Summary

利用血管袖带的小鼠异位宫颈心脏移植

Published: June 23, 2022
doi:

Summary

小鼠心脏移植模型是研究移植免疫学的宝贵研究工具。本方案详细介绍了小鼠异位宫颈心脏移植,涉及在受体的颈总动脉和供体的肺动脉干上放置袖带以允许层流血流。

Abstract

心脏移植的小鼠模型经常用于研究缺血再灌注损伤、移植后的先天性和适应性免疫应答,以及免疫调节疗法对移植排斥反应的影响。小鼠异位宫颈心脏移植于1991年首次使用缝合吻合术进行描述,随后进行了修改以包括袖带技术。这种修改可以提高成功率,从那时起,已经有多份报告提出了进一步的技术改进。然而,由于与移植物吻合术相关的技术困难,转化为更广泛的应用仍然有限,这需要精确地达到足够的袖带长度和口径,以避免血管吻合口扭曲或过度紧张,这可能导致移植物受损。本协议描述了一种用于在小鼠中进行异位宫颈心脏移植的改进技术,该技术涉及将袖带放置在受者的颈总动脉和供体的肺动脉上,与血流方向对齐。

Introduction

Abbott等人于 1964年发表了1首关于大鼠异位腹心移植的描述。这些手术技术由小野等人在1969年改进和简化2。Corry等于1973年首次描述了一种在小鼠中进行异位腹心移植的方法;与先前报道的大鼠模型类似,这涉及通过供体肺动脉的端对侧吻合和升主动脉分别将血运重建到受者的下腔静脉和腹主动脉,从而植入宿主的腹部3。Heron于1971年使用由16G(外径1.6mm)静脉导管制成的特氟龙袖带描述了大鼠异位宫颈心脏移植4。Chen5 和Matsuura等人6后来 在1991年报道了小鼠的异位宫颈心脏移植,其技术主要在再吻合方法上有所不同。Chen的方法包括将供体的升主动脉缝合到受体的颈动脉,将供体的肺动脉缝合到受体的颈外静脉5。由于这些显微外科缝合吻合术需要先进的技术技能,因此需要大量的时间和经验才能实现高成功率。Matsuura等人描述了一种利用非缝合袖带技术的方法,类似于Heron使用的方法,该方法涉及使用袖带的腔外放置进行端到端吻合。他用 22 G(外径 0.8 毫米)和 24 克(外径 0.67 毫米)静脉导管制作了特氟龙袖带,并分别将它们放置在接受者的颈外静脉和颈总动脉上6.然后将这些袖带放置在供体的肺动脉和主动脉内,并通过在连接处周围绑上缝合线来固定。这种方法转化为更高的成功率。最重要的是,它缩短了完成两个颈部吻合所需的时间,从而将移植物的温暖缺血时间减少到使用腹部缝合方法的三分之一以下。此外,由于袖带放置在血管外表面周围,因此没有异物暴露在血管腔内,这大大降低了手术后血栓形成的可能性7。同时,使用袖带技术在吻合部位的血管周围提供支撑,而无需任何缝合,从而降低了血运重建后出血的风险6

已经提出了对这种技术的多次修订。为了适应小鼠颈总动脉的短长度(约5毫米),Tomita等人8开发了这种技术的改进,使用较小的动脉袖带(外径0.6毫米),同时省略了保持缝合线并用细镊子直接将动脉拉过袖带。Wang等人进一步简化了这种方法,分别在供体的右肺动脉和受者的右颈总动脉上放置22 G和24 G袖带9。各种报告描述了对这些方法的修改,包括使用专用袖带、显微外科夹具、血管扩张器和心脏停搏101112。值得注意的是,所有这些方法都涉及血液通过心脏的逆行循环,血液从受体颈总动脉流向供体主动脉,冠状动脉,冠状窦,然后排空到右心房并从肺动脉退出进入受体颈外静脉。

