In dieser Arbeit stellen wir ein Bewertungsprotokoll eines heterotopisch implantierten Herzens nach normothermer ex situ Konservierung im Rattenmodell vor.
Die Herztransplantation ist die wirksamste Therapie bei Herzinsuffizienz im Endstadium. Trotz der Verbesserungen bei den therapeutischen Ansätzen und Interventionen nimmt die Zahl der Herzinsuffizienzpatienten, die auf eine Transplantation warten, weiter zu. Die normotherme Ex-situ-Konservierungstechnik hat sich als vergleichbare Methode zur konventionellen statischen Kühllagerungstechnik etabliert. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass Spenderherzen bis zu 12 Stunden in physiologischem Zustand konserviert werden können. Darüber hinaus ermöglicht diese Technik die Wiederbelebung der Spenderherzen nach dem Kreislauftod und wendet die erforderlichen pharmakologischen Eingriffe an, um die Spenderfunktion nach der Implantation zu verbessern. Zahlreiche Tiermodelle wurden etabliert, um normotherme Ex-situ-Konservierungstechniken zu verbessern und konservierungsbedingte Komplikationen zu beseitigen. Obwohl große Tiermodelle im Vergleich zu Kleintiermodellen einfach zu handhaben sind, ist es kostspielig und herausfordernd. Wir präsentieren ein Rattenmodell der normothermen ex situ Spenderherzkonservierung gefolgt von einer heterotopen abdominalen Transplantation. Dieses Modell ist relativ billig und kann von einem einzigen Experimentator durchgeführt werden.
Die Herztransplantation ist nach wie vor die einzige praktikable Therapie bei refraktärer Herzinsuffizienz 1,2,3,4. Trotz eines stetigen Anstiegs der Zahl der Patienten, die eine Herztransplantation benötigen, wurde kein proportionaler Anstieg der Verfügbarkeit von Spenderorganen beobachtet5. Um dieses Problem anzugehen, wurden neuartige Ansätze zur Konservierung von Spenderherzen entwickelt, mit dem Ziel, die Herausforderungen zu verbessern und die Verfügbarkeit von Spendern zu erhöhen 6,7,8,9.
Die normothermische Ex-situ-Herzperfusion (NESHP) mit Geräten des Organversorgungssystems (OCS) hat sich als klinische Intervention herauskristallisiert 1,3. Diese Technik wurde als geeignete Alternative zur herkömmlichen statischen Kühllagermethode (SCS) erachtet 2,9. NESHP verkürzt effektiv die Dauer der Kälteischämie, verringert den Stoffwechselbedarf und ermöglicht eine optimale Nährstoffversorgung und Sauerstoffversorgung während des Transports von Spenderorganen10,11. Trotz des eindeutigen Potenzials dieser Methode, die Konservierung von Spenderorganen zu verbessern, wurden ihre klinische Anwendung und weitere Untersuchungen durch hohe Kosten eingeschränkt. Daher sind präklinische Tiermodelle der NESHP von entscheidender Bedeutung, um die wichtigsten technischen Herausforderungen im Zusammenhang mit dieser Technik zu identifizieren12,13. Schweine und Ratten sind aufgrund ihrer ischämischen Toleranz die bevorzugten Tiermodelle für präklinische Studien9. Obwohl das Schweinemodell ideal für die Grundlagen- und translationale Forschung ist, ist es durch seine hohen Kosten und den intensiven Arbeitsaufwand für Pflege und Wartung begrenzt. Im Gegensatz dazu sind Rattenmodelle kostengünstiger und einfacher zu handhaben14.
In dieser Studie stellen wir ein vereinfachtes Rattenmodell von NESHP vor, gefolgt von einer heterotopen Herztransplantation, um den Einfluss der Konservierungstechnik auf den Transplantatzustand nach der Implantation zu bewerten. Dieses Modell ist einfach, kostengünstig und kann von einem einzigen Experimentator ausgeführt werden. Abbildung 1 zeigt die schematische Darstellung des Verfahrens.
Unser Fokus bei der Etablierung dieses Modells lag auf der Replikation der normothermen menschlichen Herztransplantation. Modelle ohne Auswurf sind die allgemein bevorzugte Technik zur Konservierung des Spenderherzens in einer Ex-situ-Umgebung 16. Während auswerfende Modelle viele Vorteile bei der Beurteilung der Herzfunktion während der Ex-situ-Perfusion bieten17, sind sie für heterotope Transplantationsmodelle nicht geeignet. Bei der heterotopen Trans…
The authors have nothing to disclose.
Diese Arbeit wurde durch einen Zuschuss B2021-0991 des Chonnam National University Hospital Biomedical Research Institute und NRF-2020R1F1A1073921 der National Research Foundation of Korea unterstützt
AES active evacuation system | Smiths medical | PC-6769-51A | Utilize CO2 and excess isoflurane |
Anesthesia machine | Smiths medical | PC-8801-01A | Mixes isoflurane and oxyegn and delivers to animal |
B20 patient monitor | GE medical systems | B20 | to observe mean aortic pressure and temperature |
Homeothermic Monitoring System | Harvard apparatus | 55-7020 | To monitor and maintain animal's temperature |
Micro-1 Rat oxygenator | Dongguan Kewei medical instruments | Micro-MO | For gas exchange in the langendorff circuit |
Micropuncture introducer Set | COOK medical | G48007 | for delivering cardioplegic solution to the arch through the abdominal aorta |
Microscope | Amscope | MU1403 | For zooming surgical field (Recipient) |
Surgical loupe | SurgiTel | L2S09 | For zooming surgical field (Donor) |
Syringe pump | AMP all | SP-8800 | To deliver cardioplegic solution |
Transonic flow sensor | Transonic | ME3PXL-M5 | Perfusion circuit flow sensor |
Transonic tubing flow module | Transonic | TS410 | flow acquiring system |
Watson – Marlow pumps | Harvard apparatus | 010.6131.DAO | Peristaltic pump used for recirculate perfusate |
WBC-1510A | JEIO TECH | E03056D | Heating bath |
Sprague-Dawley rats | Samtako Bio Korea Co., Ltd., Osan City Korea | ||
Medications | |||
BioHAnce Gel Eye Drops | SENTRIX Animal care | wet ointments for eye | |
Cefazolin | JW pharmaceutical | For prophilaxis | |
Custodiol | DR, FRANZ KOHLER CHEMIE GMBH | For heart harvesting | |
Diclofenac | Myungmoon Pharm. Co. Ltd | For pain control | |
Heparin | JW pharmaceutical | Anticoagulant | |
Insulin | JW pharmaceutical | hormon therapy | |
Saline | JW pharmaceutical | For hydration therapy |