Summary

Ex Vivo | Optogenetische ondervraging van synaptische transmissie en plasticiteit op lange afstand van mediale prefrontale cortex naar laterale entorhinale cortex

Published: February 25, 2022
doi:

Summary

Hier presenteren we een protocol dat virale transductie van discrete hersengebieden beschrijft met optogenetische constructies om synapsspecifieke elektrofysiologische karakterisering in acute hersenplakken van knaagdieren mogelijk te maken.

Abstract

Het bestuderen van de fysiologische eigenschappen van specifieke synapsen in de hersenen, en hoe ze plastische veranderingen ondergaan, is een belangrijke uitdaging in de moderne neurowetenschappen. Traditionele in vitro elektrofysiologische technieken gebruiken elektrische stimulatie om synaptische transmissie op te roepen. Een groot nadeel van deze methode is het niet-specifieke karakter; alle axonen in het gebied van de stimulerende elektrode worden geactiveerd, waardoor het moeilijk is om een effect toe te schrijven aan een bepaalde afferente verbinding. Dit probleem kan worden ondervangen door elektrische stimulatie te vervangen door optogenetische stimulatie. We beschrijven een methode om optogenetica te combineren met in vitro patch-clamp opnames. Dit is een krachtig hulpmiddel voor de studie van zowel basale synaptische transmissie als synaptische plasticiteit van precieze anatomisch gedefinieerde synaptische verbindingen en is van toepassing op bijna elke route in de hersenen. Hier beschrijven we de voorbereiding en behandeling van een virale vector die codeert voor channelrhodopsine-eiwit voor chirurgische injectie in een pre-synaptisch gebied van belang (mediale prefrontale cortex) in de hersenen van knaagdieren en het maken van acute plakjes stroomafwaartse doelgebieden (laterale entorhinale cortex). Een gedetailleerde procedure voor het combineren van patch-clamp opnames met synaptische activering door lichtstimulatie om synaptische plasticiteit op korte en lange termijn te bestuderen, wordt ook gepresenteerd. We bespreken voorbeelden van experimenten die pathway- en celspecificiteit bereiken door optogenetica en Cre-afhankelijke celetikettering te combineren. Ten slotte wordt histologische bevestiging van het pre-synaptische gebied van belang beschreven samen met biocytine-etikettering van de post-synaptische cel, om verdere identificatie van de precieze locatie en het celtype mogelijk te maken.

Introduction

Het begrijpen van de fysiologie van synapsen en hoe ze plastische veranderingen ondergaan, is van fundamenteel belang om te begrijpen hoe hersennetwerken functioneren in de gezonde hersenen1 en hoe ze niet goed functioneren bij hersenaandoeningen. Het gebruik van acute ex vivo hersensegmenten maakt het mogelijk om de elektrische activiteit van synapsen van afzonderlijke neuronen met een hoge signaal-ruisverhouding te registreren met behulp van patchklemopnamen voor hele cellen. Controle van membraanpotentiaal en eenvoudige farmacologische manipulatie maakt isolatie van receptorsubtypen mogelijk. Deze opnames kunnen met voortreffelijke specificiteit worden gemaakt om het post-synaptische neuron te identificeren, inclusief laminaire en subregionale positie2, cellulaire morfologie3, aanwezigheid van moleculaire markers4, de afferente projecties5, of zelfs als het onlangs actief was6.

Het bereiken van specificiteit van pre-synaptische inputs is echter iets uitdagender. De conventionele methode heeft stimulatie-elektroden gebruikt om de axonen te exciteren die in een bepaalde lamina lopen. Een voorbeeld hiervan is in de hippocampus waar lokale stimulatie in het stratum radiatum synapsen activeert die van de CA3 naar het CA1-subveld7 projecteren. In dit geval wordt presynaptische specificiteit bereikt omdat CA3-input de enige exciterende input vertegenwoordigt die zich in stratum radiatum bevindt en projecteert op CA1 piramidale cellen8. Deze hoge mate van inputspecificiteit die haalbaar is met conventionele elektrische presynaptische activering van CA3-CA1-axonen is echter een uitzondering die wordt weerspiegeld in de intense studie waaraan deze synaps is onderworpen. In andere hersengebieden bestaan axonen van meerdere afferente paden naast elkaar in dezelfde lamina, bijvoorbeeld in laag 1 van neocortex9, waardoor inputspecifieke presynaptische stimulatie onmogelijk wordt met conventionele stimulerende elektroden. Dit is problematisch omdat verschillende synaptische inputs uiteenlopende fysiologische eigenschappen kunnen hebben; daarom kan hun co-stimulatie leiden tot verkeerde karakterisering van synaptische fysiologie.

