Summary
Este protocolo describe un modelo porcino juvenil de alotrasplante ortotópico de pulmón izquierdo diseñado para su uso en la investigación de ESLP. La atención se centra en las técnicas anestésicas y quirúrgicas, así como en los pasos críticos y la resolución de problemas.
Abstract
El trasplante de pulmón es el tratamiento de referencia para la enfermedad pulmonar terminal, con más de 4.600 trasplantes de pulmón realizados anualmente en todo el mundo. Sin embargo, el trasplante de pulmón se ve limitado por la escasez de órganos de donantes disponibles. Como tal, hay una alta mortalidad en lista de espera. La perfusión pulmonar ex situ (LESP) ha aumentado las tasas de utilización de pulmón de donantes en algunos centros entre un 15% y un 20%. La ESLP se ha aplicado como método para evaluar y reacondicionar los pulmones marginales de donantes y ha demostrado resultados aceptables a corto y largo plazo después del trasplante de pulmones de donantes con criterios extendidos (ECD). Se requieren modelos de trasplante de animales grandes (in vivo) para validar los resultados de la investigación in vitro en curso. Las diferencias anatómicas y fisiológicas entre los seres humanos y los cerdos plantean importantes desafíos técnicos y anestésicos. Un modelo de trasplante fácilmente reproducible permitiría la validación in vivo de las estrategias actuales de ESLP y la evaluación preclínica de diversas intervenciones diseñadas para mejorar la función pulmonar del donante. Este protocolo describe un modelo porcino de alotrasplante ortotópico de pulmón izquierdo. Esto incluye técnicas anestésicas y quirúrgicas, una lista de verificación quirúrgica personalizada, resolución de problemas, modificaciones y los beneficios y limitaciones del enfoque.
Introduction
El trasplante de pulmón es el tratamiento preeminente a largo plazo para la enfermedad pulmonar terminal. Cada año se realizan más de 4.600 trasplantes de pulmón en todo el mundo1. Sin embargo, el trasplante pulmonar tiene actualmente limitaciones importantes. Por un lado, la necesidad de órganos sigue eclipsando a los donantes disponibles. A pesar de que las tasas de trasplante pulmonar aumentan cada año desde 2012 debido a los efectos combinados de la inclusión de más candidatos para trasplante, un aumento en el número de donantes y un mejor uso de los órganos recuperados, la mortalidad en la lista de espera de trasplante no ha disminuido significativamente2. Los problemas de calidad de los órganos representan otra limitación importante, ya que las tasas de utilización de órganos reportadas son tan bajas como el 20%-30%3,4,5. Por último, las tendencias en los resultados postoperatorios del trasplante pulmonar son menos que satisfactorias, y los resultados a largo plazo del injerto y del paciente siguen estando por detrás de los de otros trasplantes de órganos sólidos2.
Una tecnología emergente, la perfusión pulmonar ex situ (ESLP, por sus siglas en inglés), tiene el potencial de mitigar estas limitaciones. La ESLP se ha aplicado cada vez más como un método para evaluar y reacondicionar los pulmones marginales de donantes y ha demostrado resultados aceptables a corto y largo plazo después del trasplante de pulmones de donantes de criterios extendidos (ECD) 6,7,8,9,10. En consecuencia, ESLP ha aumentado las tasas de utilización en algunos centros entre un 15% y un 20%6,7,8,9,10,11.
La investigación adecuada de ESLP requiere la validación in vivo de los hallazgos in vitro; sin embargo, existe una literatura limitada sobre los modelos de trasplante pulmonar porcino para ESLP12,13,14,15. Además, la literatura disponible proporciona detalles inadecuados sobre el manejo anestésico de cerdos Yorkshire para trasplante pulmonar, que pueden ser altamente inestables hemodinámicamente12,13,14,15. El establecimiento de un modelo fácilmente reproducible permitiría la validación in vivo de las estrategias actuales de LESP y la evaluación preclínica de diversas intervenciones para reducir la lesión por isquemia-reperfusión pulmonar. El objetivo del presente estudio es describir un modelo porcino de alotrasplante ortotópico de pulmón izquierdo para su uso con LESP. El protocolo incluye descripciones de las técnicas anestésicas y quirúrgicas, una lista de verificación quirúrgica personalizada y detalles sobre la experiencia de solución de problemas y las modificaciones del protocolo. En este trabajo también se han discutido las limitaciones y beneficios del modelo de trasplante pulmonar porcino izquierdo. Este manuscrito no describe el proceso de recuperación de pulmones porcinos en cerdos Yorkshire de 35-50 kg, ni cubre el establecimiento y la terminación de la ESLP. Este protocolo aborda exclusivamente la operación de trasplante de receptores.
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Protocol
Todos los procedimientos se realizaron cumpliendo con los lineamientos del Consejo Canadiense de Cuidado de Animales y la guía para el cuidado y uso de animales de laboratorio. Los protocolos fueron aprobados por el comité institucional de cuidado animal de la Universidad de Alberta. Este protocolo se ha aplicado en cerdos Yorkshire juveniles hembras de entre 35-50 kg. Los cerdos son especímenes de grado alimenticio libres de patógenos. Se compran en el Centro de Investigación y Tecnología Porcina en Edmonton, AB, Canadá (https://srtc.ualberta.ca). Todas las personas involucradas en los procedimientos de ESLP habían recibido la capacitación adecuada en bioseguridad.
1. Preparaciones prequirúrgicas y anestesia
NOTA: Los cerdos se ayunan durante la noche antes de la cirugía durante una duración máxima de 12 h.
- Administrar inyecciones intramusculares de ketamina (20 mg/kg) y atropina (0,05 mg/kg) como premedicación para el cerdo receptor en el quirófano.
- Coloque el cerdo en decúbito supino sobre una mesa de operaciones calentada para mantener la normotermia y proceda con la inducción de la máscara.
- Valorar el caudal de oxígeno según el peso del animal y el sistema anestésico.
NOTA: El flujo de oxígeno debe ser de 20-40 mL/kg. - Administrar isoflurano al 4%-5% y reducir al 3% después de 1-2 min.
- Evalúe la profundidad de la anestesia, asegúrese de que el cerdo no tenga reflejo de abstinencia en respuesta a un estímulo nocivo. Repita cada 5 minutos.
NOTA: Si hay una respuesta de dolor, aumente el porcentaje de administración de isoflurano hasta lograr la profundidad adecuada de anestesia. Consulte el paso 10 de esta sección para obtener más detalles sobre la analgesia de mantenimiento con ketamina e hidromorfona. No se administran paralíticos. Esto permite evaluar un reflejo de abstinencia. Un pellizco en la nariz se utiliza como un estímulo nocivo. - Intubar al cerdo una vez que se confirme la profundidad correcta de la anestesia. Utilice un laringoscopio personalizado de hoja plana de 10 pulgadas y tubos endotraqueales de tamaño 9 o 10 para cerdos de 40-50 kg.
