Summary

Hovedimplantater til neuroimaging af vågne, hovedfikserede rotter

Published: September 07, 2022
doi:

Summary

En detaljeret ny procedure for funktionel billeddannelse af vågne, hovedfikserede rotter er beskrevet.

Abstract

Anæstetika, der almindeligvis anvendes i præklinisk og grundlæggende videnskabelig forskning, har en depressiv indflydelse på hjernens metaboliske, neuronale og vaskulære funktioner og kan påvirke neurofysiologiske resultater negativt. Brugen af vågne dyr til forskningsundersøgelser er fordelagtig, men udgør den store udfordring at holde dyrene rolige og stationære for at minimere bevægelsesartefakter gennem dataindsamling. Vågen billeddannelse hos gnavere af mindre størrelse (f.eks. Mus) er meget almindelig, men forbliver ringe hos rotter, da rotter er større, stærkere og har en større tendens til at modsætte sig bevægelsesbegrænsninger og hovedfiksering over de lange varigheder, der kræves til billeddannelse. En ny model for neuroimaging af vågne, hovedfikserede rotter ved hjælp af tilpassede håndsyede slynger, 3D-printede hovedimplantater, hovedhætter og en hovedramme er beskrevet. Resultaterne opnået efter et enkelt forsøg med enkelt-whisker stimulering tyder på en stigning i intensiteten af det fremkaldte funktionelle respons. Erhvervelsen af den fremkaldte funktionelle respons fra vågne, hovedfikserede rotter er hurtigere end fra bedøvede rotter, pålidelig, reproducerbar og kan bruges til gentagne langsgående undersøgelser.

Introduction

De fleste af de grundlæggende, prækliniske og translationelle videnskabelige neuroimaging undersøgelser er erhvervet fra bedøvede dyr 1,2. Anæstetika letter eksperimentering, men påvirker kontinuerligt hjernens og kroppens stofskifte, blodtryk og puls3. Typen af bedøvelsesmiddel og varigheden og administrationsvejen tilføjer forvirrende variabler til datafortolkning, der kan bidrage til reproducerbarhed og translationelle fejl4. En stor flaskehals i vågne, hovedfikserede rotteneuroimaging undersøgelser er kravet om at holde rotten stille og rolig under hele forberedelses- og dataindsamlingsprocesserne. Små bevægelser producerer uberettigede bevægelsesartefakter, som kan påvirke dataanalyse og fortolkninger negativt.

En ny model af neuroimaging fra vågne, hovedfikserede rotter ved hjælp af tilpassede slynger, tredimensionelle (3D) printede hovedimplantater, hovedhætter og en hovedramme er blevet udtænkt, der giver flere fordele for nem eksperimentering. 3D-hovedimplantatet er let og dækker en lille del af kraniet, der er nødvendigt for transfiksering. De 3D-printede hovedimplantater og hætter er designet ved hjælp af CAD-software (Computer Aided Design). Protokollerne for whisker stimulation, dataindsamling, dataanalyse og resultater fra bedøvede rotter er blevet beskrevet detaljeret i tidligere arbejde 5,6,7.

Protocol

Alle procedurer var i overensstemmelse med National Institute of Health retningslinjer og godkendt af University of California, Irvine Animal Care and Use Committee. Syv hanner og en hunrotte (Sprague-Dawley, vægt: 185-350 g) blev anvendt i denne undersøgelse. Efter undersøgelsens afslutning blev rotterne ofret ved hjælp af kuldioxid overdosis. 1. Design af forskellige komponenter Design af hovedimplantatet:Lav hovedimplantatet ved hjælp af CAD-software …

Representative Results

De repræsentative optiske billeddannelsessignaler fra et enkelt forsøg med en bedøvet rotte og den opsummerede respons (af 40 indsamlede forsøg) fra en vågen rotte er vist (figur 4). Signalintensiteten for enkeltknurhårstimulering af en vågen rotte kan visualiseres ved en højere tærskel end for den bedøvede rotte, hvilket viser et stærkere signal fra det vågne dyr. C2-knurhårene fra rotter stimuleres ved 5 Hz i 1 s, og den funktionelle respons vises som en brøkdel i forhold til…

