Das Protokoll beschreibt die Isolierung, Kultur und Profilierung von Endothelzellen aus der menschlichen Mesenterialarterie. Zusätzlich wird eine Methode zur Vorbereitung der menschlichen Arterie für die räumliche Transkriptomik bereitgestellt. Proteomik, Transkriptomik und funktionelle Assays können an isolierten Zellen durchgeführt werden. Dieses Protokoll kann für jede mittelgroße oder große Arterie wiederverwendet werden.
Endothelzellen (ECs) sind durch ihre dynamische Reaktion auf Umwelteinflüsse entscheidend für die Gefäß- und Ganzkörperfunktion. Die Aufklärung des Transkriptoms und Epigenoms von ECs ist von größter Bedeutung, um ihre Rolle bei Entwicklung, Gesundheit und Krankheit zu verstehen, ist jedoch in der Verfügbarkeit isolierter Primärzellen begrenzt. Jüngste Technologien haben die Hochdurchsatzprofilierung von EC-Transkriptom und Epigenom ermöglicht, was zur Identifizierung bisher unbekannter EC-Zellsubpopulationen und Entwicklungsverläufe geführt hat. Während EC-Kulturen ein nützliches Werkzeug bei der Erforschung von EC-Funktion und -Dysfunktion sind, können die Kulturbedingungen und mehrere Passagen externe Variablen einführen, die die Eigenschaften des nativen EC verändern, einschließlich Morphologie, epigenetischer Zustand und Genexpressionsprogramm. Um diese Einschränkung zu überwinden, demonstriert die vorliegende Arbeit eine Methode zur Isolierung menschlicher primärer ECs aus Spender-Mesenterialarterien, die darauf abzielt, ihren ursprünglichen Zustand zu erfassen. ECs in der intimen Schicht werden mechanisch und biochemisch unter Verwendung bestimmter Enzyme dissoziiert. Die resultierenden Zellen können direkt für die Bulk-RNA- oder Einzelzell-RNA-Sequenzierung verwendet oder für die Kultur plattiert werden. Darüber hinaus wird ein Workflow für die Präparation von menschlichem arteriellem Gewebe für die räumliche Transkriptomik, speziell für eine kommerziell erhältliche Plattform, beschrieben, obwohl diese Methode auch für andere räumliche Transkriptom-Profiling-Techniken geeignet ist. Diese Methodik kann auf verschiedene Gefäße angewendet werden, die von einer Vielzahl von Spendern in Gesundheits- oder Krankheitszuständen gesammelt wurden, um Einblicke in die transkriptionelle und epigenetische Regulation der EG zu erhalten, ein zentraler Aspekt der Endothelzellbiologie.
Endothelzellen (ECs), die das Lumen der Blutgefäße auskleiden, sind entscheidende Regulatoren des Gefäßtonus und der Gewebedurchblutung. ECs sind bemerkenswert in ihrer Fähigkeit, auf die extrazelluläre Umgebung zu reagieren und sich an Veränderungen in der Dynamik und Zusammensetzung des Blutflusses anzupassen. Diese dynamischen Reaktionen werden durch ein Netzwerk von intrazellulären Signalereignissen vermittelt, einschließlich transkriptioneller und posttranskriptioneller Modulationen mit räumlich-zeitlicher Auflösung. Die Dysregulation dieser Reaktionen ist an vielen Pathologien beteiligt, einschließlich, aber nicht beschränkt auf Herz-Kreislauf-Erkrankungen, Diabetes und Krebs 1,2.