- Coloque una sonda de oxímetro de pulso en la lengua (preferiblemente) o en el oído y apunte a una saturación de oxígeno superior al 90%.
NOTA: La temperatura se controla a través de una sonda nasal. Se utiliza una almohadilla térmica para mantener la normotermia. - Para mantener la anestesia, ajuste el flujo de oxígeno (20-40 ml/kg) y la tasa de gas inhalante (1%-3%).
- Mantenga la configuración del ventilador a una frecuencia respiratoria de 12-30 respiraciones/min, TV de 6-10 mL/kg, PEEP de 5 cm H 2 O y presiónmáxima de 20 cm H2O.
NOTA: Se utiliza un ventilador de presión positiva estándar estilo UCI para crear un sistema cerrado para anestesia y ventilación. Los signos vitales se monitorean continuamente y se registran a intervalos de 15 minutos. Los ABG se extraen cada 15-60 min, dependiendo de la estabilidad del animal. Aunque los televisores se dirigen a niveles tan altos como 10 mL/kg, se logran 6-8 mL/kg. La Figura 1 proporciona una descripción esquemática de la ventilación con presión negativa (VPN) (ESLP) para el protocolo de trasplante aplicado en el laboratorio. - Afeitarse, lavar y preparar asépticamente el sitio de la incisión con povidona yodada.
NOTA: Después de la sedación con ketamina/atropina, el régimen analgésico consiste en administrar 3 mg/kg de ketamina IV cada 1 h (rango 1-3 mg/kg dependiendo de los parámetros del paciente) e hidromorfona 0,05 mg/kg IM cada 2 h a través de una vía intravenosa insertada periféricamente en una vena del oído. Cualquier duración más prolongada entre dosis da como resultado una respuesta de dolor irruptiva, como frecuencia cardíaca elevada y patrones de respiración / movimiento muscular abdominal anormales.
2. Inserción de vías venosas y arteriales centrales
- Inserte una vía central para la administración de líquidos y heparina.
NOTA: La administración total de líquidos por vía intravenosa se calcula en 1 mL/kg/h, y los bolos de líquidos se administran PRN para mantener una PAM >60 mmHg. La vía central también se utiliza para administrar esteroides, antibióticos, vasopresores e inotrópicos. Consulte la Figura 2A para ver el posicionamiento de la línea.- Prepara la piel con una solución de povidona yodada y deja que se seque por completo. Use electrocauterio para hacer una incisión de 5-8 cm en la línea media centrada sobre la tráquea y extenderse cranealmente desde la escotadura esternal.
- Dividir la piel y la grasa subcutánea mediante cauterización.
- Divida el plano de la línea media entre los músculos de la correa y luego divida las capas de tejido conectivo para identificar el haz intravascular carotídeo izquierdo o derecho lateral a la tráquea.
- Obtener el control proximal y distal de la vena yugular utilizando lazos de seda (tamaño 2-0) como bucles vasculares.
- Ate la brida que rodea el cráneo y retraiga hacia arriba la atadura proximal para controlar el flujo sanguíneo.
- Haga una pequeña incisión en la vena con unas tijeras Metzenbaum (ver Tabla de materiales) para acomodar una vía central de dos puertos de 7 Fr (~1/3 de la circunferencia del vaso).
- Al mismo tiempo, libere la tensión en el asa del vaso proximal, canule la vena y luego átela para asegurar la cánula en la vena a una profundidad de 10 cm.
- Enjuague la vía con heparina, conéctela a una vía intravenosa de solución salina normal al 0,9% y administre líquido si el cerdo está agotado intravascularmente debido a la deshidratación.
NOTA: La heparina bloquea los puertos no utilizados. - Administrar 500 mg de metilprednisona y 1 g de cefazolina IV.
- Siga las mismas técnicas para canular la arteria carótida común utilizando una vía arterial de 7 Fr para un control preciso de la presión arterial.
3. Obtención del pulmón izquierdo
- Coloque al cerdo en una posición de decúbito lateral derecho.
- Realizar una toracotomía anterolateral izquierda (Figura 2).
- Prepara la piel con una solución de povidona yodada y deja que se seque por completo. Marque la incisión de la toracotomía (20 cm) utilizando los siguientes puntos de referencia: use la palpación para identificar la punta de la escápula izquierda; Asimismo, identificar la apófisis xifoides inferior al esternón con la palpación. Conecte los dos como se muestra en la Figura 2B.
- Inyecte un total de 10 ml de bupivacaína al 0,25% en la línea incisional y en dos espacios de las costillas por encima y por debajo de la incisión.
- Use electrocauterio para diseccionar la piel, las capas subcutáneas y las capas musculares. El dorsal ancho debe dividirse. Identifique la costilla inmediatamente debajo de la incisión y cauterice en la parte superior de la costilla para exponer los músculos intercostales y evitar el haz neurovascular intercostal.
- Use un hemostático de mosquito para perforar los músculos intercostales inmediatamente por encima de la costilla, y luego palpe el interior del pecho en busca de adherencias con un dedo. Empuje el pulmón hacia afuera con una succión Yankauer o un dedo (consulte la Tabla de materiales) mientras cauteriza a lo largo del borde superior de la costilla para extender la toracotomía.
- Extienda la toracotomía anteriormente hasta 1 pulgada de distancia del esternón. Extender la toracotomía posteriormente a los músculos paraespinales.
- Inserte un retractor esternal Cooley (ver Tabla de Materiales) para abrir la toracotomía a lo ancho (10 cm) (Figura 2C). Retraer el pulmón para exponer la vena hemi-ácigota izquierda (Figura 2D).
- Diseccionar circunferencialmente la vena izquierda del hemiácigos con unas tijeras Metzenbaum y un Lauer fino. Rodea el vaso con lazos de seda, y luego lízalo y transéctalo (Figura 2E). Mantenga un lazo de seda en el muñón proximal para mayor control.
NOTA: Lauer es una pinza de ángulo recto o una pinza celíaca que se utiliza para la disección de tejidos. - Diseccionar la arteria pulmonar izquierda (PA) y las venas pulmonares izquierdas (VP). Rodee las venas con lazos de seda para controlarlas (Figura 2F).
NOTA: Los VP superiores son muy pequeños y están ligados con sutura en sus puntos de ramificación o tronco común, dependiendo de la anatomía individual. El bronquio principal izquierdo es profundo hasta la PA y la LA (aurícula izquierda), por lo que, en ocasiones, no se puede diseccionar fácilmente hasta que la arteria y las venas hayan sido pinzadas y seccionadas (Figura 2G). - Administrar 5000 unidades de heparina IV 5 min antes de pinzar la PA.