与腹部植入相比,宫颈心脏移植具有多种优势。如前所述,宫颈暴露可以更快地进行血运重建和更短的温暖缺血时间6。宫颈法的侵入性也较小,并且由于避免了剖腹手术6,因此术后恢复时间较短。重要的是,可以进行带袖带的端到端吻合术,而不是端对侧吻合术,从而降低吻合口出血等并发症的风险。腹部入路也增加了在腹主动脉或下腔静脉发生血栓并发症的风险,导致脊髓缺血和后肢麻痹。移植的宫颈浅表位置便于通过触诊、心电图和有创或非侵入性成像进行移植物活力评估。虽然宫颈移植物在再灌注后恢复自发的心脏活动,但它们不会显着影响受者的收缩和舒张期参数。该模型为研究移植后的细胞反应提供了有价值的见解,例如缺血再灌注损伤和移植排斥反应。此外,该模型提供了一种理想的方法,允许移植后成像,例如活体双光子显微镜或正电子发射断层扫描(PET)成像。为此,我们的实验室之前已经报道了对小鼠中移动组织和器官进行成像的方法,包括异位宫颈移植后的跳动鼠心脏和主动脉弓移植物,以可视化缺血再灌注损伤期间和动脉粥样硬化斑块内的白细胞运输,分别131415.此外,由于其表面位置和易于暴露,该模型适用于心脏再移植16

本报告描述了一种允许层流血流的技术,该技术通过将血管袖带外部放置在血流起源的血管上来实现。这允许血流从一血管平稳过渡到另一血管,避免远端血管边缘暴露在血管腔中。此外,该技术使用更大的20 G袖带,而不是以前使用的22 G袖带,用于供体肺动脉,以确保充足的血流返回受体。

Protocol

所有动物处理程序均按照NIH实验动物护理和使用指南进行,并得到华盛顿大学医学院动物研究委员会的批准。将来自C57BL / 6(B6)和BALB / c小鼠(重量20-25g)的心脏移植到性别匹配的B6受体(6-8周龄)中。小鼠是从商业来源获得的(见 材料表)。进行同源移植以评估与缺血再灌注损伤相关的细胞反应,并进行同种异体移植以研究与移植物耐受性和排斥反应有关的免疫机制。B6溶菌酶M-绿…

Representative Results

该小鼠宫颈异位心脏移植模型已用于我们实验室的1,000多例移植,存活率约为97%。成功率略高于先前在小鼠中使用其他宫颈异位心脏移植技术的报告10,11,20。这可能归因于放置在供体肺动脉上的更大的20 G袖带,以确保血流充分返回受体(图1B,C)。此外,在目前技术中,血流与袖带放置?…

Discussion

利用这种技术,经验丰富的显微外科医生可以在不到40分钟的时间内进行小鼠异位宫颈心脏移植,入门级显微外科医生可以在大约60分钟内进行小鼠异位宫颈心脏移植。虽然宫颈心脏移植已经在许多动物模型中进行了研究,但由于多种明确定义的遗传菌株、遗传改变能力以及包括单克隆抗体在内的多种试剂的可用性,小鼠模型仍然是黄金标准24。这里描述的技术为移植后监测提供?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

DK得到了美国国立卫生研究院拨款1P01AI116501,R01HL094601,R01HL151078,退伍军人管理局功绩审查拨款1I01BX002730和巴恩斯犹太医院基金会的支持。

Materials

6-0 braided silk ties Henry Schein Inc 7718729
0.75% Providone iosine scrub Priority Care Inc NDC 57319-327-0
10-0 nylon suture Surgical Specialties Corporation AK-0106
655-nm nontargeted Q-dots Invitrogen Q21021MP
70% Ethanol Pharmco Products Inc 111000140
8-0 braided silk ties Henry Schein Inc 1005597
Adson forceps Fine Science Tools Inc 91127-12
BALB/c and C57BL/6 mice (6-8 weeks) Jackson Laboratories
Bipolar coagulator Valleylab Inc SurgII-20, E6008/E6008B
Carprofen (Rimadyl) injection Transpharm 35844
Carprofen (Rimadyl) oral chewable tablet Transpharm 38995/37919
Custom-built 2P microscope running ImageWarp acquisition software A&B Software
Dumont no. 5 forceps Fine Science Tools Inc 11251-20
Fine vannas style spring scissors Fine Science Tools Inc 15000-03
GraphPad Prism 5.0 Sun Microsystems Inc.
Halsey needle holder Fine Science Tools Inc 91201-13
Halsted-Mosquito clamp curved tip Fine Science Tools Inc 91309-12
Harvard Apparatus mouse ventilator model 687 Harvard Apparatus MA1 55-0001
Heparin solution (100 U/mL) Abraxis Pharmaceutical Products 504031
Imaris Bitplane
Ketamine (50 mg/kg) Wyeth 206205-01
Microscope—Leica Wild M651 × 6–40 magnification Leica Microsystems
Moria extra fine spring scissors Fine Science Tools Inc 15396-00
Ohio isoflurane vaporizer Parkland Scientific V3000i
Qdots ThermoFisher 1604036
S&T SuperGrip Forceps angled tip Fine Science Tools Inc 00649-11
S&T SuperGrip Forceps straight tip Fine Science Tools Inc 00632-11
Sterile normal saline (0.9% (wt/vol) sodium chloride Hospira Inc NDC 0409-4888-20
Sterile Q-tips (tapered mini cotton tipped 3-inch applicators) Puritan Medical Company LLC 823-WC
Surflow 20 gauge 1/4-inch Teflon angiocatheter Terumo Medical Corporation SR-OX2032CA
Surflow 24 gauge 3/4-inch Teflon angiocatheter Terumo Medical Corporation R-OX2419CA
ThermoCare Small Animal ICU System (recovery settings 3 L/min O2, 80 °C, 40% humidity) Thermocare Inc
VetBond Santa Cruz Biotechnology SC361931 NC0846393
Xylazine (10 mg/kg) Lloyd Laboratories 139-236