Ein großer Teil der Studien verwendet Zelllinien oder Tiermodelle, um das EC-Transkriptom abzufragen. Ersteres ist ein nützliches Werkzeug, angesichts der relativen Benutzerfreundlichkeit und Preiswertigkeit. Die serielle Kultivierung kann jedoch phänotypische Veränderungen an ECs einführen, wie z. B. fibroblastische Merkmale und einen Mangel an Polarisation, wodurch sie von ihrem In-vivo-Zustand getrennt werden 3. Die Primärzellen, z. B. die menschliche Nabelvene EC (HUVEC), sind seit den 1980er Jahren eine beliebte Wahl, stammen jedoch aus einem entwicklungsbedingten Gefäßbett, das bei Erwachsenen nicht existiert und daher wahrscheinlich nicht vollständig reife ECs darstellt. Tiere, insbesondere Mausmodelle, bilden die physiologische oder pathophysiologische Umgebung von EC besser ab und erlauben die Abfrage von Transkriptomen als Folge genetischer Störungen. Murine ECs können aus verschiedenen Geweben, einschließlich der Aorta, der Lunge und des Fettgewebes, mit enzymbasierten Verfahren 4,5,6,7 isoliert werden. Die isolierten Zellen können jedoch nicht für mehrere Passagen verwendet werden, es sei denn,sie sind transformiert 6 und sind oft in der Anzahl begrenzt, was eine Bündelung von mehreren Tierenerfordert 5,8,9.
Das Aufkommen neuer Technologien, die die Gefäßarchitektur auf transkriptomischer Ebene erforschen, insbesondere mit Einzelzellauflösung, hat eine neue Ära der Endothelbiologie ermöglicht, indem sie neue Funktionen und Eigenschaften der ECs 5,10,11,12,13,14 enthüllt hat. Eine reichhaltige Ressource, die von Tabula Muris-Forschern erstellt wurde, sammelte einzelzellige transkriptomische Profile von 100.000 Zellen, einschließlich ECs in 20 verschiedenen murinen Organen15, die sowohl gemeinsame EC-Markergene als auch einzigartige transkriptomische Signaturen mit Inter- und Intragewebeunterschiedenzeigten 5,13. Dennoch gibt es deutliche Unterschiede zwischen Maus und Mensch in Genom, Epigenom und Transkriptom, insbesondere in den nicht-kodierenden Regionen16,17,18. Diese oben genannten Nachteile unterstreichen die Bedeutung der Analyse von ECs unter Verwendung menschlicher Proben, um ein getreues Profil von ECs in ihrem Heimatzustand in Gesundheit und Krankheit zu erhalten.
Die meisten EC-Isolationsmethoden beruhen auf der physikalischen Dissoziation durch Homogenisierung, feines Schneiden und Zerkleinern des Gewebes vor der Inkubation mit proteolytischen Enzymen für unterschiedliche Zeiten. Die Enzyme und Bedingungen variieren auch erheblich zwischen den Gewebetypen, von Trypsin bis Kollagenase, die allein oder in Kombination verwendet werden 19,20,21. Weitere Antikörper-basierte Anreicherung oder Reinigung sind oft enthalten, um die Reinheit von ECs zu erhöhen. Typischerweise werden Antikörper gegen EC-Membranmarker, z. B. CD144 und CD31, an magnetische Kügelchen konjugiert und der Zellsuspension22,23 zugesetzt. Eine solche Strategie kann im Allgemeinen für die EG-Isolierung aus mehreren menschlichen und Mausgeweben angepasst werden, einschließlich der in diesem Protokoll eingeführten Techniken.