NOTA: La heparina 5000 unidades IV también se administra 5 min antes de despinzar la PA. Por cada hora después de eso, se administran 1000 unidades de heparina intravenosa. - Pinza el PA (pinza cruzada DeBakey), la vena pulmonar inferior izquierda (pinza Satinsky) y el bronquio izquierdo (pinza Spoon Potts) individualmente (ver Tabla de materiales). Disminuya los volúmenes corrientes a 5 ml/kg una vez pinzado el bronquio izquierdo.
- Seccionar la AP, la vena pulmonar inferior izquierda y el bronquio izquierdo. Deje al menos 0,5 cm de manguito de pañuelo para coser. Divida el ligamento pulmonar inferior izquierdo y extirpe el pulmón izquierdo.
NOTA: El pulmón izquierdo puede ser descartado o conservado para la histología de control.
4. Terminación de ESLP, división del pulmón izquierdo y lavado con solución electrolítica
- Sujete el tubo de ventilación a la máxima inspiración, termine la perfusión y la ventilación, y desconecte los pulmones del dispositivo ESLP.
- Pesar los pulmones para determinar la cantidad de edema que se ha formado.
NOTA: El edema es la hinchazón de los tejidos debido a la acumulación de exceso de líquido. - Tome una biopsia de tejido del lóbulo accesorio, divídalo en tres piezas iguales y coloque una pieza en cada una de las siguientes piezas: gel de temperatura óptima de corte (OCT), formol y congelación rápida en nitrógeno líquido.
NOTA: Este paso se sigue normalmente en el laboratorio del autor. A continuación, las muestras se almacenan para su posterior análisis: las muestras OCT y ultracongeladas se guardan en un congelador a -80 °C, y las muestras almacenadas en formol se colocan en un recipiente debidamente sellado y se almacenan en frigoríficos a 4 °C. Los detalles del protocolo específico de ESLP y el análisis de tejidos se publican en otra parte16. - Divida el pulmón donante izquierdo del pulmón derecho. Deje 1 cm de PA donante, 1 cm de bronquio donante y manguito de LA donante adecuado (~0,5 cm circunferencialmente) para coser al LA receptor (Figura 2H). Dejar la VP inferior izquierda y la VP superior izquierda en continuidad con la pared de la AI donante para facilitar las anastomosis posteriores.
- Pesa el pulmón izquierdo.
- Cánula de la PA izquierda del donante utilizando un ventoso de gotas conectado a una vía intravenosa y enjuague 500 ml de solución de preservación de electrolitos extracelular, baja en potasio y a base de dextratrano anterógrada a través de la vasculatura pulmonar. Asegure la cánula en el PA con un lazo de seda durante la descarga y suéltela cuando se complete la descarga.
NOTA: Los pasos mencionados se refieren al dispositivo ESLP específico utilizado para este trabajo y pueden no ser directamente aplicables a otros dispositivos.
5. Trasplante de pulmón izquierdo
- Inserte el pulmón del donante en el tórax del receptor, comenzando por el lóbulo inferior. No fuerce el pulmón en su lugar.
NOTA: Es posible que sea necesario levantar la caja torácica inferior hacia arriba para acomodar el pulmón del donante apretando el retractor esternal. Lo ideal es que el receptor sea unos kilogramos más grande que el donante para facilitar la coincidencia de tamaño. - Realizar primero la anastomosis bronquial con prolene 4-0 en aguja TF (Figura 2I).
NOTA: Una anastomosis continua de extremo a extremo funciona bien. Recorte el exceso de longitud de los dos extremos anastomóticos antes de coser para evitar torceduras causadas por el tejido redundante. - Realice la anastomosis LA en segundo lugar con prolene 6-0 en agujas BV-1 utilizando una anastomosis continua de extremo a extremo. Nuevamente, recorte el exceso de tejido para evitar que se retuerza.
NOTA: El LA es friable y se beneficia de la pequeña aguja BV-1. Es posible que se requieran mordidas horizontales en el donante para comprar el tejido adecuado y corregir el desajuste de tamaño causado por la costura de la IPV y la SPV del donante a la abertura de IPV/LA del receptor. - Incorporar los SPV del donante en la anastomosis de la VP inferior y la AI para permitir el drenaje venoso del lóbulo pulmonar superior izquierdo (Figura 2J).
NOTA: Las ramas de las venas pulmonares superiores (SPV) miden menos de 0,5 cm de diámetro. El tronco común del SPV es variable en longitud y no está presente de forma rutinaria, lo que hace que la anastomosis directa entre el SPV donante y el receptor sea una mala opción. - Complete la anastomosis PA con prolene 6-0 en agujas BV-1 utilizando una anastomosis continua de extremo a extremo. Nuevamente, recorte el exceso de tejido para evitar que se retuerza.
- Retire la pinza bronquial y aumente los televisores hasta el objetivo de 10 ml/kg.
- Confirmar la heparinización, administrar un desplazamiento de potasio (40 mg de furosemida, 10 unidades de insulina, 100 mL de solución de dextrosa al 25%), abrir parcialmente la pinza de PA, desairear y atar la sutura de PA. Suelte completamente la pinza PA después de 10 minutos.
- Mientras tanto, desairee el LA, ate las suturas y retire la pinza LA.
- Tome una gasometría de reperfusión de la vía central y una biopsia de tejido de reperfusión del lóbulo medio izquierdo.
NOTA: Para tomar una biopsia de tejido, use una corbata de seda de tamaño 0 para rodear una porción de 1 cm del ápice del lóbulo medio, átela para atrapar el tejido y luego corte la porción aislada con unas tijeras Metzenbaum. Divida la biopsia en tres partes iguales y manéjela como se describió anteriormente. - Realizar una broncoscopia pulmonar izquierda y derecha para valorar la anastomosis bronquial y aspirar secreciones. Inserte un broncoscopio en el tubo endotraqueal con una conexión adaptadora.
- Conecte el endoscopio a la succión. Avance el broncoscopio hacia el bronquio izquierdo. Inspeccionar la anastomosis bronquial (Figura 2N). Avance el endoscopio por los bronquiolos y succione cualquier líquido. Repita en el lado derecho.
NOTA: No permita que la saturación de oxígeno caiga por debajo del 90%. Si las saturaciones caen por debajo de este nivel, retire el endoscopio y permita que el cerdo tenga unos minutos de ventilación ininterrumpida para recuperarse.
- Conecte el endoscopio a la succión. Avance el broncoscopio hacia el bronquio izquierdo. Inspeccionar la anastomosis bronquial (Figura 2N). Avance el endoscopio por los bronquiolos y succione cualquier líquido. Repita en el lado derecho.
- Insertar un tubo torácico maleable de 20 Fr (Figura 2L), cerrar la toracotomía en tres capas (Figura 2M) y proponer al cerdo tan pronto como la gasometría arterial (ABG) esté estable (Figura 2O).
- Vigilar al cerdo durante más de 4 h en decúbito prono. Realice un análisis de ABG cada 30 min. Administrar 1000 unidades de heparina cada hora después de la reperfusión.
