Summary

Uyanık, Kafaya Sabitlenmiş Sıçanların Nörogörüntülemesi için Kafa İmplantları

Published: September 07, 2022
doi:

Summary

Uyanık, kafası sabitlenmiş sıçanların fonksiyonel görüntülemesi için ayrıntılı yeni bir prosedür tanımlanmıştır.

Abstract

Preklinik ve temel bilimsel araştırmalarda yaygın olarak kullanılan anestezikler, beynin metabolik, nöronal ve vasküler fonksiyonları üzerinde depresif bir etkiye sahiptir ve nörofizyolojik sonuçları olumsuz yönde etkileyebilir. Araştırma çalışmaları için uyanık hayvanların kullanılması avantajlıdır, ancak veri toplama boyunca hareket artefaktlarını en aza indirmek için hayvanları sakin ve sabit tutmanın en büyük zorluğunu ortaya koymaktadır. Daha küçük boyutlu kemirgenlerde (örneğin, fareler) uyanık görüntüleme çok yaygındır, ancak sıçanlar daha büyük, daha güçlü olduğu ve görüntüleme için gereken uzun süreler boyunca hareket kısıtlamalarına ve kafa fiksasyonuna karşı çıkma eğilimi daha yüksek olduğu için sıçanlarda yetersiz kalır. Özelleştirilmiş elle dikilmiş askılar, 3D baskılı kafa implantları, kafa kapakları ve bir kafa çerçevesi kullanılarak uyanık, başa sabitlenmiş sıçanların yeni bir nörogörüntüleme modeli açıklanmaktadır. Tek bıyıklı stimülasyonun tek bir denemesinden sonra elde edilen sonuçlar, uyarılmış fonksiyonel yanıtın yoğunluğunda bir artış olduğunu göstermektedir. Uyandırılan fonksiyonel yanıtın uyanık, başa sabitlenmiş sıçanlardan elde edilmesi, anestezi uygulanan sıçanlardan daha hızlıdır, güvenilir, tekrarlanabilir ve tekrarlanan uzunlamasına çalışmalar için kullanılabilir.

Introduction

Temel, preklinik ve translasyonel bilimsel nörogörüntüleme araştırmalarının çoğu anestezi uygulanan hayvanlardan elde edilir 1,2. Anestezikler deneyleri kolaylaştırır, ancak beynin ve vücudun metabolizmasını, kan basıncını ve kalp atış hızını sürekli olarak etkiler3. Anestezinin türü ve uygulama süresi ve yolu, tekrarlanabilirliğe ve translasyonel başarısızlıklara katkıda bulunabilecek veri yorumlamasına kafa karıştırıcı değişkenler eklemektedir4. Uyanık, kafası sabitlenmiş sıçan nörogörüntüleme çalışmalarının önemli bir darboğazı, sıçanı hazırlık ve veri toplama süreçleri boyunca sabit ve sakin tutma gerekliliğidir. Küçük hareketler, veri analizini ve yorumlarını olumsuz yönde etkileyebilecek yersiz hareket eserleri üretir.

Özelleştirilmiş askılar, üç boyutlu (3D) baskılı kafa implantları, kafa kapakları ve kolay deney için çeşitli avantajlar sunan bir kafa çerçevesi kullanan uyanık, başa sabitlenmiş sıçanlardan yeni bir nörogörüntüleme modeli geliştirilmiştir. 3D kafa implantı hafiftir ve transfiksasyon için gereken kafatasının küçük bir bölümünü kaplar. 3D baskılı kafa implantları ve kapakları, bilgisayar destekli tasarım (CAD) yazılımı kullanılarak tasarlanmıştır. Bıyık stimülasyonu, veri toplama, veri analizi ve anestezi uygulanan sıçanlardan elde edilen sonuçların protokolleri önceki çalışmalarda ayrıntılı olarak açıklanmıştır 5,6,7.