In ihrem nativen Zustand interagieren ECs mit mehreren Zelltypen und können in vaskulären Nischen existieren, in denen die Zellnähe für die Funktion entscheidend ist. Während Einzelzell- und Einzelkern-RNA-Sequenzierungsstudien (scRNA und snRNA-seq) für die jüngsten Durchbrüche bei der Beschreibung der EC-Heterogenität von größter Bedeutung waren, stört der Dissoziationsprozess den Gewebekontext und den Zell-Zell-Kontakt, die auch für das Verständnis der EC-Biologie wichtig sind. Das 2012 entwickelte und2020 24 zur Methode des Jahres ernannte räumliche Transkriptomprofilierung wurde verwendet, um die globale Genexpression zu profilieren und gleichzeitig die räumlichen Merkmale in verschiedenen Geweben einschließlich Gehirn 25, Tumor26 und Fettgewebe27 beizubehalten. Die Technologien können gezielt eingesetzt werden, indem spezielle Sonden verwendet werden, die für bestimmte RNA-Sequenzen spezifisch sind, die an Affinitätsreagenzien oder fluoreszierenden Tags befestigt sind, wodurch ausgewählte Gene mit subzellulärer Auflösung 28,29,30,31 nachgewiesen werden. Sie können auch ungezielt32,33 sein, typischerweise mit räumlich barcodierten Oligonukleotiden, um RNA zu fangen, die zusammen in cDNA für die anschließende Seq-Bibliotheksvorbereitung umgewandelt werden und daher den Vorteil haben, die Genexpression des gesamten Gewebes auf unvoreingenommene Weise abzuleiten. Allerdings wird die räumliche Auflösung derzeit auf einer einzigen zellulären Ebene mit kommerziell verfügbaren Technologien nicht erreicht. Dies kann bis zu einem gewissen Grad durch die Datenintegration mit scRNA-seq-Daten überwunden werden, was letztendlich die Kartierung von Einzelzelltranskriptomen in einem komplexen Gewebekontext unter Beibehaltung seiner ursprünglichen räumlichen Informationenermöglicht 34.
Hierin wird ein Workflow beschrieben, um ein EC-Transkriptom unter Verwendung der humanen oberen Mesenterialarterie zu profilieren, einer peripheren Arterie, die zur Untersuchung von Vasodilatation, Gefäßumbau, oxidativem Stress und Entzündungverwendet wurde 35,36,37. Es werden zwei Techniken beschrieben: 1) zur Isolierung und Anreicherung von ECs aus der Intima von Blutgefäßen, die mechanische Dissoziation und enzymatische Verdauung kombinieren, die für die Einzelzell-Transkriptomsequenzierung oder die anschließende In-vitro-Kultur geeignet sind; 2) zur Vorbereitung von arteriellen Schnitten für die räumliche Transkriptomprofilerstellung (Abbildung 1). Diese beiden Techniken können unabhängig voneinander oder komplementär durchgeführt werden, um ECs und ihre umgebenden Zellen zu profilieren. Darüber hinaus kann dieser Workflow für den Einsatz an jeder mittleren oder großen Arterie angepasst werden.
Der vorgestellte Workflow beschreibt eine Reihe von Techniken zum Profilieren von ECs aus einem einzelnen Stück menschlicher Arterie mit Einzelzell- und räumlicher Auflösung. Es gibt mehrere kritische Schritte und einschränkende Faktoren im Protokoll. Ein Schlüssel zur Transkriptomprofilierung ist die Frische des Gewebes und die RNA-Integrität. Es ist wichtig, das Gewebe vor der Verarbeitung so weit wie möglich auf Eis zu halten, um den RNA-Abbau zu minimieren. Typischerweise werden die postmortalen Gewebe zwische…
The authors have nothing to disclose.
Diese Arbeit wurde durch NIH-Zuschüsse R01HL108735, R01HL145170, R01HL106089 (an Z.B.C.) unterstützt; DP1DK126138 und DP1HD087990 (bis S.Z.); ein Stipendium der Ella Fitzgerald Foundation und ein Wanek Family Project (an Z.B.C.); und ein Human Cell Atlas Seed Network Grant (an Z.B.C. und S.Z.). Die in dieser Veröffentlichung berichtete Forschung umfasste Arbeiten, die im Integrative Genomics Core in City of Hope durchgeführt wurden, unterstützt vom National Cancer Institute der National Institutes of Health unter der Preisnummer P30CA033572. Die Autoren danken Dr. Ismail Al-Abdullah und Dr. Meirigeng Qi vom Inseltransplantationsteam der Stadt der Hoffnung für die Isolierung menschlicher Gewebe, Dr. Dongqiang Yuan von der Stadt der Hoffnung für seine Unterstützung bei der scRNA-seq-Analyse und Dr. Marc Halushka von der Abteilung für kardiovaskuläre Pathologie der Johns Hopkins University School of Medicine für seine unschätzbaren Einblicke in die Gefäßhistologie.