De komst van optogenetica, de genetische codering van lichtgevoelige membraaneiwitten (opsins) zoals channelrhodopsine-2 (ChR2), heeft een enorme uitbreiding van de mogelijkheden mogelijk gemaakt voor het bestuderen van geïsoleerde synaptische projecties tussen hersengebieden10,11. Hier beschrijven we een generaliseerbare en goedkope oplossing voor het bestuderen van synaptische fysiologie en plasticiteit op lange afstand. De optogenetische constructen worden op een zeer specifieke manier geleverd met behulp van virale vectoren die een uiterst nauwkeurige controle van het pre-synaptische gebied van belang mogelijk maken. Efferente projecties zullen het door licht geactiveerde kanaal uitdrukken, waardoor deze vezels in een doelgebied kunnen worden geactiveerd. Zo kunnen langeafstands-, anatomisch diffuse paden worden bestudeerd die niet onafhankelijk kunnen worden geactiveerd door traditionele, niet-specifieke, elektrische stimulatie.

We beschrijven, als voorbeeldroute, transductie van mediale prefrontale cortex (mPFC) met adeno-geassocieerde virussen (AAV’s) die coderen voor exciterende kationkanaalopsinen. Vervolgens beschrijven we de bereiding van acute plakjes uit de laterale entorhinale cortex (LEC), patch-clamp opnames van laag 5 LEC piramidale neuronen en lichtgevooleerde activering van glutamaterge mPFC-LEC projecties (Figuur 1). We beschrijven ook de histologische beoordeling van de injectieplaats om de locatie van het pre-synaptische gebied van belang en identificatie van post-synaptische celmorfologie te bevestigen.

Protocol

Alle dierprocedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de Britse Animals Scientific Procedures Act (1986) en bijbehorende richtlijnen en lokale institutionele richtlijnen. 1. Stereotaxische virale injectie OPMERKING: Het huidige protocol vereist anatomische, maar niet post-synaptische celtype, specificiteit. Kies het juiste dier. Mannelijke wild-type Lister hooded ratten werden gebruikt in dit protocol (300-350 g, ongeveer 3 maanden …

Representative Results

In dit protocol beschrijven we hoe we synaptische fysiologie en plasticiteit op lange afstand kunnen bestuderen met behulp van virale afgifte van optogenetische constructen. Het protocol kan heel gemakkelijk worden aangepast aan het bestuderen van bijna elke langeafstandsverbinding in de hersenen. Als voorbeeld beschrijven we de injectie van AAV’s die coderen voor een opsine in rat mPFC, de bereiding van acute plakjes van LEC, patch-clamp opnames van laag 5 LEC piramidale neuronen en lichtgevoceerde activering van mPFC-t…

Discussion

Het hier gepresenteerde protocol beschrijft een methode om zeer specifieke synaptische projecties op lange afstand te onderzoeken met behulp van een combinatie van stereotaxische chirurgie om AAV’s te leveren die coderen voor optogenetische constructies, en elektrofysiologie in acute hersensegmenten (figuur 1). Samen bieden deze technieken hulpmiddelen om de fysiologie en plasticiteit van hersencircuits met hoge precisie te karakteriseren in langeafstands- en anatomisch diffuse paden die voo…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk wordt ondersteund door Wellcome grant 206401/Z/17/Z. We willen Zafar Bashir bedanken voor zijn deskundige mentorschap en Dr. Clair Booth voor technische assistentie en commentaar op het manuscript.