Protocol

Tüm prosedürler Ulusal Sağlık Enstitüsü yönergelerine uygundu ve Kaliforniya Üniversitesi, Irvine Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından onaylandı. Bu çalışmada yedi erkek ve bir dişi sıçan (Sprague-Dawley, ağırlık: 185-350 g) kullanılmıştır. Çalışma tamamlandıktan sonra, sıçanlar aşırı dozda karbondioksit kullanılarak kurban edildi. 1. Farklı bileşenlerin tasarımı Kafa implantının tasarımı:CAD yazılımın…

Representative Results

Anestezi uygulanan bir sıçanın tek bir çalışmasından elde edilen temsili optik görüntüleme sinyalleri ve uyanık bir sıçanın toplam yanıtı (toplanan 40 çalışmadan) gösterilmiştir (Şekil 4). Uyanık bir sıçanın tek bıyıklı stimülasyonu için sinyal yoğunluğu, anestezi uygulanan sıçandan daha yüksek bir eşikte görselleştirilebilir ve uyanık hayvandan daha güçlü bir sinyal gösterir. Sıçanların C2 bıyıkları, 1 s boyunca 5 Hz’de uyarılır ve fonksiy…

Discussion

Uyanık, kafası sabit sıçan görüntülemenin kullanılması, kolaylık ve özelleştirme açısından birçok avantaj sunar. Özel olarak tasarlanmış askılar, sıçanların nefes alabilen ağ malzemesinden sarılmasına izin vererek, hayvanları uzun süre kapalı, plastik kısıtlama odalarına kapatma ihtiyacını ortadan kaldırır10,11. Sıçanlar, sıçanlarda hafif sedasyon seviyelerinin (1.0-2.5 mg / kg) altında çok düşük dozda asepromazin kull…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Clara Jones, James Stirwalt, Linh Hoang, Young Joon Ha ve Amirsoheil Zareh’e sıçanların eğitimi ve sapanların hazırlanması sırasındaki yardımları için teşekkür ederiz. Finansman Ulusal Sağlık Enstitüleri (NIH, Hibe Numarası: NS119852) ve Leducq Vakfı (Hibe Numarası: 15CVD02) tarafından sağlanmıştır.

Materials

Rats Charles River Sprague Dawley
Isoflurane Pivetal 21295098 General anesthetic
Lidocaine HCl 2% injection Phoenix L-2000-04 Local anesthetic
Atropine sulfate injection Vedco 5098907512 Help in respiration
Lactated Ringer's injection solution Vedco 50989088317
Flunixin injection Vedco 6064408670 Pain management
Enrosite injection (Enrofloxacin 2.27%) VetOne 501084 Avoid infection
PromAce injection (Acepromazine maleate) Beohringer Ingelheim 136059
Animax ointment Dechra Veterinary Products 122-75 active ingredients of nystatin 1000units per gram, neomycin sulfate 2.5mg per gram, thiostrepton 2500 units per gram, and triamcinolone acetonide 1mg per gram
Puralube ophthalmic ointment Dechra Veterinary Products 211-38
Povidone-iodine PVP prep pads Medline MDS093917 Betadine generic
Isopropyl alcohol swabs BD 326895
Vetbond tissue adhesive 3M 1469SB
Bur (drill bit), standard operatory carbide SS White Burs 14829 #3 bur
Screws, 00-90 x 1/8 flat head stainless steel J.I. Morris F0090CE125 Anchor screws
Stereotaxic system Kopf Instruments 1430
Homeothermic heating blanket Harvard Apparatus 50-7220-F
Pulse oximeter & heart rate monitor Kent Scientific MouseStat Jr.
Petrolatum Fisher Scientific P66-1LB Vaseline generic
Wire, bare copper Fisher Scientific 15-545-2C 20 gauge
Teets Cold Cure powder Pearson Dental C73-0054  active ingredient: Methyl Methacrylate
Teets Cold Cure liquid Pearson Dental C73-0078  active ingredient: Methyl Methacrylate
Silicone mold rubber Smooth-On Body Double Fast silicon polymer
Metricide 28 (Germicide) Metrex Oct-05
India ink, black Pelikan 301051
Dental drill NSK Dental Ultimate XL-F
3D printer Prusa Research i3 MK3S+
Sew on fasteners Velcro 90030
Pet screening utility fabric Joann 10173334 Netting material
Bur (drill bit), standard operatory carbide SS White Burs 14829 #1 bur

