Kardiyotorasik Cerrahi için Preadolesan Fare Yavrularının Anestezisi ve Entübasyonu
Summary
>7 günlük farelerde kardiyotorasik cerrahi modeller entübasyon gerektirir, ancak bu preadolesan (8-14 günlük) fare yavruları için zordur ve entübasyon için anestezik rejimler hakkında çok az bilgi vardır. Burada, 10 günlük C57BL/6J fare yavrularında endotrakeal entübasyona izin verirken hayvan ölümlerini en aza indiren ketamin/ksilazin/atropin dozaj rejimleri sunulmuştur.
Abstract
Murin cerrahi modelleri preklinik araştırmalarda önemli bir rol oynamaktadır. Kardiyak yaralanma sonrası miyokard rejenerasyonuna ilişkin mekanik anlayışlar, kardiyomiyositleri yetişkinlerinkinden farklı olarak proliferatif kapasiteyi koruyan 0-14 günlük farelerde kardiyotorasik cerrahi modellerinden elde edilebilir. 7 güne kadar olan fare yavruları hipotermi ile etkili bir şekilde hareketsiz hale getirilir ve kardiyotorasik cerrahi için entübasyon gerektirmez. Bununla birlikte, ergenlik öncesi (8-14 günlük) fare yavruları entübasyon gerektirir, ancak bu zordur ve entübasyonu kolaylaştırmak için anestezi ile ilgili çok az bilgi vardır. Burada, 10 günlük C57BL/6J fare yavrularında endotrakeal entübasyona izin verirken hayvan ölümlerini en aza indiren ketamin/ksilazin/atropin dozaj rejimleri sunulmuştur. Ketamin / ksilazin / atropin dozaj rejimlerinin vücut ağırlığına ampirik titrasyonunun farklı ağırlıklardaki fare yavrularının anestezisine verilen yanıtın doğrusal olmadığını, bu nedenle 20/4/0.12 mg / kg, 30/4/0.12 mg / kg ve 50/6/0.18 mg / kg’lık dozların, 3.15-4.49 g (n = 22), 4.50-5.49 g (n = 20) ve 5.50-8.10 g (n = 20) arasındaki yavruların entübasyonunu kolaylaştırdığını göstermiştir. sırasıyla. Düşük vücut ağırlığındaki yavrular, daha ağır yavrulardan daha fazla entübasyon girişimi gerektiriyordu (p < 0.001). Entübasyon sonrası sağkalım vücut ağırlığı ile korelasyon gösterdi (düşük, orta ve yüksek ağırlıklı gruplar için sırasıyla% 59,% 70 ve% 80, R2 = 0.995). Entübasyon sonrası miyokard enfarktüsü cerrahisinde %100 oksijende %4.5 izofluran ile cerrahi anestezi düzlemi indüklendi ve %100 oksijende %2 izofluran ile korundu. Ameliyat sonrası sağkalım üç ağırlık grubu için %92, %86 ve %88 olarak benzerdi (p = 0.91). Entübasyon ve cerrahi için hayvan taşıma uygulamalarındaki iyileştirmeler ve ameliyat sonrası baraj tarafından yamyamlaşmanın en aza indirilmesi ile birlikte, tüm prosedür için genel sağkalım (entübasyon artı cerrahi) vücut ağırlığı ile korelasyon gösterdi (düşük, orta ve yüksek ağırlıklı gruplar için sırasıyla% 55,% 60 ve% 70, R2 = 0.978). 10 günlük yavruların entübasyonunda karşılaşılan zorluk ve buna bağlı yüksek mortalite göz önüne alındığında, 10 günlük yavrularda kardiyotorasik cerrahinin en az 5.5 g ağırlığındaki yavrularla sınırlandırılmasını öneriyoruz.
Introduction
Murin modelleri, özellikle genetik olarak tasarlanmış fare çizgilerinin oluşturulabilmesinin kolaylığı ve ayrıca farelerin, örneğin kalp hasarından sonra miyokard rejenerasyonunun incelenmesine izin vermek için patolojik hastalık modelleri sağlamak için cerrahi olarak manipüle edilebilme kolaylığı nedeniyle, klinik öncesi kardiyotorasik araştırmalarda paha biçilmez araçlardır1 . Bu bağlamda, kardiyomiyositlerin hücre döngüsünden çekildiği yetişkin farelerin aksine, 0-2 günlük yenidoğan fare kalplerinin, apikal rezeksiyon veya miyokard enfarktüsü indüksiyonu 2,3,4 sonrası minimum skarlaşma ile onarılması ilgi çekicidir. Buna karşılık, 7 günlük yenidoğan kalpleri eksik rejenere olur ve 2,3 skar insidansı daha yüksektir. Sol ventrikülün tepesindeki kardiyomiyositler doğumdan sonraki 2 haftaya kadar proliferatif kapasiteyi koruduğundan, 0-14 günlük farelerde kalp hasarı sonrası rejenerasyonun mekanik çalışmaları, yaralı yetişkin kalbin rejenerasyonu için terapötik hedeflerin belirlenmesinde bilgilendirici olabilir5.