- Tomar una muestra de sangre de 10 ml cada hora para centrifugarla y analizarla con un ensayo de inmunoabsorción enzimática (ELISA) de marcadores inflamatorios16.
NOTA: Los parámetros de centrifugación se detallan más adelante.
- Tomar una muestra de sangre de 10 ml cada hora para centrifugarla y analizarla con un ensayo de inmunoabsorción enzimática (ELISA) de marcadores inflamatorios16.
6. Evaluación del pulmón izquierdo aislado
- Coloque el cerdo en decúbito supino y vuelva a preparar el esternón con una solución de preparación de povidona yodada. Realizar una esternotomía en la línea media para la valoración final del pulmón izquierdo aislado (Figura 2P).
- Abra la pleura izquierda con unas tijeras de Metzenbaum y tome una biopsia de tejido del lóbulo inferior izquierdo como se describió anteriormente (NOTA al paso 5.9).
- Abra el lóbulo accesorio de la pleura y diseccione la vena común con unas tijeras Metzenbaum.
NOTA: Esto se sujetará más adelante. - Tomar una muestra de sangre de la anastomosis de la AI con una aguja de 21 G. Dirija la aguja hacia las venas pulmonares izquierdas y lejos de la aurícula izquierda común o del tronco del lóbulo accesorio.
- Abra la pleura derecha para crear espacio para las pinzas hiliares derechas (consulte la tabla de materiales). Diseccionar el ligamento pulmonar inferior derecho hasta el hilio. Asegúrese de que se pueda colocar una pinza alrededor del hilio superior, inferior y anteriormente.
NOTA: Esto asegura que el hilio esté ocluido y que toda la oxigenación dependa del pulmón izquierdo. El pulmón derecho no ventilará en este momento, lo que debería ser evidente por la falta de inflado/desinflado con las respiraciones del ventilador. El lóbulo inferior derecho se puede levantar fuera del pecho para lograr esto. - Pinza la vena del lóbulo accesorio con una pinza cruzada aórtica DeBakey (ver Tabla de materiales) para ocluir cualquier drenaje del lóbulo accesorio en la AI (Figura 2Q).
- Pinzar el hilio derecho y tomar las siguientes muestras de sangre seriadas de la anastomosis PV izquierda con una aguja de 21 G dirigida hacia el pulmón izquierdo: 0 min, 1 min, 2 min, 5 min y 10 min después del pinzamiento.
NOTA: Se toman cinco muestras para monitorear cualquier tendencia en la presión parcial de oxígeno (PaO2) (Figura 2R). La PaO2 debe permanecer relativamente estable para representar la función pulmonar izquierda adecuada. Cinco muestras también proporcionan la seguridad de una evaluación de calidad si hay un problema con la coagulación de cualquier muestra o surge un problema con el análisis de ABG. - Transecto de las anastomosis y extirpar el pulmón izquierdo. Transecto de la VCI para acelerar la eutanasia bajo anestesia a través de la exanguinación.
NOTA: El tiempo total de anestesia para el cerdo receptor es de 8 h. - Pesar el pulmón del donante para evaluar la formación de edema e inspeccionarlo para ver su apariencia general. Inspeccionar la AP, los bronquios y el manguito de AI en busca de signos de coágulos u otra patología dentro del pulmón donante y el mediastino receptor.
- Realice los análisis finales de gases, centrifugue las muestras de perfusión y almacene las biopsias de tejido como se describió anteriormente (NOTA al paso 4.3).
NOTA: Los ajustes de centrifugación son: 112 x g, 9 aceleración, 9 desaceleración, 4 °C y 15 min de duración.
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Representative Results
Todos los resultados se encuentran en el contexto de 4 h de reperfusión después de 12 h de VPN-ESLP16. Durante el explante pulmonar, hay varios resultados clínicos que se pueden anticipar (Figura 3). Normalmente, el cerdo permanecerá hemodinámicamente estable después de una explantación exitosa del pulmón izquierdo, pero puede requerir una infusión de fenilefrina en dosis bajas (rango de dosis: 2-10 mg/h) debido a una respuesta vasodilatadora a la cirugía. La frecuencia cardíaca debe apuntar aproximadamente a 100-120 lpm, la frecuencia respiratoria (RR) de 8-30 para SpO 2 > 90%, la presión arterial media (PAM) > 60 mmHg, la normotermia (38 °C) y los volúmenes corrientes (TV) se dirigen a 5 ml/kg mientras se ventila con un solo pulmón con presiones máximas de 20-24 cm H2 O. Durante la ventilación de un solo pulmón, los volúmenes de ventilación se redujeron a la mitad para proteger el pulmón izquierdo de la sobreinsuflación. La frecuencia respiratoria se incrementó para alcanzar un nivel fisiológico de dióxido de carbono al final de la espiración (Figura 3). Así, en la Figura 3 se muestran los parámetros hemodinámicos y ventilatorios típicos durante los puntos críticos del trasplante.
Durante el implante pulmonar, los siguientes resultados son típicos. El pulmón izquierdo habrá absorbido líquido durante la ejecución de la ESLP y parece más pesado y más grande que el pulmón explantado. Por esta razón, el receptor debe ser un poco más grande que el donante (2-4 kg), para que el tórax pueda acomodar el pulmón algo edematoso. El pulmón requerirá una presión suave para insertarse en el tórax a través de la toracotomía. Es más fácil insertar primero el lóbulo inferior y luego el lóbulo superior. El bronquio es una anastomosis directa de extremo a extremo y debe realizarse primero. Se recomienda 4-0 prolene en una aguja TF. Los puños LA son muy friables pero no demasiado difíciles de coser debido a la redundancia y flexibilidad del tejido. El prolene 6-0 en las agujas BV-1 funciona bien para las anastomosis LA. La AP es la última anastomosis realizada. Este vaso puede romperse fácilmente con poca tracción. Si se desgarra, es posible abrir el pericardio y mover la pinza proximalmente hacia el tejido sano para coser. Una vez más, un prolene de 6-0 en agujas BV-1 funciona bien para esta anastomosis.
En el momento de la reperfusión, se observaron las siguientes tendencias. Una vez que se suelta el bronquio y se vuelven a aumentar los televisores a 10 ml/kg, el pulmón izquierdo comenzará a inflarse. Aunque el objetivo era de 10 mL/kg para los volúmenes corrientes, en general se alcanzaron los 6-8 mL/kg, que se alcanzan gradualmente durante las primeras 2-3 h de reperfusión, dependiendo del protocolo de LESP utilizado y de la calidad del pulmón implantado. En raras ocasiones, puede haber una pequeña fuga de aire, y esto se puede remediar con una simple sutura en la pared anterior. La pared posterior es más difícil de reparar y requerirá empaquetamiento. Se debe hacer un gran esfuerzo para evitar fugas de aire por la anastomosis bronquial. Tras la broncoscopia, el pulmón derecho parece normal y el pulmón izquierdo suele estar edematoso. Se inspecciona la línea de sutura y se succionan aproximadamente 50-100 ml de líquido transparente de las vías respiratorias. El televisor caerá significativamente durante la succión de 300 s a 20 s, por lo que esta acción debe realizarse rápidamente para permitir que el cerdo se recupere. Si la saturación arterial cae por debajo del 90%, se debe terminar la broncoscopia y se permite que el cerdo se recupere durante 1-2 minutos de ventilación. La primera gasometría arterial (ABG, por sus siglas en inglés) suele ser normal porque el pulmón derecho está funcionando bien mientras el pulmón izquierdo se recupera.
