Nous présentons ici un protocole d’évaluation d’un cœur implanté hétérotopiquement après préservation ex situ normothermique dans le modèle du rat.
La transplantation cardiaque est le traitement le plus efficace pour l’insuffisance cardiaque terminale. Malgré les améliorations apportées aux approches et aux interventions thérapeutiques, le nombre de patients atteints d’insuffisance cardiaque en attente d’une transplantation continue d’augmenter. La technique de conservation ex situ normotherme a été établie comme une méthode comparable à la technique conventionnelle d’entreposage frigorifique statique. Le principal avantage de cette technique est que les cœurs des donneurs peuvent être conservés jusqu’à 12 h dans un état physiologique. De plus, cette technique permet la réanimation du cœur du donneur après une mort circulatoire et applique les interventions pharmacologiques requises pour améliorer la fonction du donneur après l’implantation. De nombreux modèles animaux ont été établis pour améliorer les techniques de préservation ex situ normotherme et éliminer les complications liées à la conservation. Bien que les modèles de grands animaux soient faciles à manipuler par rapport aux modèles de petits animaux, ils sont coûteux et difficiles. Nous présentons un modèle de conservation du cœur de donneur normotherme ex situ suivie d’une transplantation abdominale hétérotopique. Ce modèle est relativement bon marché et peut être réalisé par un seul expérimentateur.
La transplantation cardiaque reste le seul traitement viable pour l’insuffisance cardiaque réfractaire 1,2,3,4. Malgré une augmentation constante du nombre de patients nécessitant une transplantation cardiaque, une augmentation proportionnelle de la disponibilité des organes de donneurs n’a pas été observée5. Pour résoudre ce problème, de nouvelles approches visant à préserver le cœur des donneurs ont été élaborées dans le but d’améliorer les défis et d’accroître la disponibilité des donneurs 6,7,8,9.
La perfusion cardiaque ex situ normamère (NESHP) à l’aide de machines de système de soins d’organes (OCS) est apparue comme une intervention clinique 1,3. Cette technique a été considérée comme une alternative appropriée à la méthode conventionnelle d’entreposage frigorifique statique (SCS) 2,9. NESHP réduit efficacement la durée de l’ischémie froide, diminue la demande métabolique et facilite l’apport nutritionnel optimal et l’oxygénation pendant le transport des organes du donneur10,11. Malgré le potentiel évident de cette méthode pour améliorer la conservation des organes des donneurs, son application clinique et ses recherches ultérieures ont été limitées par des coûts élevés. Par conséquent, les modèles animaux précliniques du NESHP sont cruciaux pour identifier les principaux défis techniques associés à cette technique12,13. Les porcs et les rats sont les modèles animaux préférés pour les études précliniques en raison de leur tolérance ischémique9. Bien que le modèle porcin soit idéal pour la recherche fondamentale et translationnelle, il est limité par son coût élevé et la main-d’œuvre intensive requise pour les soins et la maintenance. En revanche, les modèles de rats sont moins chers et plus faciles à manipuler14.
Dans cette étude, nous introduisons un modèle simplifié de NESHP chez le rat, suivi d’une transplantation cardiaque hétérotopique, afin d’évaluer l’impact de la technique de préservation sur l’état du greffon post-implantation. Ce modèle est simple, rentable et peut être exécuté par un seul expérimentateur. La figure 1 montre les schémas de la procédure.
Notre objectif en établissant ce modèle était de reproduire la transplantation cardiaque humaine normotherme. Les modèles non éjectifs sont la technique couramment préférée pour préserver le cœur du donneur dans un environnement ex situ 16. Bien que les modèles d’éjection offrent de nombreux avantages dans l’évaluation de la fonction cardiaque lors de la perfusion ex situ 17, ils ne conviennent pas aux modèles de transplantation hétérot…
The authors have nothing to disclose.
Ce travail a été soutenu par une subvention B2021-0991 de l’Institut de recherche biomédicale de l’hôpital universitaire national de Chonnam et NRF-2020R1F1A1073921 de la Fondation nationale de recherche de Corée
AES active evacuation system | Smiths medical | PC-6769-51A | Utilize CO2 and excess isoflurane |
Anesthesia machine | Smiths medical | PC-8801-01A | Mixes isoflurane and oxyegn and delivers to animal |
B20 patient monitor | GE medical systems | B20 | to observe mean aortic pressure and temperature |
Homeothermic Monitoring System | Harvard apparatus | 55-7020 | To monitor and maintain animal's temperature |
Micro-1 Rat oxygenator | Dongguan Kewei medical instruments | Micro-MO | For gas exchange in the langendorff circuit |
Micropuncture introducer Set | COOK medical | G48007 | for delivering cardioplegic solution to the arch through the abdominal aorta |
Microscope | Amscope | MU1403 | For zooming surgical field (Recipient) |
Surgical loupe | SurgiTel | L2S09 | For zooming surgical field (Donor) |
Syringe pump | AMP all | SP-8800 | To deliver cardioplegic solution |
Transonic flow sensor | Transonic | ME3PXL-M5 | Perfusion circuit flow sensor |
Transonic tubing flow module | Transonic | TS410 | flow acquiring system |
Watson – Marlow pumps | Harvard apparatus | 010.6131.DAO | Peristaltic pump used for recirculate perfusate |
WBC-1510A | JEIO TECH | E03056D | Heating bath |
Sprague-Dawley rats | Samtako Bio Korea Co., Ltd., Osan City Korea | ||
Medications | |||
BioHAnce Gel Eye Drops | SENTRIX Animal care | wet ointments for eye | |
Cefazolin | JW pharmaceutical | For prophilaxis | |
Custodiol | DR, FRANZ KOHLER CHEMIE GMBH | For heart harvesting | |
Diclofenac | Myungmoon Pharm. Co. Ltd | For pain control | |
Heparin | JW pharmaceutical | Anticoagulant | |
Insulin | JW pharmaceutical | hormon therapy | |
Saline | JW pharmaceutical | For hydration therapy |