Kardiyak hasarın fare modellerinin geliştirilmesi, anestezi altında cerrahi manipülasyonu içerir. Bu, toraksın kalbe erişmek için açılmasını gerektirir, bu da genellikle entübasyon ve mekanik ventilasyonu zorunlu kılar. Fare gerginliği, vücut ağırlığı ve yaş, anesteziklere duyarlılığı etkiler6. Yetişkin fareler çok çeşitli ajanlarla uyuşturulabilir, entübasyon için yaygın bir rejim 100/13/0.5 mg / kg 6,7’de ketamin / ksilazin / atropindir. Yenidoğan fareleri (0-7 günlük) merkezi bir ağrı refleksinden yoksundur ve buz üzerinde etkili bir şekilde hareketsiz hale getirilebilir ve entübasyon olmadan ameliyata tabi tutulabilir 6,8,9. Preadolesan (8-14 günlük) fare yavruları hipotermi ile uyuşturulamaz 9,10; kardiyotorasik cerrahi için entübasyon gerektirirler. 14 günden küçük preadolesan farelerde kardiyotorasik cerrahi ile ilgili daha önce yapılmış bir çalışma yoktur. Deneyimlerimize göre, 14 günlük yaşın altındaki izofluran-anestezi uygulanmış preadolesan farelerin entübasyonu zordur. 7 günden büyük fareler için bildirilen önerilen enjekte edilebilir anestezik rejim 50-150 mg / kg ketamin ve 5-10 mg / kg ksilazin10’dur. Preadolesan fareler hala nörolojik olarak gelişmektedir ve ilaçlara ve ilaç metabolizmasına verdikleri yanıtlar yetişkin hayvanlardan çok farklıdır6. Bu, sıvı, elektrolit ve asit-baz dengesizliğinin yanı sıra, yalnızca sınırlı enerji depolarını hızla tüketen yüksek metabolik hızları nedeniyle değil, aynı zamanda termoregülasyon olgunlaşmamışlıkları nedeniyle hipoglisemi ve hipotermi riskini de artırır 6,11,12. Bu nedenle, hem entübasyonu kolaylaştıran hem de ergenlik öncesi farelerin sağkalımını en üst düzeye çıkaran anestezik rejimler hakkında çok az bilgi vardır.
Burada, 10 günlük C57BL/6J fare yavrularında ağırlığı 3-8 g arasında değişen ketamin/ksilazin/atropin dozaj rejimlerini ampirik olarak titre ederek, hayvan ölümlerini en aza indirirken sonraki kardiyotorasik cerrahi için endotrakeal entübasyona izin verecek kadar anestezi düzlemi elde ettik. Ayrıca entübasyon, cerrahi ve ameliyat sonrası maternal yamyamlıktan kaynaklanan mortaliteyi azaltmak için hayvan taşıma uygulamalarını da geliştirdik.
Protocol
Representative Results
Discussion
Şu anda, kardiyotorasik cerrahi için 10 günlük farelerin anestezisi ve entübasyonu için iyi belgelenmiş bir yöntem yoktur. Bu amaçla, ketamin / ksilazin / atropin dozaj rejimlerini vücut ağırlığına göre titre ettik, böylece sırasıyla 20/4/0.12 mg / kg, 30/4/0.12 mg / kg ve 50/6/0.18 mg / kg’lık dozlar, düşük (3.15-4.49 g), orta (4.50-5.49 g) ve yüksek (5.50-8.10 g) vücut ağırlığına sahip yavruların entübasyonunu kolaylaştırdı. Entübasyon sonrası sağkalım vücut ağırlığı ile kor…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Bu çalışma, NHMRC Program Grant [ID 1074386], Leducq Transatlantik Kardiyovasküler Araştırmalarda Mükemmellik Ağı hibesi [RMG] ve RT Hall Trust [RMG & SEI] tarafından desteklenmiştir.