Discussion

Brugen af vågen, hovedfikseret rottebilleddannelse giver mange fordele med hensyn til lethed og tilpasning. De specialdesignede sejl gør det muligt at pakke rotterne ind i åndbart netmateriale, hvilket eliminerer behovet for at indeslutte dyr i lukkede plastfastholdelseskamre i længere tid10,11. Rotter holdes rolige og stressfri under hele den lange varighed af successive billeddannelsessessioner ved hjælp af en meget lav dosis acepromazin under niveauerne f…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi anerkender Clara Jones, James Stirwalt, Linh Hoang, Young Joon Ha og Amirsoheil Zareh for deres hjælp under træning af rotterne og forberedelse af slyngerne. Finansieringen blev ydet af National Institutes of Health (NIH, tilskudsnummer: NS119852) og Leducq Foundation (tilskudsnummer: 15CVD02).

Materials

Rats Charles River Sprague Dawley
Isoflurane Pivetal 21295098 General anesthetic
Lidocaine HCl 2% injection Phoenix L-2000-04 Local anesthetic
Atropine sulfate injection Vedco 5098907512 Help in respiration
Lactated Ringer's injection solution Vedco 50989088317
Flunixin injection Vedco 6064408670 Pain management
Enrosite injection (Enrofloxacin 2.27%) VetOne 501084 Avoid infection
PromAce injection (Acepromazine maleate) Beohringer Ingelheim 136059
Animax ointment Dechra Veterinary Products 122-75 active ingredients of nystatin 1000units per gram, neomycin sulfate 2.5mg per gram, thiostrepton 2500 units per gram, and triamcinolone acetonide 1mg per gram
Puralube ophthalmic ointment Dechra Veterinary Products 211-38
Povidone-iodine PVP prep pads Medline MDS093917 Betadine generic
Isopropyl alcohol swabs BD 326895
Vetbond tissue adhesive 3M 1469SB
Bur (drill bit), standard operatory carbide SS White Burs 14829 #3 bur
Screws, 00-90 x 1/8 flat head stainless steel J.I. Morris F0090CE125 Anchor screws
Stereotaxic system Kopf Instruments 1430
Homeothermic heating blanket Harvard Apparatus 50-7220-F
Pulse oximeter & heart rate monitor Kent Scientific MouseStat Jr.
Petrolatum Fisher Scientific P66-1LB Vaseline generic
Wire, bare copper Fisher Scientific 15-545-2C 20 gauge
Teets Cold Cure powder Pearson Dental C73-0054  active ingredient: Methyl Methacrylate
Teets Cold Cure liquid Pearson Dental C73-0078  active ingredient: Methyl Methacrylate
Silicone mold rubber Smooth-On Body Double Fast silicon polymer
Metricide 28 (Germicide) Metrex Oct-05
India ink, black Pelikan 301051
Dental drill NSK Dental Ultimate XL-F
3D printer Prusa Research i3 MK3S+
Sew on fasteners Velcro 90030
Pet screening utility fabric Joann 10173334 Netting material
Bur (drill bit), standard operatory carbide SS White Burs 14829 #1 bur

