Summary

Heterotope zervikale Herztransplantation der Maus mit Gefäßmanschetten

Published: June 23, 2022
doi:

Summary

Maus-Herztransplantationsmodelle stellen wertvolle Forschungswerkzeuge für die Untersuchung der Transplantationsimmunologie dar. Das vorliegende Protokoll beschreibt die heterotope zervikale Herztransplantation der Maus, bei der Manschetten auf die gemeinsame Halsschlagader des Empfängers und den Lungenarterienstamm des Spenders gelegt werden, um einen laminaren Blutfluss zu ermöglichen.

Abstract

Murine Modelle der Herztransplantation werden häufig verwendet, um Ischämie-Reperfusionsverletzungen, angeborene und adaptive Immunantworten nach Transplantation und den Einfluss immunmodulatorischer Therapien auf die Transplantatabstoßung zu untersuchen. Die heterotope zervikale Herztransplantation bei Mäusen wurde erstmals 1991 mit genähten Anastomosen beschrieben und anschließend modifiziert, um Manschettentechniken einzubeziehen. Diese Änderung ermöglichte verbesserte Erfolgsquoten, und seitdem gab es mehrere Berichte, die weitere technische Verbesserungen vorgeschlagen haben. Die Translation in eine breitere Anwendung bleibt jedoch aufgrund der technischen Schwierigkeiten im Zusammenhang mit Transplantatanastomosen begrenzt, die Präzision erfordern, um eine angemessene Länge und ein angemessenes Kaliber der Manschetten zu erreichen, um vaskuläre anastomotische Verdrehungen oder übermäßige Spannungen zu vermeiden, die zu Schäden am Transplantat führen können. Das vorliegende Protokoll beschreibt eine modifizierte Technik zur Durchführung einer heterotopen zervikalen Herztransplantation bei Mäusen, bei der Manschetten an der gemeinsamen Halsschlagader des Empfängers und der Lungenarterie des Spenders in Übereinstimmung mit der Richtung des Blutflusses platziert werden.

Introduction

Abbott et al. veröffentlichten 1964 die erste Beschreibung der heterotopen abdominalen Herztransplantation bei Ratten. Diese Operationstechniken wurden 1969 von Ono et al. verfeinert und vereinfacht2. Corry et al. beschrieben erstmals 1973 eine Methode zur heterotopen abdominalen Herztransplantation bei Mäusen; Ähnlich wie bei den zuvor berichteten Rattenmodellen beinhaltete dies eine Anpflanzung in den Bauch des Wirts mit Revaskularisierung durch End-to-Side-Anastomosen der Lungenarterie des Spenders und aufsteigende Aorta zur unteren Vena cava bzw. Bauchaorta des Empfängers3. Die heterotope zervikale Herztransplantation bei Ratten wurde 1971 von Heron unter Verwendung von Teflonmanschetten aus 16 G (1,6 mm Außendurchmesser) intravenösen Kathetern beschrieben4. Chen5 und Matsuura et al.6 berichteten 1991 über eine heterotope zervikale Herztransplantation bei Mäusen, deren Techniken sich hauptsächlich in ihrer Methode der Re-Anastomose unterschieden. Chens Ansatz beinhaltete Nähte von Anastomosen der aufsteigenden Aorta des Spenders an die Halsschlagader des Empfängers und die Lungenarterie des Spenders an die äußere Halsvene des Empfängers5. Aufgrund der fortgeschrittenen technischen Fähigkeiten, die für diese mikrochirurgischen Nahtanastomosen erforderlich sind, war ein erheblicher Zeit- und Erfahrungsaufwand erforderlich, um eine hohe Erfolgsquote zu erzielen. Matsuura et al. beschrieben eine Methode, die eine nicht nahtlose Manschettentechnik verwendet, ähnlich der von Heron, die End-to-End-Anastomosen mit der extra-luminalen Platzierung von Manschetten beinhaltete. Er fertigte Teflonmanschetten aus 22 G (0,8 mm Außendurchmesser) und 24 G (0,67 mm Außendurchmesser) intravenösen Kathetern und platzierte sie über der äußeren Halsschlagader des Empfängers bzw.der Arteria carotis communis 6. Diese Manschetten wurden dann in die Lungenarterie und Aorta des Spenders gelegt und durch Binden einer Nahtligatur um die Verbindung gesichert. Dieser Ansatz führte zu einer verbesserten Erfolgsquote. Am wichtigsten war, dass es zu einer Verkürzung der Zeit führte, die benötigt wurde, um beide zervikalen Anastomosen zu vervollständigen, wodurch die warme ischämische Zeit des Transplantats auf weniger als ein Drittel derjenigen mit der Bauchnahtmethode reduziert wurde. Da die Manschetten um die äußere Oberfläche des Gefäßes gelegt werden, ist außerdem kein Fremdkörper dem Gefäßlumen ausgesetzt, was die Möglichkeit einer Thrombose nach der Operation weitgehend reduziert7. In der Zwischenzeit bietet die Verwendung der Manschettentechnik Unterstützung um die Gefäße an der Stelle der Anastomose, ohne dass eine Naht erforderlich ist, was das Risiko von Blutungen nach der Revaskularisation verringert6.

