Die chorioallantoische Membran (CAM) des Vogelembryos ist ein sehr nützliches und anwendbares Werkzeug für verschiedene Forschungsbereiche. Ein spezielles Ex-Ovo-Modell der japanischen Wachtel-CAM eignet sich für die photodynamische Behandlungsuntersuchung.
Die chorioallantoische Membran (CAM) eines Vogelembryos ist eine dünne, extraembryonale Membran, die als primäres Atmungsorgan fungiert. Seine Eigenschaften machen es zu einem ausgezeichneten experimentellen In-vivo-Modell zur Untersuchung von Angiogenese, Tumorwachstum, Medikamentenabgabesystemen oder photodynamischer Diagnose (PDD) und photodynamischer Therapie (PDT). Gleichzeitig adressiert dieses Modell die Anforderung, Versuchstiere durch eine geeignete Alternative zu ersetzen. Ex ovo kultivierter Embryo ermöglicht eine einfache Substanzanwendung, den Zugang, die Überwachung und die Dokumentation. Am häufigsten wird chick CAM verwendet; Dieser Artikel beschreibt jedoch die Vorteile der japanischen Wachtel-CAM als kostengünstiges Modell mit hohem Durchsatz. Ein weiterer Vorteil ist die kürzere Embryonalentwicklung, die einen höheren experimentellen Umsatz ermöglicht. Die Eignung von Wachtel-CAM für PDD und PDT von Krebs und mikrobiellen Infektionen wird hier untersucht. Als Beispiel wird die Verwendung des Photosensibilisators Hypericin in Kombination mit Lipoproteinen oder Nanopartikeln als Abgabesystem beschrieben. Der Schadenswert aus Bildern in weißem Licht und Änderungen der Fluoreszenzintensität des CAM-Gewebes unter violettem Licht (405 nm) wurde zusammen mit der Analyse histologischer Schnitte bestimmt. Die Wachtel-CAM zeigte deutlich die Wirkung der PDT auf das Gefäßsystem und das Gewebe. Darüber hinaus konnten Veränderungen wie Kapillarblutungen, Thrombosen, Lyse kleiner Gefäße und Blutungen größerer Gefäße beobachtet werden. Japanische Wachtel-CAM ist ein vielversprechendes In-vivo-Modell für die photodynamische Diagnose und Therapieforschung mit Anwendungen in Studien der Tumorangiogenese sowie der antivaskulären und antimikrobiellen Therapie.
Das Modell der Chorioallantoischen Hühnermembran (CAM) ist bekannt und in verschiedenen Forschungsbereichen weit verbreitet. Es ist ein reich vaskularisiertes extraembryonales Organ, das für Gasaustausch und Mineraltransport sorgt1. Durch die Transparenz und Zugänglichkeit dieser Membran können einzelne Blutgefäße und ihre strukturellen Veränderungen in Echtzeit beobachtet werden2. Trotz der Vorteile hat Küken-CAM auch einige Einschränkungen (z. B. größere Zuchtanlagen, Eierproduktion und Futterverbrauch), die durch die Verwendung anderer Vogelarten vermieden werden könnten. In diesem Protokoll wird ein alternatives Ex-Ovo-CAM-Modell mit japanischen Wachtelembryonen (Coturnix japonica) beschrieben. Aufgrund seiner geringen Größe ermöglicht es die Verwendung einer viel größeren Anzahl von experimentellen Individuen als Hühner-CAM. Darüber hinaus ist die kürzere 16-tägige Embryonalentwicklung von Wachtelembryonen ein weiterer Vorteil. Die ersten größeren Gefäße auf Wachtel-CAM erscheinen am Embryonaltag (ED) 7. Dies kann direkt mit der Entwicklung von Hühnerembryonen (Stadien 4-35) verglichen werden; Die späteren Entwicklungsstadien sind jedoch nicht mehr vergleichbar und benötigen weniger Zeit für den Wachtelembryo3. Von Interesse ist das regelmäßige Auftreten von mikrovaskulären Verzweigungen ähnlich denen von Hühner-CAMs 4,5,6. Schnelle sexuelle Reifung, hohe Eierproduktion und kostengünstige Zucht sind weitere Beispiele, die die Verwendung dieses experimentellen Modellsbegünstigen 7.