Materials

0.2 mL tube Fisher Scientific Ltd 12134102
10 µL pipette Gilson FD10001
24 well plate SARSTEDT 83.3922
3 way luer valve Cole-Parmer WZ-30600-02
3,3′-Diaminobenzidine (DAB) substrate Vector Laboratories SK-4105
40x objective Olympus LUMPLFLN40XW
4-aminopyridine Hello Bio HB1073
4x objective Olympus PLN4X/0.1
AAV9-CaMKiia-hChR2(E123T/T159C)-mCherry Addgene 35512 Viral titre: 3.3×1013 GC/ml
Achromatic lens Edmund Optics 49363 Focusses visual spectrum and near-IR
Benchtop microcentrifuge Benchmark Scientific C1005*
Biocytin Sigma-Aldrich B4261
Borosillicate glass capillary Warner Instruments G150F-6
Burr Fine science tools 19008-07
CaCl2 Sigma-Aldrich C5670
Camera – Qimaging Retiga Electro Photometrics 01-ELECTRO-M-14-C
Carbachol Tocris 2810
Chlorhexidine surgical scrub Vetasept XHG008
Clippers Andis 22445 AGC Super 2-Speed Detachable Blade Clipper
Collimation condenser lens ThorLabs ACL2520-A
Coverslips Fisher Scientific Ltd 10011913
Cryostat Leica CM3050 S
CsMeSO4 Sigma-Aldrich C1426
Cyanoacrylate glue Rapid Electronics Ltd 84-4557
Data acquisition device National Instruments USB-6341 BNC
D-glucose Sigma-Aldrich G8270
Dichroic mirror 500 nm long-pass Edmund Optics 69899
Dichroic mirror 600 nm long-pass Edmund Optics 69901
Dichroic mirror cube ThorLabs CM1-DCH/M
EGTA Millpore 324626
Electrode holder with side port HEKA 895150
Emission filter Chroma 59022m
Excitation filter Chroma ET570/20x
Eye gel Dechra Lubrithal
Fine paint brush Scientific Laboratory Supplies BRU2052
Guillotine World Precision Instruments DCAP
HEPES Sigma-Aldrich H3375
Hydrogen peroxide solution Sigma-Aldrich H1009 30% (w/w)
Isoflurane Henry Schein 988-3245
Isopentane Sigma-Aldrich M32631
KCl Sigma-Aldrich P3911
k-gluconate Sigma-Aldrich G4500
Kinematic fluorescence filter cube ThorLabs DFM1T1
LED driver ThorLabs LEDD1B
Lidocaine ointment Teva 80007150
MgATP Sigma-Aldrich A9187
MgCl Sigma-Aldrich M2670
MgSO4 Sigma-Aldrich M7506
Micro drill Harvard Apparatus 75-1887
Microelectrode puller Sutter instruments P-87
Microinjection syringe Hamilton 7634-01/00
Microinjection syringe needle Hamilton 7803-05 Custom specification: gauge 33, length 15mm, point style 4 – 12°
Microinjection syringe pump World Precision Instruments UMP3T-1
Mounted blue LED ThorLabs M470L5
Mounted green LED ThorLabs M565L3
Na2HPO4.7H2O Sigma-Aldrich S9390
NaCl Sigma-Aldrich S9888
NaGTP Sigma-Aldrich G8877
NaH2PO4 Sigma-Aldrich S0751
NaH2PO4.H2O Sigma-Aldrich S9638
NaHCO3 Sigma-Aldrich S5761
NIR LED OSRAM SFH4550 Used for refracted IR imaging of slice, differential interference contrast (DIC) optics is another commonly used method
OCT medium VWR International RAYLLAMB/OCT Optimal cutting temperature medium
Paraformaldehyde Sigma-Aldrich 158127
Paraformaldehyde Sigma-Aldrich P6148
Patch clamp amplifier Molecular Devices 700A
Peristaltic pump World Precision Instruments Ministar
Poly-L-lysine coated microscope slides Fisher Scientific Ltd 23-769-310
Recording chamber Warner Instruments RC-26G
Scalpel blade Swann Morton #24
Slice anchor Warner Instruments SHD-26-GH/15
Stereotaxic frame Kopf Model 902
Stereotaxic holder for micro drill Harvard Apparatus 75-1874
Sucrose Sigma-Aldrich S0389
Surgical Microscope Carl Zeiss OPMI 1 FR pro
Suture Ethicon W577H
Syringe filter for intracellular recording solution Thermo Scientific Nalgene 171-0020
Tetrodotoxin citrate Hello Bio HB1035
Transfer pipettes Fisher Scientific Ltd 10458842
Triton X-100 Sigma-Aldrich X100
Upright fluorescence microscope Leica DM6 B
VECTASHIELD Antifade Mounting Medium with DAPI Vector Laboratories H-1200-10
VECTASTAIN ABC-HRP kit Vector Laboratories PK-4000
Vibratome Campden Instruments 7000smz-2
WinLTP https://www.winltp.com/ Version 2.32 Data acquisition software
Solution
aCSF
sucrose cutting solution
PFA
Intracellular?