References

  1. Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).
  2. Lythgoe, M. F., Sibson, N. R., Harris, N. G. Neuroimaging of animal models of brain disease. British Medical Bulletin. 65, 235-257 (2003).
  3. Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. Influence of repeated anaesthesia on physiological parameters in male Wistar rats: A telemetric study about isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl. BMC Veterinary Research. 10, 310 (2014).
  4. Uhlig, C., Krause, H., Koch, T., Gama de Abreu, M., Spieth, P. M. Anesthesia and monitoring in small laboratory mammals used in anesthesiology, respiratory and critical care research: A systematic review on the current reporting in top-10 impact factor ranked journals. PLoS One. 10 (8), 0134205 (2015).
  5. Chen-Bee, C. H., et al. Visualizing and quantifying evoked cortical activity assessed with intrinsic signal imaging. Journal of Neuroscience Methods. 97 (2), 157-173 (2000).
  6. Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Xiong, Y., Frostig, R. D. The triphasic intrinsic signal: Implications for functional imaging. The Journal of Neuroscience. 27 (17), 4572-4586 (2007).
  7. Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Lay, C. C., Frostig, R. D. Intrinsic signal optical imaging of brain function using short stimulus delivery intervals. Journal of Neuroscience Methods. 187 (2), 171-182 (2010).
  8. Scott, B. B., Brody, C. D., Tank, D. W. Cellular Resolution Functional Imaging in Behaving Rats Using Voluntary Head Restraint. Neuron. 80 (2), 371-384 (2013).
  9. Frostig, R. D., Lieke, E. E., Ts’o, D. Y., Grinvald, A. Cortical functional architecture and local coupling between neuronal activity and the microcirculation revealed by in vivo high-resolution optical imaging of intrinsic signals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (16), 6082-6086 (1990).
  10. Chang, P. C., et al. Novel method for functional brain imaging in awake minimally restrained rats. Journal of Neurophysiology. 116 (1), 61-80 (2016).
  11. Stenroos, P., et al. Awake rat brain functional magnetic resonance imaging using standard radio frequency coils and a 3D printed restraint kit. Frontiers in Neuroscience. 12, 548 (2018).
  12. Vogler, G. A., Suckow, M. A., Weisbroth, S. H., Franklin, C. L. Chapter 19 – Anesthesia and Analgesia (Second Edition). The Laboratory Rat. , 627-664 (2006).
  13. Schwarz, C., et al. The head-fixed behaving rat–Procedures and pitfalls. Somatosensory and Mot Research. 27 (4), 131-148 (2010).
  14. Roh, M., Lee, K., Jang, I. S., Suk, K., Lee, M. G. Acrylic resin molding based head fixation technique in rodents. Journal of Visualized Experiments. (107), e53064 (2016).
  15. Ferris, C. F. Applications in awake animal magnetic resonance imaging. Frontiers in Neuroscience. 16, 854377 (2022).
  16. Tiran, E., et al. Transcranial functional ultrasound imaging in freely moving awake mice and anesthetized young rats without contrast agent. Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (8), 1679-1689 (2017).
  17. Desjardins, M., et al. Awake mouse imaging: From two-photon microscopy to blood oxygen level-dependent functional magnetic resonance imaging. Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).
  18. Koletar, M. M., Dorr, A., Brown, M. E., McLaurin, J., Stefanovic, B. Refinement of a chronic cranial window implant in the rat for longitudinal in vivo two-photon fluorescence microscopy of neurovascular function. Scientific Reports. 9, 5499 (2019).
  19. Drew, P. J., et al. Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull. Nature Methods. 7 (12), 981-984 (2010).
  20. Cao, R., et al. Functional and oxygen-metabolic photoacoustic microscopy of the awake mouse brain. Neuroimage. 150, 77-87 (2017).
  21. Grinvald, A., Frostig, R. D., Siegel, R. M., Bartfeld, E. High-resolution optical imaging of functional brain architecture in the awake monkey. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (24), 11559-11563 (1991).
  22. Roe, A. W. Long-term optical imaging of intrinsic signals in anesthetized and awake monkeys. Applied Optics. 46 (10), 1872-1880 (2007).
  23. Polley, D., Kvašňák, E., Frostig, R. Naturalistic experience transforms sensory maps in the adult cortex of caged animals. Nature. 429 (6987), 67-71 (2004).
check_url/64324?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Bhatti, M., Malone, H., Hui, G., Frostig, R. D. Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats. J. Vis. Exp. (187), e64324, doi:10.3791/64324 (2022).

View Video