La administración proactiva de furosemida, dextrosa e insulina en el momento de la reperfusión sirve para mitigar un aumento dramático de potasio a través del desplazamiento intracelular. El potasio aumentará previsiblemente durante 60-120 min de reperfusión (Tabla 1). En la Tabla 1 se muestra una muestra de GA sobre trasplante con reperfusión de 4 h después de 12 h de VSP con ventilación normotérmica con presión negativa (VPN). Se requieren aproximadamente de dos a cuatro turnos durante 4 h de reperfusión para mantener el potasio < 5 mmol/L. Si la tendencia es ascendente y aparece como un cambio rápido entre dos gases extraídos a intervalos de 30 minutos, el objetivo es K+< 4,5 mmol/L. Los cambios incluyen 40 mg de furosemida, 100 ml de dextrosa al 25% (D25) y 10 unidades de insulina regular administradas como empuje intravenoso a través de la vía central. Ocasionalmente, el cerdo requerirá una infusión de dobutamina en dosis bajas (1,5-5 mcg/kg/min) junto con fenilefrina (2-10 mg/h) después de 30-60 min de reperfusión para tratar una respuesta vasopléjica en desarrollo. Es preferible utilizar fenilefrina en esta situación exclusivamente. Sin embargo, la dobutamina puede ser un inotrópico suplementario útil para mantener una presión arterial media superior a 60 mmHg, especialmente si la frecuencia cardíaca es bradicárdica.
Tras el cierre de la toracotomía y la puesta boca abajo del cerdo, se demuestra una mejoría en la ventilación y la hemodinámica. La modificación puede ser drástica y ocurrir en 5-10 min, pero ocasionalmente la respuesta tarda 1 h. Los volúmenes corrientes aumentan a medida que se quita la presión/peso del pulmón derecho, y el pulmón izquierdo continúa ventilando con una mejor distensibilidad y reclutamiento. Se puede repetir la broncoscopia para despejar las vías respiratorias después de un cambio de posición. Durante las siguientes 4 h, los requerimientos de fenilefrina disminuyen, los TV se acercan al objetivo de 10 mL/kg y los GA se estabilizan (Tabla 1). Para reiterar, si se apuntan a televisores de 10 mL/kg, normalmente se logran televisores en el rango de 6-8 mL/kg (Figura 3).
En el momento de la evaluación final del pulmón izquierdo aislado, se ha observado un patrón de comportamiento estable. El cerdo es menos tolerante hemodinámicamente en decúbito supino para la esternotomía y puede requerir soporte vasopresor adicional. La inspección del pulmón izquierdo revela grados variables de hiperemia leve por lesión por reperfusión isquémica (IRI). El pulmón derecho parece normal. Al pinzar el hilio derecho, el cerdo se vuelve taquicárdico sinusal (120-140 lpm) y el 100% del gasto cardíaco se desvía al pulmón izquierdo. Los volúmenes corrientes objetivo no disminuyen en este momento, ya que todo el proceso dura 10 minutos. El cerdo permanece estable hasta la marca de los 5 minutos, pero el corazón puede desarrollar fibrilación ventricular entre 5 y 10 minutos y es posible que se requiera un masaje cardíaco manual para continuar perfundiendo el pulmón izquierdo. Se explanta el pulmón izquierdo, se pesa y se inspecciona la permeabilidad de las anastomosis. El cerdo caduca rápidamente en el momento de la exanguinación, que coincide con la explantación del pulmón previamente trasplantado.
Un trasplante exitoso tiene resultados predecibles después del experimento (Tabla 1 y Figura 4). La Figura 4 muestra los cambios típicos en la relación P:F y la formación de edema durante el protocolo de trasplante. Por lo general, el pulmón izquierdo experimentará un aumento de peso aproximado del 35% (+/-15%); sin embargo, la sangre residual en la circulación contribuye a este peso. Las relaciones de PF disminuyen en aproximadamente 100 en la reperfusión, ya que el pulmón izquierdo no es inmediatamente efectivo en la oxigenación, pero esta discrepancia mejora en 2-3 h. Tras la evaluación del pulmón izquierdo aislado a las 4 h, la relación PF se mantendrá estable o disminuirá ligeramente. En general, el gas aislado del pulmón izquierdo a los 10 min será similar al análisis de gas final después de 12 h de ESLP (Tabla 1). Sin embargo, esto depende totalmente del protocolo ESLP empleado y del alcance de la IRI incurrida. Un trasplante fallido puede ser causado por la coagulación del LPA, lo que resulta en un pulmón infartado que no se oxigena. Asimismo, la duración de la cirugía de trasplante puede afectar a la calidad de la función pulmonar reperfundida. Una cirugía de implantación debe durar entre 30 y 60 minutos. Las operaciones más prolongadas exponen al pulmón del donante a un tiempo isquémico cálido dañino que exacerba la lesión por reperfusión isquémica y puede confundir los resultados del protocolo experimental de ESLP. El protocolo ESLP específico de un experimento dado puede producir un pulmón no funcional que no se oxigena después del trasplante a pesar de las anastomosis patentes. Estos gases aislados del pulmón izquierdo serán de color muy oscuro (desoxigenados) con una baja presión parcial de oxígeno (PaO2).