References

  1. Martin, S., Grimwood, P., Morris, R. Synaptic plasticity and memory: an evaluation of the hypothesis. Annual Review of Neuroscience. 23, 649-711 (2000).
  2. Poorthuis, R. B., et al. Layer-specific modulation of the prefrontal cortex by nicotinic acetylcholine receptors. Cerebral Cortex. 23 (1), 148-161 (2013).
  3. Scala, F., et al. Layer 4 of mouse neocortex differs in cell types and circuit organization between sensory areas. Nature Communications. 10 (1), 4174 (2019).
  4. Nassar, M., et al. Diversity and overlap of parvalbumin and somatostatin expressing interneurons in mouse presubiculum. Frontiers in Neural Circuits. 9, 20 (2015).
  5. Dembrow, N. C., Chitwood, R. A., Johnston, D. Projection-specific neuromodulation of medial prefrontal cortex neurons. Journal of Neuroscience. 30 (50), 16922-16937 (2010).
  6. Whitaker, L. R., et al. Bidirectional modulation of intrinsic excitability in rat prelimbic cortex neuronal ensembles and non-ensembles after operant learning. Journal of Neuroscience. 37 (36), 8845-8856 (2017).
  7. Skrede, K. K., Westgaard, R. H. The transverse hippocampal slice: a well-defined cortical structure maintained in vitro. Brain Research. 35 (2), 589-593 (1971).
  8. van Strien, N. M., Cappaert, N. L., Witter, M. P. The anatomy of memory: an interactive overview of the parahippocampal-hippocampal network. Nature Reviews Neuroscience. 10 (4), 272-282 (2009).
  9. Cruikshank, S. J., et al. Thalamic control of layer 1 circuits in prefrontal cortex. Journal of Neuroscience. 32 (49), 17813-17823 (2012).
  10. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature Neuroscience. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  11. Nagel, G., et al. Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (24), 13940-13945 (2003).
  12. Berndt, A., et al. High-efficiency channelrhodopsins for fast neuronal stimulation at low light levels. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (18), 7595-7600 (2011).
  13. Cetin, A., Komai, S., Eliava, M., Seeburg, P. H., Osten, P. Stereotaxic gene delivery in the rodent brain. Nature Protocols. 1 (6), 3166-3173 (2006).
  14. Segev, A., Garcia-Oscos, F., Kourrich, S. Whole-cell patch-clamp recordings in brain slices. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), (2016).
  15. Booker, S. A. Preparing acute brain slices from the dorsal pole of the hippocampus from adult rodents. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (163), (2020).
  16. Anderson, W. W., Collingridge, G. L. Capabilities of the WinLTP data acquisition program extending beyond basic LTP experimental functions. Journal of Neuroscience Methods. 162 (1-2), 346-356 (2007).
  17. Basu, J., et al. Gating of hippocampal activity, plasticity, and memory by entorhinal cortex long-range inhibition. Science. 351 (6269), (2016).
  18. Zhang, Y. P., Oertner, T. G. Optical induction of synaptic plasticity using a light-sensitive channel. Nature Methods. 4 (2), 139-141 (2007).
  19. Banks, P. J., Warburton, E. C., Bashir, Z. I. Plasticity in prefrontal cortex induced by coordinated synaptic transmission arising from reuniens/rhomboid nuclei and hippocampus. Cerebral Cortex Communications. 2 (2), (2021).
  20. Petreanu, L., Mao, T., Sternson, S. M., Svoboda, K. The subcellular organization of neocortical excitatory connections. Nature. 457 (7233), 1142-1145 (2009).
  21. Swietek, B., Gupta, A., Proddutur, A., Santhakumar, V. Immunostaining of biocytin-filled and processed sections for neurochemical markers. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (118), (2016).
