funktion aufrechterhalten kann.
Seit Jahrzehnten konzentrieren sich die Versuche, wachsenden Herzklappenersatz zu liefern, auf Tissue Engineering und Stammzellen. Versuche, diese Ventile in die Klinik zu übersetzen, waren jedoch bisher erfolglos 5,6,7,8. Um dies anzugehen, wird eine Herzklappentransplantation als eine kreativere Operation zur Bereitstellung von wachsendem Herzklappenersatz vorgeschlagen, der die Fähigkeit hat, sich selbst zu reparieren und Thrombogenese zu vermeiden. Anstatt das ganze Herz zu transplantieren, wird nur die Herzklappe transplantiert und wächst dann mit dem Empfängerkind, ähnlich wie bei herkömmlichen Herztransplantationen oder einem Ross-Lungenautogramm 9,10,11. Postoperativ erhalten die Empfängerkinder eine Immunsuppression, bis die transplantierte Klappe gegen eine mechanische Prothese in Erwachsenengröße ausgetauscht werden kann, wenn das Wachstum der Klappe nicht mehr erforderlich ist. Die Transplantationsbiologie von Herzklappentransplantaten bleibt jedoch unerforscht. Daher werden Tiermodelle benötigt, um diese neue Art von Transplantation zu untersuchen.
Mehrere Rattenmodelle wurden zuvor für die heterotope Transplantation der Aortenklappe in die Bauchaorta 12,13,14,15,16,17,18 beschrieben. Diese Modelle sind jedoch unerschwinglich knifflig und erfordern oft ausgebildete Chirurgen, um erfolgreich zu operieren. Darüber hinaus sind sie teuer und zeitaufwendig19. Ein neuartiges Rattenmodell wurde entwickelt, um ein einfacheres Tiermodell für die Untersuchung der Immunbiologie von Herzklappentransplantationen zu erstellen. Einzelne Aortenklappenblättchen werden herausgeschnitten und in den renalen subkapsulären Raum eingeführt. Die Niere eignet sich besonders für die Untersuchung der Transplantatabstoßung, da sie stark vaskularisiert ist und Zugang zu zirkulierenden Immunzellen hat20,21. Während einige andere ein renales subkapsuläres Modell verwendet haben, um die Transplantationsbiologie anderer Allotransplantattransplantationen wie Bauchspeicheldrüse, Leber, Niere und Hornhaut 22,23,24,25,26,27 zu untersuchen, ist dies die erste Beschreibung der Transplantation von Herzgewebe in dieser Position. Hier wird die Transplantationstechnik beschrieben, die einen bedeutenden Schritt vorwärts bei der Untersuchung der Transplantationsimmunologie der Herzklappentransplantation darstellt.
Protocol
Representative Results
Discussion
Bedeutung und Anwendungsmöglichkeiten
Während mechanische und bioprothetische Herzklappen routinemäßig bei erwachsenen Patienten eingesetzt werden, die einen Klappenersatz benötigen, fehlt diesen Klappen das Wachstumspotenzial und sie sind daher für pädiatrische Patienten suboptimal. Die Herzklappentransplantation ist eine experimentelle Operation, die entwickelt wurde, um wachsenden Herzklappenersatz für Neugeborene und Säuglinge mit angeborenen Herzfehlern zu liefern. Im Gegensatz zur Trans…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Abbildung 1 wurde mit biorender.com erstellt. Diese Arbeit wurde zum Teil durch das AATS Foundation Surgical Investigator Program an TKR, den Children’s Excellence Fund der Abteilung für Pädiatrie an der Medical University of South Carolina an TKR, ein Stipendium der Emerson Rose Heart Foundation an TKR, Philanthropie von Senator Paul Campbell an TKR, NIH-NHLBI Institutional Postdoctoral Training Grants (T32 HL-007260) an JHK und BG, und das Medical University of South Carolina College of Medicine Pre-clerkship FLEX Research Fund an MAH.