References

  1. Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Jr., Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. The Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
  2. Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
  3. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplantation Proceedings. 5 (1), 733-735 (1973).
  4. Heron, I. A technique for accessory cervical heart transplantation in rabbits and rats. Acta Pathologica Microbiologica Scandinavica Section A Pathology. 79 (4), 366-372 (1971).
  5. Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
  6. Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).
  7. Yu, Y. et al. Cuff anastomosis of both renal artery and vein to minimize thrombosis: a novel method of kidney transplantation in mice. Journal of Investigative Surgery. 35 (1), 56-60 (2022).
  8. Tomita, Y. et al. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).
  9. Wang, Q., Liu, Y., Li, X. K. Simplified technique for heterotopic vascularized cervical heart transplantation in mice. Microsurgery. 25 (1), 76-79 (2005).
  10. Oberhuber, R. et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. 92, e50753 (2014).
  11. Ratschiller, T. et al. Heterotopic cervical heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. 102, e52907 (2015).
  12. Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model. Journal of Visualized Experiments. 180, e63504 (2022).
  13. Li, W. et al. Intravital 2-photon imaging of leukocyte trafficking in beating heart. Journal of Clinical Investigation. 122 (7), 2499-2508 (2012).
  14. Kreisel, D. et al. In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (42), 18073-18078 (2010).
  15. Li, W. et al. Visualization of monocytic cells in regressing atherosclerotic plaques by intravital 2-photon and positron emission tomography-based imaging-brief report. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (5), 1030-1036 (2018).
  16. Li, W. et al. Lung transplant acceptance is facilitated by early events in the graft and is associated with lymphoid neogenesis. Mucosal Immunology. 5 (5), 544-554 (2012).
  17. Faust, N., Varas, F., Kelly, L. M., Heck, S., Graf, T. Insertion of enhanced green fluorescent protein into the lysozyme gene creates mice with green fluorescent granulocytes and macrophages. Blood. 96 (2), 719-726 (2000).
  18. Krupnick, A. S. et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
  19. Westhofen, S. et al. The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading – Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring. PLoS One. 14 (4), e0214513 (2019).
  20. Ma, Y. et al. Optimization of the cuff technique for murine heart transplantation. Journal of Visualized Experiments. 160, e61103 (2020).
  21. Latchana, N., Peck, J. R., Whitson, B., Black, S. M. Preservation solutions for cardiac and pulmonary donor grafts: a review of the current literature. Journal of Thoracic Disease. 6 (8), 1143-1149 (2014).
  22. Hartley, C. J. et al. Doppler velocity measurements from large and small arteries of mice. American Journal of Physiology – Heart and Circulatory Physiology. 301 (2), H269-278 (2011).
  23. Bovenkamp, P. R. et al. Velocity mapping of the aortic flow at 9.4 T in healthy mice and mice with induced heart failure using time-resolved three-dimensional phase-contrast MRI (4D PC MRI). MAGMA. 28 (4), 315-327 (2015).
  24. Wang, H. Small animal models of xenotransplantation. Methods in Molecular Biology. 885, 125-153 (2012).
  25. Martins, P. N. Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation. Microsurgery. 28 (7), 565-570 (2008).
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Li, W., Shepherd, H. M., Krupnick, A. S., Gelman, A. E., Lavine, K. J., Kreisel, D. Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs. J. Vis. Exp. (184), e64089, doi:10.3791/64089 (2022).

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