Figura 1: Esquema del protocolo de trasplante de pulmón izquierdo porcino. Representación esquemática de 12 h de NPV-ESLP seguida de trasplante de pulmón izquierdo en un cerdo Yorkshire. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Fotos del protocolo de cirugía de trasplante de pulmón izquierdo porcino . (A) Colocación de yugular interna y línea carotídea común. (B) Incisión de toracotomía. (C) Toracotomía. (D) Vena hemi-ácigota izquierda. (E) Vena hemi-ácigota izquierda ligada. (F) Aislamiento de venas pulmonares. (G) Pinzamiento del manguito auricular izquierdo, bronquio izquierdo y arteria pulmonar izquierda. (H) Pulmón donante izquierdo con vena pulmonar, bronquios y manguitos de PA. (I) Anastomosis de la arteria pulmonar. (J) Pulmón izquierdo trasplantado y sin pinzamiento. (K) Pulmón reposicionado. (L) Tubo torácico colocado. (M) Cierre de toracotomía. (N) Anastomosis bronquial. (O) Cerdo en decúbito prono. (P) esternotomía. (Q) Lóbulo accesorio pinzado (pulmón derecho pinzado, pero no mostrado). (R) Se extrajeron muestras de sangre de la vena pulmonar izquierda de la anastomosis de la vena pulmonar (sangrado del sitio de punción anterior). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Parámetros de monitorización y ventilación para la cirugía de trasplante de pulmón izquierdo porcino. (A) Parámetros típicos del receptor antes del trasplante. (B) Parámetros típicos en el explante del pulmón izquierdo del receptor. (C) Parámetros típicos 4 h después del trasplante de donante pulmonar izquierdo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Relación P:F y ganancia de peso antes y después del trasplante. (A) Proporciones PaO 2:FiO2 a lo largo del trasplante. (B) Aumento de peso del pulmón izquierdo durante el trasplante después de 12 h de VPN-ESLP. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Gasometría arterial (100%FiO2) | In vivo Destinatario | Reperfusión T0 | Reperfusión T1 | Reperfusión T2 | Reperfusión T3 | Reperfusión T4 | Prepinzamiento aislado del pulmón izquierdo | Post-pinzamiento aislado del pulmón izquierdo (0 min) | Post-pinzamiento aislado del pulmón izquierdo (1 min) | Postpinzamiento aislado del pulmón izquierdo (5 min) | Post-pinzamiento aislado del pulmón izquierdo (10 min) |
| Valores de gases en sangre | |||||||||||
| pH | 7.402 | 7.327 | 7.284 | 7.402 | 7.421 | 7.479 | 7.504 | 7.399 | 7.371 | 7.423 | 7.435 |
| pCO2 (mmHg) | 47.7 | 57.3 | 56.4 | 36.9 | 35.3 | 35.6 | 34.2 | 45.6 | 48.1 | 40.6 | 36.6 |
| pO2 (mmHg) | 299 | 184 | 165 | 355 | 358 | 300 | 327 | 287 | 207 | 335 | 249 |
| Valores de oximetría | |||||||||||
| Hb (g/dL) | 11.2 | 12.5 | 11.3 | 11.6 | 10.3 | - | 17.1 | 11.7 | 13.5 | 16.3 | 13.8 |
| sO2 (%) | 100.1 | 99.2 | 99 | 99.8 | 99.8 | - | 99.9 | 100.2 | 99.7 | 99.8 | 99.9 |
| Valores de electrolitos | |||||||||||
| K+ (mmol/L) | 4.5 | 6.2 | 4.4 | 4 | 4.1 | 4.6 | 5.2 | 5.4 | 5.3 | 6.9 | 7.4 |
| Na+ (mmol/L) | 141 | 143 | 140 | 245 | 145 | 144 | 140 | 141 | 139 | 137 | 136 |
| Ca2+ (mmol/L) | 0.99 | 0.88 | 0.81 | 0.74 | 0.66 | 0.61 | 0.36 | 0.98 | 0.42 | 0.36 | 0.38 |
| Cl- (mmol/L) | 97 | 97 | 95 | 101 | 100 | 96 | 91 | 102 | 94 | 91 | 94 |
| Osm (mmol/kg) | 287 | 287.9 | 293.7 | 292.4 | 297.5 | 293.5 | 284.7 | 287.1 | 282.9 | 278.2 | 277.1 |
| Valores de metabolitos | |||||||||||
| Glucosa (mmol/L) | 4,2 | 2.7 | 13.4 | 2.8 | 8.3 | 5 | 5.1 | 4.9 | 4.5 | 4.6 | 4.2 |
| Lactato (mmol/L) | 1.2 | 1.3 | 3.8 | 2.5 | 1.3 | 1.2 | 1.4 | 1.8 | 1.4 | 1.9 | 2.7 |
| Estado de la base ácida | |||||||||||
| HCO-3 (mmol/L) | 29 | 29.1 | 25.9 | 22.4 | 22.5 | 26.1 | 26.7 | 27.6 | 27.1 | 26.1 | 24.1 |
Tabla 1: Gasometría realizada tras trasplante pulmonar izquierdo tras 12 h de LESP. Ca+, ion calcio; Cl-, ion cloruro; Hb: hemoglobina; HCO3-, ion bicarbonato; K+, ion potasio; Na+, ion sodio; Osm, osmolaridad; paCO2: presión arterial parcial de dióxido de carbono; PaO2: presión arterial parcial de oxígeno; sO2, saturación de oxígeno; prepinzamiento aislado del pulmón izquierdo, hilio derecho abierto; Pulmón izquierdo aislado después del pinzamiento, 1 min después del pinzamiento del hilio derecho.
Ficha complementaria 1: Lista de verificación de seguridad quirúrgica para el trasplante de pulmón izquierdo. Haga clic aquí para descargar este archivo.
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Discussion
Este protocolo implica varios pasos quirúrgicos críticos, y es necesario solucionar los problemas para garantizar el éxito del trasplante y la evaluación pulmonar. Los pulmones porcinos juveniles son increíblemente delicados en comparación con los pulmones humanos adultos, por lo que el cirujano operante debe tener cuidado al manipular los pulmones porcinos. Esto es especialmente cierto después de una ejecución de 12 horas de ESLP, ya que el órgano habrá adquirido volumen de líquido y será susceptible a lesiones por manipulación excesiva. Cualquier presión indebida causará atelectasia o traumatismo en el pulmón experimental que afectará los resultados de la evaluación. Asimismo, las estructuras vasculares son muy delicadas en el cerdo juvenil. Es fundamental evitar la torsión de la pinza PA, ya que esto puede causar un desgarro o disección de las capas de tejido. Un desgarro en la AP requerirá abrir el pericardio para acceder a una porción más proximal de la AP izquierda que puede ser anastomosada al pulmón implantado. Una pinza vascular DeBakey tiene un perfil bajo que se adapta bien al campo quirúrgico, pero este instrumento puede causar lesiones en el delicado PA si el cirujano no tiene cuidado. Es útil asegurar la abrazadera en su posición con una brida de seda que se ajusta a las cortinas para evitar que se desprenda o se tuerza. La broncoscopia del pulmón trasplantado después de la liberación de la anastomosis bronquial también es crítica. A menudo hay líquido dentro de las vías respiratorias pulmonares del donante después de 12 h de ESLP y trasplante. La succión de este líquido es vital para asegurar una recuperación óptima de la función pulmonar izquierda y, por lo tanto, la evaluación después de 4 h de reperfusión. Después de la broncoscopia y de que la primera GA haya arrojado niveles satisfactorios de potasio, es fundamental insertar un tubo torácico, cerrar la incisión y tumbar al cerdo. La hemodinámica y la ventilación del cerdo son considerablemente más estables en decúbito prono, con la caja torácica reaproximada. Los niveles elevados de potasio > 5,5 mmol/L en esta etapa corren el riesgo de sufrir un paro bradicárdico y requerirán una reapertura de emergencia y un masaje cardíaco manual para apoyar la perfusión, lo que es mejor evitar. Debido al riesgo significativo de hiperpotasemia y paro bradicárdico en la reperfusión, es fundamental realizar GA seriadas que comiencen en la reperfusión y se repitan cada 30 min hasta la exanguinación de 4 h. Los ABG dan lecturas esenciales de oxigenación, presión parcial de dióxido de carbono (PCO2), potasio y glucosa. Monitorear de cerca estos cuatro componentes y tratarlos adecuadamente es vital para un experimento exitoso. Una lectura continua de telemetría también es fundamental para monitorear las ondas T máximas asociadas con la hiperpotasemia y la anticipación de bradicardia. En las etapas finales del experimento, es crucial pinzar el hilio pulmonar derecho y el lóbulo accesorio antes de extraer las muestras de sangre finales de la anastomosis AI. El hilio derecho suministra sangre al lóbulo pulmonar accesorio, y el lóbulo accesorio drena adyacente a la vena pulmonar inferior izquierda, a menudo a través de un tronco común. El hilio derecho y el lóbulo accesorio deben sujetarse por separado para garantizar que ninguna función pulmonar derecha contribuya a los gases de la muestra de AI a través de la mezcla de sangre. Se sugiere extraer la muestra de ABG del pulmón izquierdo de la anastomosis VP o un poco más allá.