Materials
| Atipamezole (Antisedan) | Provet (NSW) Pty Ltd | ATIP I | |
| Atropine 600 mcg/mL | Clifford Hallam Healthcare Pty Ptd | 1957699 PFIZER-0143386 | |
| Betadine | Livingstone International | BU0520 | |
| Buprenorphine (Temgesic) | Provet (NSW) Pty Ltd | TEMG I | |
| Fiber-optic light | Leica | 3011350 | CLS 150X |
| GraphPad Prism | GraphPad Software, LLC | Version 9.1.2 | |
| Intubation platform | – | – | Any sturdy box (e.g. plastic tip box) with approximate dimensions 12 (L) x 8.5 x (W) x 7.5 cm (H) |
| Isoflurane | Provet (NSW) Pty Ltd | ISOF 07 | |
| Ketamine 100 mg/mL | Provet (NSW) Pty Ltd | KETAI1 | |
| Plastic intravenous cannula 24-gauge Polywin Safety | BD Insyte | CE0086 | 19 mm length of plastic tubing (0.7 mm outer diameter) attached to a 21mm plastic female luer lock adaptor; total volume of annula 130 μL |
| Single lumen polyethylene tube | Critchley Electrical Products Pty Ltd Auburn NSW | Outer diameter 0.61 mm, inner diameter 0.28 mm | |
| Small forceps | F.S.T. | NO 11051-10 | |
| Surgical microscope (camera optional) | Leica | M651 (Leica IC80 HD camera) | 10x and 16x objective |
| Suture 7-0 prolene | Ethicon | 8708H | |
| Suture 9-0 polypropylene monofilament | Ethicon | 2813 | |
| V-1 Tabletop with Active Scavenging isoflurane anesthesia systm | VetEquip | 901820 | |
| Vented 2-Liter plexiglass induction chamber | VetQuip Pty Ltd | 942102 | 25 cm (L) x 13 cm (W) x 11 cm (H) |
| Warming lamp | Brilant Lighting | 99223 | |
| Xylazine | Provet (NSW) Pty Ltd | XYLA Z 2 |
References
- Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovascular Research. 74 (1), 29-38 (2007).
- Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
- Porrello, E. R., et al. Regulation of neonatal and adult mammalian heart regeneration by the miR-15 family. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (1), 187-192 (2013).
- Naqvi, N., et al. A proliferative burst during preadolescence establishes the final cardiomyocyte number. Cell. 157 (4), 795-807 (2014).
- Bogush, N., et al. DUSP5 expression in left ventricular cardiomyocytes of young hearts regulates thyroid hormone (T3)-induced proliferative ERK1/2 signaling. Scientific Reports. 10 (1), 21918 (2020).
- Flecknell, P. . Laboratory Animal Anaesthesia. Third edition. , (2009).
- Iismaa, S. E., et al. Cardiac hypertrophy limits infarct expansion after myocardial infarction in mice. Scientific Reports. 8 (1), 6114 (2018).
- Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice. Nature Protocols. 9 (2), 305-311 (2014).
- . Anesthesia and Analgesia: Neonatal Mice and Rats Available from: https://www.bu.edu/researchsupport/compliance/animal-care/working-with-animals/anesthesia/anesthesia-and-analgesia-neonatal-mice-and-rats-iacuc/ (2019)
- . Mouse-Specific Anesthesia Guidance Available from: https://research.utexas.edu/qpcontent/uploads/sites/7/2020/02/Mouse_Anesthesia_guidance_ARC_112519.pdf (2019)
- Paddleford, R. . Manual of Small Animal Anaesthesia. Second edition. , (2000).
- Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. Institute for Laboratory Animal Research Journal. 53 (1), 55-69 (2012).
- Daubenspeck, J. A., Li, A., Nattie, E. E. Acoustic plethysmography measures breathing in unrestrained neonatal mice. Journal of Applied Physiology. 104 (1), 262-268 (2008).
- Lim, R., et al. Measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography. Journal of Visulaized Experiments. (90), e51755 (2014).
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
- Du, X. -. J., Gao, X., Ramsey, D. Surgical methods of inducing transverse aortic stenosis and myocardial infarction in the mouse. Asia Pacific Heart Journal. 7 (3), 187-192 (1998).
- Wu, J., et al. Anesthesia and intubation of 10-Day old C57BL/6J mouse pups for cardiothoracic surgery. Research Square. , (2021).
- Silver, L. M. Mouse Genetics: Concepts and Applications. Mouse Genome Informatics, The Jackson Laboratory. , (2008).
- West, G. B., Woodruff, W. H., Brown, J. H. Allometric scaling of metabolic rate from molecules and mitochondria to cells and mammals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, 2473-2478 (2002).
- Moscovitz, J. E., Aleksunes, L. M. Establishment of metabolism and transport pathways in the rodent and human fetal liver. International Journal of Molecular Science. 14 (12), 23801-23827 (2013).
- Blevins, C. E., Celeste, N. A., Marx, J. O. Effects of oxygen supplementation on injectable and inhalant anesthesia in C57BL/6 mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 60 (3), 289-297 (2021).