Ein Vogel-CAM-Modell wird häufig in Studien zur photodynamischen Therapie (PDT) verwendet8. Die PDT wird zur Behandlung verschiedener Krebsformen (kleine lokalisierte Tumore) und anderer nicht-onkologischer Erkrankungen eingesetzt. Sein Prinzip besteht in der Abgabe eines fluoreszierenden Arzneimittels, eines Photosensibilisators (PS), an das geschädigte Gewebe und dessen Aktivierung mit Licht der entsprechenden Wellenlänge. Ein prospektives PS, das in der Forschung verwendet wird, ist Hypericin, das ursprünglich aus der Heilpflanze Johanniskraut (Hypericum perforatum) isoliert wurde9. Die starke photosensibilisierende Wirkung dieser Verbindung beruht auf ihren photochemischen und photophysikalischen Eigenschaften. Diese zeichnen sich durch multiple Fluoreszenzanregungspeaks im Bereich von 400-600 nm aus, die die Emission von Fluoreszenz bei etwa 600 nm induzieren. Die Absorptionsmaxima von Hypericin innerhalb des Spektralbandes liegen im Bereich von 540-590 nm und die Fluoreszenzmaxima im Bereich von 590-640 nm9. Um diese photosensibilisierenden Effekte zu erzielen, wird Hypericin nach lokaler Verabreichung durch Laserlicht bei einer Wellenlänge von 405 nm angeregt10. In Gegenwart von Licht kann Hypericin viruzide, antiproliferative und zytotoxische Wirkungen zeigen11, während keine systemische Toxizität vorliegt, und es wird schnell aus dem Organismus freigesetzt. Hypericin ist eine lipophile Substanz, die wasserunlösliche, nicht fluoreszierende Aggregate bildet, weshalb verschiedene Arten von Nanocarriern, wie polymere Nanopartikel 12,13 oder High- und Low-Density-Lipoproteine (HDL, LDL)14,15, verwendet werden, um seine Abgabe und das Eindringen in die Zellen zu unterstützen. Da CAM ein natürlich immundefizientes System ist, können Tumorzellen direkt auf der Membranoberfläche implantiert werden. Das Modell eignet sich auch gut, um das Ausmaß von PDT-induzierten Gefäßschäden nach einem definierten Score16,17 zu erfassen. Licht mit geringerer Intensität im Vergleich zur PDT kann für die photodynamische Diagnose (PDD) verwendet werden. Die Überwachung des Gewebes unter violetter Anregung LED-Licht führt auch zur Photoaktivierung von Photosensibilisatoren18,19,20, die zu einer Emission von fluoreszierendem Licht führt, aber nicht genug Energie liefert, um eine PDT-Reaktion zu starten und die Zellen zu schädigen. Es macht es zu einem guten Werkzeug für die Tumorvisualisierung und Diagnose oder Überwachung der Pharmakokinetik von verwendeten PSs14,15.
Dieser Artikel beschreibt die Herstellung des Wachtel-Ex-Ovo-CAM-Assays mit Überlebensraten von über 80%. Diese Ex-Ovo-Kultur wurde in einer Vielzahl von Experimenten erfolgreich angewendet.
Für einen erfolgreichen Ex-Ovo-Anbau ist es wichtig, das obige Protokoll zu befolgen. Wenn die Eier nicht sorgfältig genug geöffnet werden oder während der Kultivierung nicht genügend Feuchtigkeit vorhanden ist, haftet der Dottersack an der Schale und reißt oft. Der Beginn einer Ex-Ovo-Kultivierung zum Zeitpunkt von ca. 60 h Eiinkubation sichert die hohe Überlebensrate der Embryonen, da sie bereits groß genug sind, um die Handhabung zu überstehen. In den späteren Entwicklungsstadien wird das C…
The authors have nothing to disclose.
Die Arbeit wurde von VEGA 2/0042/21 und APVV 20-0129 unterstützt. Der Beitrag von V. Huntošová ist das Ergebnis der Projektdurchführung: Open scientific community for modern interdisciplinary research in medicine (Akronym: OPENMED), ITMS2014+: 313011V455 unterstützt durch das vom EFRE finanzierte Operationelle Programm Integrierte Infrastruktur.
6-Well Cell Culture Plate | Sarstedt | 83.392 | Transparent polystyrene, sterile |
CO2 Incubator ESCO CCL-0508 | ESCO, Singapore | CCL-050B-8 | CO2 cell culture incubator |
cryocut Leica CM 1800 | Reichert-Jung, USA | ||
digital camera Canon EOS 6D II | Canon, Japan | ||
diode laser 405 nm | Ocean Optics, USA | ||
DMSO | Sigma-Aldrich | 67-68-5 | dimethyl sulfoxid |
eosin | Sigma-Aldrich | 15086-94-9 | |
ethanol | Sigma-Aldrich | 64-17-5 | |
fine brush size 2 | Faber-Castell | 281802 | brush for CAM separation and manipulation |
glutaraldehyde | Sigma-Aldrich | 111-30-8 | |
hematoxylin | Sigma-Aldrich | 517-28-2 | |
hypericin | Sigma-Aldrich | 84082-80-4 | |
incubator Bios Midi | Bios Sedl![]() |
Forced draught incubator for initial incubation | |
incubator Memmert IF160 | Memmert, Germany | Forced air circulation incubator for CAM incubation | |
Kaiser slimlite plano, LED light box | Kaiser, Germany | 2453 | Transilluminator |
LED light 405 nm | custom made circular LED light | ||
macro lens Canon MP- E 65 mm f/2.8 | Canon, Japan | ||
microscope Kapa 2000 | Kvant, Slovakia | optical microscope | |
microtome Auxilab 508 | Auxilab, Spain | manual rotary microtome | |
paraformaldehyde | Sigma-Aldrich | 30525-89-4 | |
Paraplast Plus | Sigma-Aldrich | P3683 | parafin medium for tissue embedding |
PBS | Sigma-Aldrich | P4417 | Phosphate saline buffer |
scissors Castroviejo | Orimed | OR66-108 | micro scissors for CAM separation |
software ImageJ 1.53 | public domain | image processing and analysis program | |
stock solution HDL | Sigma-Aldrich | 437641-10MG | high density lipoproteins |
stock solution LDL | Sigma-Aldrich | 437644-10MG | low density lipoproteins |
Tissue-Tek O.C.T. Compound | Sakura Finetek | 4583 | Optimal Cutting Temperature Compound 118 mL squeeze bottles |