  22. Jones, B. F., Witter, M. P. Cingulate cortex projections to the parahippocampal region and hippocampal formation in the rat. Hippocampus. 17 (10), 957-976 (2007).
  23. Anastasiades, P. G., Collins, D. P., Carter, A. G. Mediodorsal and ventromedial thalamus engage distinct L1 circuits in the prefrontal cortex. Neuron. 109 (2), 314-330 (2021).
  24. Prakash, R., et al. Two-photon optogenetic toolbox for fast inhibition, excitation and bistable modulation. Nature Methods. 9 (12), 1171-1179 (2012).
  25. Mattis, J., et al. Principles for applying optogenetic tools derived from direct comparative analysis of microbial opsins. Nature Methods. 9 (2), 159-172 (2011).
  26. Klapoetke, N. C., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature Methods. 11 (3), 338-346 (2014).
  27. Hochbaum, D. R., et al. All-optical electrophysiology in mammalian neurons using engineered microbial rhodopsins. Nature Methods. 11 (8), 825-833 (2014).
  28. Ting, J. T., Daigle, T. L., Chen, Q., Feng, G. Acute brain slice methods for adult and aging animals: application of targeted patch clamp analysis and optogenetics. Methods in Molecular Biology. 1183, 221-242 (2014).
  29. Marshel, J. H., et al. Cortical layer-specific critical dynamics triggering perception. Science. 365 (6453), (2019).
  30. Castle, M. J., Gershenson, Z. T., Giles, A. R., Holzbaur, E. L., Wolfe, J. H. Adeno-associated virus serotypes 1, 8, and 9 share conserved mechanisms for anterograde and retrograde axonal transport. Human Gene Therapy. 25 (8), 705-720 (2014).
  31. Aschauer, D. F., Kreuz, S., Rumpel, S. Analysis of transduction efficiency, tropism and axonal transport of AAV serotypes 1, 2, 5, 6, 8 and 9 in the mouse brain. PLoS One. 8 (9), 76310 (2013).
  32. Nathanson, J. L., Yanagawa, Y., Obata, K., Callaway, E. M. Preferential labeling of inhibitory and excitatory cortical neurons by endogenous tropism of adeno-associated virus and lentivirus vectors. Neuroscience. 161 (2), 441-450 (2009).
  33. Dimidschstein, J., et al. A viral strategy for targeting and manipulating interneurons across vertebrate species. Nature Neuroscience. 19 (12), 1743-1749 (2016).
  34. Lavin, T. K., Jin, L., Lea, N. E., Wickersham, I. R. Monosynaptic tracing success depends critically on helper virus concentrations. Frontiers in Synaptic Neuroscience. 12, 6 (2020).
  35. Paxinos, G., Watson, C. . The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. 7th edn. , (2013).
  36. Paxinos, G., Franklin, K. B. J. . Paxinos and Franklin’s the Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates, Compact. 5th edn. , (2019).
  37. Nabavi, S., et al. Engineering a memory with LTD and LTP. Nature. 511 (7509), 348-352 (2014).
  38. Jackman, S. L., Beneduce, B. M., Drew, I. R., Regehr, W. G. Achieving high-frequency optical control of synaptic transmission. Journal of Neuroscience. 34 (22), 7704-7714 (2014).
  39. Xia, S. H., et al. Cortical and Thalamic Interaction with Amygdala-to-Accumbens Synapses. Journal of Neuroscience. 40 (37), 7119-7132 (2020).
  40. Anisimova, M., et al. Spike-timing-dependent plasticity rewards synchrony rather than causality. BioRxiv. , (2021).
  41. Takeuchi, T., et al. Locus coeruleus and dopaminergic consolidation of everyday memory. Nature. 537 (7620), 357-362 (2016).

Play Video

Cite This Article
Kinnavane, L., Banks, P. J. Ex Vivo Optogenetic Interrogation of Long-Range Synaptic Transmission and Plasticity from Medial Prefrontal Cortex to Lateral Entorhinal Cortex. J. Vis. Exp. (180), e63077, doi:10.3791/63077 (2022).

View Video