1.5 mL micro-centrifuge tube | USA Scientific | 1615-5500 | |
10 cm dish | Genesee Scientific | 25-202 | |
23G needles | BD | 305145 | |
2-methylbutane | Thermo Fisher | AC327270010 | |
40 µm strainer | Fisher | 14100150 | |
4200 TapeStation System | Agilent Technologies | G2991BA | |
5 mL tube | Thermo Fisher | 14282300 | |
6-well plate | Greiner Bio-One | 07-000-208 | |
Attachment factor | Cell Applications | 123-500 | Attachment reagent in the protocol |
Black wax | Any commercial black wax can be used | ||
Bovine serum albumin heat shock treated | Fisher | BP1600-100 | |
CaCl2 | Fisher | BP510 | |
Centrifuge | Eppendorf | ||
Chloroform | Fisher | C607 | |
Collagenase D | Roche | 11088866001 | |
Cryostat | Leica | ||
Cryostat brushes | |||
D-Glucose | Fisher | D16-1 | |
Dimethyl sulfoxide | Fisher | MT25950CQC | |
Dispase II | Roche | 4942078001 | Bacteria-derived protease in the protocol |
Disposable Safety Scalpels | Myco Instrumentation | 6008TR-10 | |
D-PBS | Thermo Fisher | 14080055 | |
Ethanol | Fisher | BP2818-4 | |
Fetal bovine serum | Fisher | 10437028 | |
Hemocytometer | Fisher | 267110 | |
HEPES | Sigma Aldrich | H3375-100g | |
High sensitivity D1000 sample buffer | Agilent Technologies | 5067-5603 | |
High sensitivity D1000 screen tape | Agilent Technologies | 5067-5584 | |
Incubator | Kept at 37 °C 5% CO2 | ||
Isopropanol | Fisher | BP26324 | |
KCl | Fisher | P217-3 | |
Liquid nitrogen | |||
Medium 199 | Sigma Aldrich | M2520-10X | |
Metal cannister | |||
Microscope | Leica | To assess cell morphology | |
Microvascular endothelial culture medium | Cell Applications | 111-500 | |
NaCl | Fisher | S271-1 | |
New Brunswick Innova 44/44R Orbital shaker | Eppendorf | ||
Optimal Cutting Temperature compound | Fisher | 4585 | |
Plastic cryomolds | Fisher | 22363553 | |
RNA screen tape | Agilent Technologies | 5067-5576 | |
RNA screen Tape sample buffer | Agilent Technologies | 5067-5577 | |
RNase ZAP | Thermo Fisher | AM9780 | |
RNase-free water | Takara | RR036B | RNase-free water (2) in kit |
Sterile 12" long forceps | F.S.T | 91100-16 | |
Sterile fine forceps | F.S.T | 11050-10 | |
Sterile fine scissors | F.S.T | 14061-11 | |
Superfrost PLUS Gold Slides | Fisher | 1518848 | |
TRIzol reagent | Fisher | 15596018 | |
Trypan Blue | Corning | MT25900CI | |
TrypLE Express Enzyme (1X) phenol red | Thermo Fisher | 12605010 | Cell-dissociation enzyme in the protocol |
Visium Accessory Kit | 10X Genomics | PN-1000215 | |
Visium Gateway Package, 2rxns | 10X Genomics | PN-1000316 | |
Visium Spatial Gene Expression Slide & Reagent Kit, 4 rxns | 10X Genomics | PN-1000184 |