Zahlreiche Überarbeitungen dieser Technik wurden vorgeschlagen. Um der kurzen Länge der gewöhnlichen Halsschlagader der Maus (ca. 5 mm) gerecht zu werden, entwickelten Tomita et al.8 eine Modifikation dieser Technik mit einer kleineren arteriellen Manschette (0,6 mm Außendurchmesser), wobei auf Haltenähte verzichtet wurde und die Arterie stattdessen mit einer feinen Pinzette direkt durch die Manschette gezogen wurde. Wang et al. vereinfachten diesen Ansatz weiter, indem sie 22 G- und 24 G-Manschetten auf die rechte Lungenarterie des Spenders bzw. die rechte gemeinsame Halsschlagader des Empfängers legten9. Verschiedene Berichte haben Änderungen an diesen Ansätzen beschrieben, einschließlich der Verwendung von speziellen Manschetten, mikrochirurgischen Klemmen, Gefäßdilatatoren und Kardioplegie10,11,12. Bemerkenswerterweise beinhalten alle diese Methoden die retrograde Zirkulation von Blut durch das Herz, wobei Blut von der gemeinsamen Halsschlagader des Empfängers zur Spenderaorta, den Koronararterien und dem Koronarsinus fließt, sich dann in den rechten Vorhof entleert und aus der Lungenarterie in die externe Jugularvene des Empfängers austritt.

Im Vergleich zur Anpflanzung im Bauchraum bietet die zervikale Herztransplantation mehrere Vorteile. Wie bereits erwähnt, ermöglicht die zervikale Exposition eine schnellere Revaskularisation und kürzere warme ischämische Zeiten6. Die zervikale Methode ist auch weniger invasiv und ist mit kürzeren postoperativen Erholungszeiten verbunden, da sie eine Laparotomie vermeidet6. Wichtig ist, dass End-to-End-Anastomosen mit Manschetten anstelle von Ende-zu-Seite-Anastomen durchgeführt werden können, was das Risiko von Komplikationen wie anastomotischen Blutungen verringert. Der abdominale Ansatz stellt auch ein erhöhtes Risiko für thrombotische Komplikationen in der Bauchaorta oder der unteren Hohlvene dar, was zu Rückenmarksischämie und Hintergliedmaßenlähmung führt. Die oberflächliche zervikale Lage des Transplantats ermöglicht einen einfachen Zugang zur Beurteilung der Transplantatlebensfähigkeit durch Palpation, Elektrokardiographie und invasive oder nicht-invasive Bildgebung. Obwohl die zervikalen Transplantate nach der Reperfusion die spontane Herzaktivität wieder aufnehmen, haben sie keinen signifikanten Einfluss auf die systolischen und diastolischen Parameter des Empfängers. Dieses Modell liefert wertvolle Erkenntnisse für die Untersuchung zellulärer Reaktionen nach Transplantationen, wie Ischämie-Reperfusionsverletzungen und Transplantatabstoßung. Darüber hinaus bietet dieses Modell einen idealen Ansatz für die Bildgebung nach der Transplantation, wie intravitale Zwei-Photonen-Mikroskopie oder Positronen-Emissions-Tomographie (PET). Zu diesem Zweck hat unser Labor zuvor Methoden zur Abbildung von bewegten Geweben und Organen in der Maus berichtet, einschließlich schlagender Mausherzen und Aortenbogentransplantate nach heterotoper zervikaler Transplantation, um den Leukozytentransport während einer Ischämie-Reperfusionsverletzung und innerhalb atherosklerotischer Plaques zu visualisieren 13,14,15 . Darüber hinaus eignet sich dieses Modell aufgrund seiner oberflächlichen Lage und leichten Exposition für die kardiale Retransplantation16.

Dieser Bericht beschreibt eine Technik, die einen laminaren Blutfluss mit der äußeren Platzierung der Gefäßmanschetten an den Gefäßen ermöglicht, aus denen der Blutfluss stammt. Dies ermöglicht einen reibungslosen Übergang des Blutflusses von einem Gefäß zum nächsten und vermeidet die Freilegung des distalen Gefäßrandes in das Gefäßlumen. Darüber hinaus verwendet die Technik eine größere 20-G-Manschette anstelle der zuvor verwendeten 22-G-Manschetten für die Spenderpulmonalarterie, um eine ausreichende Rückkehr des Blutflusses zum Empfänger zu gewährleisten.