Materials
| 0.9% Sodium Chlordie, USP | Baxter | NDC 0338-0048-04 | |
| 4-0 Polyglactin 910 | Ethicon | J415H | |
| 7.5% Povidone-Iodine | CareFusion | 29904-004 | |
| 70% ETOH | Fisher Scientific | BP82031GAL | |
| Anesthesia induction chamber | Harvard Apparatus | 75-2030 | Air-tight inducton chamber for rats |
| Anesthesia machine | Harvard Apparatus | 75-0238 | Mobile Anesthesia System with Passive Scavenging |
| Anesthesia Mask | Harvard Apparatus | 59-8255 | Rat anesthesia mask |
| Brown Norway Rats (BN/Crl) | Charles River | Strain Code 091 | Male, 5-7 weeks, 100-200 g |
| Buprenorphine Hydrochloride, 0.3 mg/mL | PAR Pharmaceutical | NDC 42023-179-05 | 0.03 mg/kg, administered subcutaneously |
| Electric hair clippers | WAHL | 79434 | |
| Electric Heating Pad | Harvard Apparatus | 72-0492 | Maintained at 36-38 °C |
| Heparin | Sagent Pharmaceuticals | NDC 25021-400-10 | 100U/100g injection into the left atrium |
| Insulin Syringe, 1 mL | Fisher Scientific | 14-841-33 | |
| Iris forceps curved | World Precision Instruments | 15917 | |
| Iris forceps straight | World Precision Instruments | 15916 | |
| Isoflurane, USP | Piramal Critical Care | NDC 66794-017-25 | Induced at 5% isoflurance in oxygen and maintained with 3.5% isoflurane in oxygen |
| Lewis Rats (LEW/ Crl) | Charles River | Strain Code 004 | Male, 5-7 weeks, 100-200 g |
| Micro forceps | World Precision Instruments | 500233 | Dumont #5 |
| Micro scissors | World Precision Instruments | 501930 | Spring-loaded Vannas Scissors |
| Needle Driver | World Precision Instruments | 500226 | Ryder Needle Driver |
| Operating microscope | AmScope | SM-3BZ-80S | 3.5x – 90x Stereo Microscope |
| Petri Dish | Fisher Scientific | FB0875714 | |
| Petrolatum ophthalmic ointment | Dechra | NDC 17033-211-38 | |
| Skin staples | Ethicon | PXR35 | Proximate 35 |
| Sterile cotton swabs | Puritan | 25-806 1WC | |
| Sterile gauze sponges | Fisher Scientific | 22-037-902 | |
| Surgical Scissors | World Precision Instruments | 1962C | Metzenbaum Scissors |
| University of Wisconsin Buffer (Servator B) | S.A.L.F S.p.A. | 6484A1 | Stored at 4 °C |
References
- Van Der Linde, D., et al. Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).
- Jacobs, J. P., et al. Reoperations for pediatric and congenital heart disease: An analysis of the Society of Thoracic Surgeons (STS) congenital heart surgery database. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 17 (1), 2-8 (2014).
- Syedain, Z. H., et al. Pediatric tri-tube valved conduits made from fibroblast-produced extracellular matrix evaluated over 52 weeks in growing lambs. Science Translational Medicine. 13 (585), 1-16 (2021).
- Khan, M. S., Samayoa, A. X., Chen, D. W., Petit, C. J., Fraser, C. D. Contemporary experience with surgical treatment of aortic valve disease in children. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 146 (3), 512-521 (2013).
- Boyd, R., Parisi, F., Kalfa, D. State of the art: Tissue engineering in congenital heart surgery. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 31 (4), 807-817 (2019).
- Feins, E. N., Emani, S. M. Expandable valves, annuloplasty rings, shunts, and bands for growing children. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 23, 17-23 (2020).
- Lintas, V., et al. TCT-795 Human cell derived off-the-shelf tissue engineered heart valves for next generation transcatheter aortic valve replacement: a proof-of-concept study in adult sheep. Journal of the American College of Cardiology. 70 (18), 271 (2017).
- Blum, K. M., Drews, J. D., Breuer, C. K. Tissue-engineered heart valves: A call for mechanistic studies. Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (3), 240-253 (2018).
- Bernstein, D., et al. Cardiac growth after pediatric heart transplantation. Circulation. 85 (4), 1433-1439 (1992).
- Delmo Walter, E. M., et al. Adaptive growth and remodeling of transplanted hearts in children. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 40 (6), 1374-1383 (2011).
- Simon, P., et al. Growth of the pulmonary autograft after the Ross operation in childhood. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 19 (2), 118-121 (2001).
- Oei, F. B. S., et al. A size-matching heterotopic aortic valve implantation model in the rat. Journal of Surgical Research. 87 (2), 239-244 (1999).
- Oei, F. B. S., et al. Heart valve dysfunction resulting from cellular rejection in a novel heterotopic transplantation rat model. Transplant International. 13, (2000).