Se han realizado varias modificaciones en este protocolo junto con una importante resolución de problemas de los métodos descritos. Inicialmente, se intentó realizar el implante mediante esternotomía media; sin embargo, la exposición fue subóptima debido a la orientación de la AF del cerdo, los bronquios y la LA. El abordaje se realizó con éxito, pero se intentó una toracotomía en cirugías posteriores para mejorar la exposición. Esto demostró ser un enfoque quirúrgico superior desde el punto de vista visual y técnico. Otra modificación esencial fue el desarrollo e implementación de una lista de verificación de seguridad quirúrgica/protocolo (Archivo Complementario 1). Hubo una curva de aprendizaje significativa para todos los miembros del equipo involucrados, y estos experimentos consumen muchos recursos. Se elaboró una lista de verificación para guiar el desarrollo del protocolo de comunicación y documentación (Archivo Suplementario 1). La lista de verificación permitió sistematizar y simplificar el protocolo para un aprendizaje más rápido. También se modificó el protocolo de heparinización. Dos de los diez primeros trasplantes realizados sufrieron isquemia pulmonar izquierda debido a la formación de coágulos en la AP izquierda. Inicialmente, se administraron 5000 unidades de heparina IV 5 min antes del pinzamiento de la AP y 5000 unidades adicionales se administraron 5 min antes de la despinzamiento de la AP. La frecuencia de dosificación se incrementó para incluir 5000 unidades cada hora después de la liberación de la PA y no ha habido ningún problema con el sangrado o la coagulación de la PA desde que se adoptó este enfoque. Se desarrolló una estrategia que utiliza menos heparina para controlar los gastos, con una dosis de 5000 unidades de heparina IV 5 min antes del pinzamiento de la AP y 5 min antes de la despinzamiento parcial de la AF. A esto le siguen 1000 bolos de heparina intravenosa cada hora durante el resto del caso. No hubo acceso al análisis de ACT, que sería el medio más preciso para acceder a la adecuación de la heparinización.
La liberación de la AP también se modificó de una liberación repentina a un abordaje que reintroduce gradualmente el flujo completo al pulmón trasplantado durante 10 minutos. El manguito inferior izquierdo de PV y LA permanece sujeto al soltar el PA para permitir la desaireación anterógrada. El flujo completo de PA produjo una presión significativa en las delicadas líneas de sutura de la AI y una presión considerable dentro de la vasculatura pulmonar, que parecía dañina. La liberación prolongada de PA permite la desaireación anterógrada del AI con un aumento gradual del flujo en lugar de una liberación repentina y un aumento repentino del flujo. El despinzamiento prolongado protege las líneas de sutura y el endotelio pulmonar del aumento repentino de la presión. Incluso con ESLP, una lesión isquémica en el pulmón trasplantado y la muerte celular contribuyen a una liberación significativa de potasio en la circulación del cerdo después de la reperfusión isquémica. Para el manejo proactivo de la hiperpotasemia, se modificó el protocolo para cambiar preventivamente el potasio en el momento de la reperfusión mediante la administración de furosemida 40 mg IV, 100 ml de dextrosa al 25% (D25) y 10 unidades de insulina regular. Esto mantiene el potasio objetivo en los ABG dentro de la primera hora de la reperfusión, y el cerdo puede ser pronado de manera segura antes en el experimento, lo que ayuda con la función del injerto. Desde el punto de vista hemodinámico, se modifica el protocolo para utilizar fenilefrina como soporte vasopresor predominante. Se encontró que la vasopresina era menos efectiva. Ocasionalmente se administró una dosis baja de dobutamina para aumentar el gasto cardíaco, junto con una infusión de fenilefrina para mantener la presión arterial. Aún así, la dobutamina se usa con moderación debido a sus propiedades arritmogénicas. Finalmente, se modificó la valoración del pulmón izquierdo aislado. Después de pinzar el hilio pulmonar derecho, los gases de AI se extrajeron inicialmente del cuerpo del AI después de levantar la cefalad cardíaca; sin embargo, la mezcla de gases desde el drenaje del lóbulo accesorio hacia el LA produjo lecturas de PaO2 falsamente altas. Ahora, las muestras se extraen distales a la línea de anastomosis de la AI después de pinzar el pulmón derecho y el lóbulo accesorio individualmente. Estas muestras se toman a los 0, 1, 2, 5 y 10 minutos después de pinzar el hilio derecho y son una representación más precisa de la función pulmonar izquierda aislada. Es posible que se requiera un masaje cardíaco manual entre los 5 y los 10 minutos. La mejora más reciente del protocolo se refiere a las anastomosis de la vena pulmonar superior (SPV). Inicialmente, los SPV receptores estaban sobrecoidos debido a su pequeño calibre y propensión a coagularse. Aun así, el lóbulo superior del donante sufría ocasionalmente congestión, ya que el drenaje colateral era variable e inadecuado entre los cerdos. Para remediar esto, el SPV y el IPV del donante se incorporaron a la anastomosis IPV/LA del receptor, eliminando cualquier problema con el drenaje venoso y la congestión pulmonar. Este protocolo seguirá beneficiándose de nuevas modificaciones a medida que aumente la experiencia.