Protocol

Alle Verfahren zur Handhabung von Tieren wurden in Übereinstimmung mit den NIH Care and Use of Laboratory Animals Richtlinien durchgeführt und vom Animal Studies Committee der Washington University School of Medicine genehmigt. Herzen von C57BL/6 (B6) und BALB/c Mäusen (mit einem Gewicht von 20-25 g) wurden in geschlechtsspezifische B6-Empfänger (6-8 Wochen alt) transplantiert. Die Mäuse wurden aus kommerziellen Quellen gewonnen (siehe Materialtabelle). Syngene Transplantate wurden durchgeführt, um…

Representative Results

Dieses heterotopische Herztransplantationsmodell der Maus wurde verwendet, um über 1.000 Transplantationen in unserem Labor mit einer Überlebensrate von etwa 97% durchzuführen. Die Erfolgsrate ist etwas höher als frühere Berichte mit anderen zervikalen heterotopen Herztransplantationstechniken bei Mäusen10,11,20. Dies könnte möglicherweise auf die größere 20-G-Manschette zurückzuführen sein, die an der Spenderpulmona…

Discussion

Mit dieser Technik kann die heterotope zervikale Herztransplantation der Maus in weniger als 40 Minuten von einem erfahrenen Mikrochirurgen und in etwa 60 Minuten von einem Einsteiger-Mikrochirurgen durchgeführt werden. Während die zervikale Herztransplantation in zahlreichen Tiermodellen untersucht wurde, bleibt ein Mausmodell aufgrund mehrerer gut definierter genetischer Stämme, genetischer Veränderungsfähigkeiten und der Verfügbarkeit zahlreicher Reagenzien, einschließlich monoklonaler Antikörper, der Goldstan…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

DK wird von den National Institutes of Health Grants 1P01AI116501, R01HL094601, R01HL151078, Veterans Administration Merit Review Grant 1I01BX002730 und The Foundation for Barnes-Jewish Hospital unterstützt.

Materials

6-0 braided silk ties Henry Schein Inc 7718729
0.75% Providone iosine scrub Priority Care Inc NDC 57319-327-0
10-0 nylon suture Surgical Specialties Corporation AK-0106
655-nm nontargeted Q-dots Invitrogen Q21021MP
70% Ethanol Pharmco Products Inc 111000140
8-0 braided silk ties Henry Schein Inc 1005597
Adson forceps Fine Science Tools Inc 91127-12
BALB/c and C57BL/6 mice (6-8 weeks) Jackson Laboratories
Bipolar coagulator Valleylab Inc SurgII-20, E6008/E6008B
Carprofen (Rimadyl) injection Transpharm 35844
Carprofen (Rimadyl) oral chewable tablet Transpharm 38995/37919
Custom-built 2P microscope running ImageWarp acquisition software A&B Software
Dumont no. 5 forceps Fine Science Tools Inc 11251-20
Fine vannas style spring scissors Fine Science Tools Inc 15000-03
GraphPad Prism 5.0 Sun Microsystems Inc.
Halsey needle holder Fine Science Tools Inc 91201-13
Halsted-Mosquito clamp curved tip Fine Science Tools Inc 91309-12
Harvard Apparatus mouse ventilator model 687 Harvard Apparatus MA1 55-0001
Heparin solution (100 U/mL) Abraxis Pharmaceutical Products 504031
Imaris Bitplane
Ketamine (50 mg/kg) Wyeth 206205-01
Microscope—Leica Wild M651 × 6–40 magnification Leica Microsystems
Moria extra fine spring scissors Fine Science Tools Inc 15396-00
Ohio isoflurane vaporizer Parkland Scientific V3000i
Qdots ThermoFisher 1604036
S&T SuperGrip Forceps angled tip Fine Science Tools Inc 00649-11
S&T SuperGrip Forceps straight tip Fine Science Tools Inc 00632-11
Sterile normal saline (0.9% (wt/vol) sodium chloride Hospira Inc NDC 0409-4888-20
Sterile Q-tips (tapered mini cotton tipped 3-inch applicators) Puritan Medical Company LLC 823-WC
Surflow 20 gauge 1/4-inch Teflon angiocatheter Terumo Medical Corporation SR-OX2032CA
Surflow 24 gauge 3/4-inch Teflon angiocatheter Terumo Medical Corporation R-OX2419CA
ThermoCare Small Animal ICU System (recovery settings 3 L/min O2, 80 °C, 40% humidity) Thermocare Inc
VetBond Santa Cruz Biotechnology SC361931 NC0846393
Xylazine (10 mg/kg) Lloyd Laboratories 139-236

References

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Cite This Article
Li, W., Shepherd, H. M., Krupnick, A. S., Gelman, A. E., Lavine, K. J., Kreisel, D. Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs. J. Vis. Exp. (184), e64089, doi:10.3791/64089 (2022).

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