- El Khatib, H., Lupinetti, F. M. Antigenicity of fresh and cryopreserved rat valve allografts. Transplantation. 49 (4), 765-767 (1990).
- Yankah, A. C., Wottge, H. U. Allograft conduit wall calcification in a model of chronic arterial graft rejection. Journal of Cardiac Surgery. 12 (2), 86-92 (1997).
- Moustapha, A., et al. Aortic valve grafts in the rat: Evidence for rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 114 (6), 891-902 (1997).
- Légaré, J. F., et al. Prevention of allograft heart valve failure in a rat model. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 122 (2), 310-317 (2001).
- Legare, J. F., Lee, T. D. G., Creaser, K., Ross, D. B., Green, M. T lymphocytes mediate leaflet destruction and allograft aortic valve failure in rats. The Annals of Thoracic Surgery. 70 (4), 1238-1245 (2000).
- Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
- Burgin, M., et al. Kidney Subcapsular Allograft Transplants as a Model to Test Virus-Derived Chemokine-Modulating Proteins as Therapeutics. Methods in molecular biology. 2225, 257-273 (2021).
- Foglia, R. P., DiPreta, J., Donahoe, P. K., Statter, M. B. Fetal allograft survival in immunocompetent recipients is age dependent and organ specific. Annals of Surgery. 204 (4), 402-410 (1986).
- Cunha, G. R., Baskin, L. Use of sub-renal capsule transplantation in developmental biology. Differentiation. 91 (4-5), 4-9 (2016).
- Hori, J., Joyce, N., Streilein, J. W. Epithelium-deficient corneal allografts display immune privilege beneath the kidney capsule. Investigative Opthalmology & Visual Science. 41 (2), 443-452 (2000).
- Mandel, T., et al. transplantation of organ cultured fetal pig pancreas in non-obese diabetic (NOD) mice and primates (Macaca fascicularis). Xenotransplantation. 2 (3), 128-132 (1995).
- Ricordi, C., Flye, M. W., Lacy, P. E. Renal subcapsular transplantation of clusters of hepatocytes in conjunction with pancreatic islets. Transplantation. 45 (6), 1148-1150 (1988).
- Shultz, L. D., et al. Subcapsular transplantation of tissue in the kidney. Cold Spring Harbor Protocols. 2014 (7), 737-740 (2014).
- Vanden Berg, C. W., et al. Renal subcapsular transplantation of PSC-derived kidney organoids induces neo-vasculogenesis and significant glomerular and tubular maturation in vivo. Stem Cell Reports. 10 (3), 751-765 (2018).
- Mitchell, R. N., Jonas, R. A., Schoen, F. J. Pathology of explanted cryopreserved allograft heart valves: Comparison with aortic valves from orthotopic heart transplants. Journal of Thoracic and Cardiovasular Surgery. 115 (1), 118-127 (1998).
- Valante, M., et al. The aortic valve after heart transplantation. Annals of Thoracic Surgery. 60, (1995).
- O’Brien, M. F., Stafford, E. G., Gardner, M. A. H., Pohlner, P. G., McGiffin, D. C. A comparison of aortic valve replacement with viable cryopreserved and fresh allograft valves, with a note on chromosomal studies. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 94 (6), 812-823 (1987).
- Ng, T. F., Osawa, H., Hori, J., Young, M. J., Streilein, J. W. Allogeneic neonatal neuronal retina grafts display partial immune privilege in the subcapsular space of the kidney. The Journal of Immunology. 169 (10), 5601-5606 (2002).
- Heslop, B. F., Wilson, S. E., Hardy, B. E. Antigenicity of aortic valve allografts. Annals of Surgery. 177 (3), 301-306 (1973).
- Steinmuller, D., Weiner, L. J. Evocation and persistence of transplantation immunity in rats. Transplantation. 1 (1), 97-106 (1963).
- Billingham, R. E., Brent, L., Brown, J. B., Medawar, P. B. Time of onset and duration of transplantation immunity. Plastic and Reconstructive Surgery. 24 (1), 410-413 (1959).
- Tector, A. J., Boyd, W. C., Korns, M. E. Aortic valve allograft rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (4), 592-601 (1971).
- Sugimura, Y., Schmidt, A. K., Lichtenberg, A., Akhyari, P., Assmann, A. A rat model for the in vivo assessment of biological and tissue-engineered valvular and vascular grafts. Tissue Engineering Methods (Part C). 23 (12), 982-994 (2017).