Este método de trasplante de pulmón izquierdo tiene varias limitaciones. El modelo solo se ha evaluado con un periodo de 4 h, que solo considera la función pulmonar trasplantada en el postoperatorio agudo tras 12 h de LESP. Este protocolo fue diseñado pensando en la recuperación del animal; sin embargo, aún no se ha probado en esa capacidad. La operación técnica requiere una habilidad quirúrgica considerable y requiere un cirujano capacitado o un aprendiz quirúrgico altamente independiente para realizarla. Hay muchas oportunidades para que ocurran errores fatales que comprometerían todo el experimento, y se necesita una técnica quirúrgica adecuada para evitar o corregir tales peligros. La única evaluación verdadera del pulmón trasplantado se produce al final de la reperfusión. El pulmón derecho nativo es capaz de satisfacer las necesidades de oxígeno del cerdo y producir ABG satisfactorias. Cuando el pulmón derecho está completamente pinzado en el hilio, se le impide recibir oxígeno fresco, suministro de sangre fresca desoxigenada y drenaje de sangre oxigenada. Este es un momento crucial para determinar la función pulmonar izquierda trasplantada, ya que el 100% del gasto cardíaco se redirige hacia el pulmón trasplantado, que se convierte en el único responsable de la oxigenación sistémica.
Existen múltiples beneficios de este método con respecto a los métodos existentes/alternativos. Después de la revisión de la literatura12,13,14,15, este método es el más detallado y reproducible después de una curva de aprendizaje inicial de 1 o 2 cerdos en manos de un aprendiz de cirugía cardíaca junior o cirujano totalmente calificado. La operación es sencilla; Sin embargo, la hemodinámica del cerdo (incluida su susceptibilidad a arritmias letales) crea una oportunidad de aprendizaje para aquellos acostumbrados a operar en humanos adultos, que son más robustos desde una perspectiva cardiopulmonar. Los métodos para la evaluación funcional aislada del pulmón izquierdo, aunque breves, son fáciles de realizar y altamente reproducibles. En particular, esta metodología proporciona más detalles sobre el manejo anestésico de los que actualmente están disponibles en la literatura.
El trasplante in vivo es esencial para la investigación de la ESLP y el trasplante pulmonar. La ESLP es el desarrollo más importante en el trasplante pulmonar desde la introducción de la medicación antirrechazo, y algunos centros ya se están beneficiando del aumento de las tasas de utilización de órganos que ofrece esta tecnología 6,7,8,9,10,11,12. Se necesitan más avances en este campo de investigación para disminuir la mortalidad en listas de espera y ampliar la accesibilidad de las plataformas de ESLP. El análisis in vitro con ESLP se beneficia de la evaluación in vivo y la confirmación de un modelo animal grande. Los modelos animales grandes que confirman los hallazgos in vitro a menudo son necesarios para la aprobación de ensayos de investigación clínica para laboratorios en desarrollo. Este método proporciona un método de trasplante confiable y relativamente sencillo para los laboratorios que realizan investigaciones de ESLP.
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Disclosures
DHF posee patentes sobre tecnología y métodos de perfusión de órganos ex situ . DHF y JN son fundadores y accionistas mayoritarios de Tevosol, Inc.
Acknowledgments
Esta investigación está financiada en nombre de la Fundación Hospital Universitario.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| ABL 800 FLEX Blood Gas Analyzer | Radiometer | 989-963 | |
| Adult-Pediatric Electrostatic Filter HME - Small | Covidien | 352/5877 | |
| Allison Lung Retractor | Pilling | 341679 | |
| Arterial Filter | SORIN GROUP | 01706/03 | |
| Backhaus Towel Clamp | Pilling | 454300 | |
| Bovine Serum Albumin | MP biomedicals | 218057791 | |
| Biomedicus Pump | Maquet | BPX-80 | |
| Bronchoscope | |||
| Cable Ties – White 12” | HUASU International | HS4830001 | |
| Calcium Chloride | Fisher Scientific | C69-500G | |
| Cooley Sternal Retractor | Pilling | 341162 | |
| CUSHING Gutschdressing Forceps | Pilling | 466200 | |
| Debakey-Metzenbaum Dissecting | Pilling | 342202 | |
| Scissors | Pilling | 342202 | |
| DeBakey Peripheral Vascular Clamp | Pilling | 353535 | |
| Debakey Straight Vascular Tissue Forceps | Pilling | 351808 | |
| D-glucose | Sigma-Aldrich | G5767-500G | |
| Drop sucker | |||
| Endotracheal Tube 9.0mm CUFD | Mallinckrodt | 9590E | |
| Flow Transducer | BIO-PROBE | TX 40 | |
| Infusion Pump | Baxter | AS50 | |
| Inspire 7 M Hollow Fiber Membrane Oxygenator | SORIN GROUP | K190690 | |
| Intercept Tubing Connector 3/8" x 1/2" | Medtronic | 6013 | |
| Intercept Tubing 1/4" x 1/16" x 8' | Medtronic | 3108 | |
| Intercept Tubing 3/8" x 3/32" x 6' | Medtronic | 3506 | |
| Laryngoscope | N/A | N/A | Custom-made with 10-inch blade |
| Metzenbaum Dissecting Scissors | Pilling | 460420 | |
| Medical Carbon Dioxide Tank | Praxair | 5823115 | |
| Medical Oxygen Tank | Praxair | 2014408 | |
| Medical Nitrogen Tank | Praxair | NI M-K | |
| Mosquito Clamp | Pilling | 181816 | |
| Harken Auricle Clamp | |||
| Organ Chamber | Tevosol | ||
| PlasmaLyte A | Baxter | TB2544 | |
| Poole Suction Tube | Pilling | 162212 | |
| Potassium Phosphate | Fischer Scientific | P285-500G | |
| PERFADEX Plus | XVIVO | 19811 | |
| Satinsky Clamp | Pilling | 354002 | |
| Scale | TANITA | KD4063611 | |
| Silicon Support Membrane | Tevosol | ||
| Sodium Bicarbonate | Sigma-Aldrich | 792519-1KG | |
| Sodium Chloride 0.9% | Baxter | JB1324 | |
| Sorin XTRA Cell Saver | SORIN GROUP | 75221 | |
| Sternal Saw | Stryker | 6207 | |
| Surgical Electrocautery Device | Kls Martin | ME411 | |
| TruWave Pressure Transducer | Edwards | VSYPX272 | |
| Two-Lumen Central Venous Catheter 7fr X2 | Arrowg+ard | CS-12702-E | |
| Vorse Tubing Clamp | Pilling | 351377 | |
| Willauer-Deaver Retractor | Pilling | 341720 | |
| Yankauer Suction Tube | Pilling | 162300 | |
| 0 ETHIBOND Green 1X36" Endo Loop 0 | ETHICON | D8573 | |
| 0 PDS II CP-1 2x27” | ETHICON | Z467H | |
| 1 VICRYL MO-4 1x18” | ETHICON | J702D | |
| 2-0 SILK Black 12" x 18" Strands | ETHICON | SA77G | |
| 4-0 PROLENE Blue TF 1x24” | ETHICON | 8204H | |
| 6-0 PROLENE Blue BV 2x30” | ETHICON | M8776 | |
| 21-Gauge Needle |
References
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