References

  1. Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).
  2. Lythgoe, M. F., Sibson, N. R., Harris, N. G. Neuroimaging of animal models of brain disease. British Medical Bulletin. 65, 235-257 (2003).
  3. Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. Influence of repeated anaesthesia on physiological parameters in male Wistar rats: A telemetric study about isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl. BMC Veterinary Research. 10, 310 (2014).
  4. Uhlig, C., Krause, H., Koch, T., Gama de Abreu, M., Spieth, P. M. Anesthesia and monitoring in small laboratory mammals used in anesthesiology, respiratory and critical care research: A systematic review on the current reporting in top-10 impact factor ranked journals. PLoS One. 10 (8), 0134205 (2015).
  5. Chen-Bee, C. H., et al. Visualizing and quantifying evoked cortical activity assessed with intrinsic signal imaging. Journal of Neuroscience Methods. 97 (2), 157-173 (2000).
  6. Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Xiong, Y., Frostig, R. D. The triphasic intrinsic signal: Implications for functional imaging. The Journal of Neuroscience. 27 (17), 4572-4586 (2007).
  7. Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Lay, C. C., Frostig, R. D. Intrinsic signal optical imaging of brain function using short stimulus delivery intervals. Journal of Neuroscience Methods. 187 (2), 171-182 (2010).
  8. Scott, B. B., Brody, C. D., Tank, D. W. Cellular Resolution Functional Imaging in Behaving Rats Using Voluntary Head Restraint. Neuron. 80 (2), 371-384 (2013).
  9. Frostig, R. D., Lieke, E. E., Ts’o, D. Y., Grinvald, A. Cortical functional architecture and local coupling between neuronal activity and the microcirculation revealed by in vivo high-resolution optical imaging of intrinsic signals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (16), 6082-6086 (1990).
  10. Chang, P. C., et al. Novel method for functional brain imaging in awake minimally restrained rats. Journal of Neurophysiology. 116 (1), 61-80 (2016).
  11. Stenroos, P., et al. Awake rat brain functional magnetic resonance imaging using standard radio frequency coils and a 3D printed restraint kit. Frontiers in Neuroscience. 12, 548 (2018).
  12. Vogler, G. A., Suckow, M. A., Weisbroth, S. H., Franklin, C. L. Chapter 19 – Anesthesia and Analgesia (Second Edition). The Laboratory Rat. , 627-664 (2006).
  13. Schwarz, C., et al. The head-fixed behaving rat–Procedures and pitfalls. Somatosensory and Mot Research. 27 (4), 131-148 (2010).
  14. Roh, M., Lee, K., Jang, I. S., Suk, K., Lee, M. G. Acrylic resin molding based head fixation technique in rodents. Journal of Visualized Experiments. (107), e53064 (2016).
  15. Ferris, C. F. Applications in awake animal magnetic resonance imaging. Frontiers in Neuroscience. 16, 854377 (2022).
  16. Tiran, E., et al. Transcranial functional ultrasound imaging in freely moving awake mice and anesthetized young rats without contrast agent. Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (8), 1679-1689 (2017).
  17. Desjardins, M., et al. Awake mouse imaging: From two-photon microscopy to blood oxygen level-dependent functional magnetic resonance imaging. Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).
  18. Koletar, M. M., Dorr, A., Brown, M. E., McLaurin, J., Stefanovic, B. Refinement of a chronic cranial window implant in the rat for longitudinal in vivo two-photon fluorescence microscopy of neurovascular function. Scientific Reports. 9, 5499 (2019).
  19. Drew, P. J., et al. Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull. Nature Methods. 7 (12), 981-984 (2010).
  20. Cao, R., et al. Functional and oxygen-metabolic photoacoustic microscopy of the awake mouse brain. Neuroimage. 150, 77-87 (2017).
  21. Grinvald, A., Frostig, R. D., Siegel, R. M., Bartfeld, E. High-resolution optical imaging of functional brain architecture in the awake monkey. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (24), 11559-11563 (1991).
  22. Roe, A. W. Long-term optical imaging of intrinsic signals in anesthetized and awake monkeys. Applied Optics. 46 (10), 1872-1880 (2007).
  23. Polley, D., Kvašňák, E., Frostig, R. Naturalistic experience transforms sensory maps in the adult cortex of caged animals. Nature. 429 (6987), 67-71 (2004).

Play Video

Cite This Article
Bhatti, M., Malone, H., Hui, G., Frostig, R. D. Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats. J. Vis. Exp. (187), e64324, doi:10.3791/64324 (2022).

View Video