عزل وتوصيف الأربطة الرحمية العجزية وأعضاء قاع الحوض
Summary
تقدم هذه المقالة بروتوكولا مفصلا لتشريح الأربطة الرحمية العجزية وأنسجة قاع الحوض الأخرى ، بما في ذلك عنق الرحم والمستقيم والمثانة في الفئران ، لتوسيع دراسة الأنسجة التناسلية الأنثوية.
Abstract
هبوط أعضاء الحوض (POP) هو حالة تؤثر على سلامة قاع الحوض وهيكله ودعمه الميكانيكي. يتم دعم الأعضاء الموجودة في قاع الحوض بواسطة هياكل تشريحية مختلفة ، بما في ذلك العضلات والأربطة واللفافة الحوضية. الرباط الرحمي العجزي (USL) هو هيكل حامل حرج، وتؤدي إصابة USL إلى زيادة خطر الإصابة بالملوثات العضوية الثابتة. يصف هذا البروتوكول تشريح USLs الفئران وأعضاء قاع الحوض جنبا إلى جنب مع الحصول على بيانات فريدة عن التركيب الكيميائي الحيوي USL ووظيفته باستخدام مطيافية رامان وتقييم السلوك الميكانيكي. الفئران هي نموذج لا يقدر بثمن للبحوث قبل السريرية، ولكن تشريح الفئران USL هو عملية صعبة ومعقدة. يقدم هذا الإجراء نهجا لتوجيه تشريح أنسجة قاع الحوض الفئران، بما في ذلك USL، لتمكين العديد من التقييمات والتوصيف. يهدف هذا العمل إلى المساعدة في تشريح أنسجة قاع الحوض من قبل العلماء والمهندسين الأساسيين، وبالتالي توسيع إمكانية الوصول إلى الأبحاث حول USL وظروف قاع الحوض والدراسة قبل السريرية لصحة المرأة باستخدام نماذج الفئران.
Introduction
يتأثر ما يقرب من 50٪ من النساء بهبوط أعضاء الحوض (POP)1,2. حوالي 11٪ من هؤلاء النساء يتناسبن مع معايير الخضوع للإصلاح الجراحي ، والتي لديها معدل نجاح ضعيف (~ 30٪) 3,4. يتميز الملوثات العضوية الثابتة بنزول أي من أعضاء الحوض أو جميعها (أي المثانة والرحم وعنق الرحم والمستقيم) من وضعها الطبيعي بسبب فشل USL وعضلات قاع الحوض في توفير الدعم الكافي5. تتضمن هذه الحالة اختلالا تشريحيا واضطرابا في النسيج الضام ، بالإضافة إلى إصابة عصبية عضلية ، بالإضافة إلى العوامل المؤهبة 3,6. يرتبط الملوثات العضوية الثابتة بعوامل متعددة مثل العمر والوزن والتكافؤ ونوع الولادة (أي الولادات المهبلية أو القيصرية). ويعتقد أن هذه العوامل تؤثر على السلامة الميكانيكية لجميع أنسجة قاع الحوض، ويعتقد أن الحمل والتكافؤ هما المحركان الرئيسيان للملوثات العضوية الثابتة5،7،8.
الأربطة الرحمية العجزية (USLs) هي هياكل داعمة مهمة للرحم وعنق الرحم والمهبل وتربط عنق الرحم بالعجز4. إن الأضرار التي لحقت بالمثقفين الجامعيين الطارئين (USLs) تعرض النساء لخطر متزايد للإصابة بالملوثات العضوية الثابتة. ويعتقد أن الحمل والولادة يفرضان ضغطا إضافيا على USL، مما قد يؤدي إلى الإصابة ويزيد من فرص الإصابة بالملوثات العضوية الثابتة. USL هو نسيج معقد يتكون من خلايا العضلات الملساء والأوعية الدموية والليمفاوية موزعة بشكل غير متجانس على طول الرباط ، والتي يمكن تقسيمها إلى ثلاثة أقسام متميزة: عنق الرحم والمنطقة المتوسطة والعجزية9. تستمد السلامة الميكانيكية ل USL من مكونات المصفوفة خارج الخلية (ECM) مثل الكولاجين والإيلاستين والبروتيوغليكان5،9،10. من المعروف أن ألياف الكولاجين من النوع الأول هي مكون شد رئيسي حامل للأنسجة الرباطية ، وبالتالي من المحتمل أن تكون متورطة في فشل USL والملوثات العضوية الثابتة11.
وهناك نقص في المعرفة فيما يتعلق بأسباب الملوثات العضوية الثابتة وانتشارها وآثارها على النساء. يعد تطوير نموذج حيواني مناسب للملوثات العضوية الثابتة ضروريا لتعزيز فهمنا لقاع الحوض الأنثوي. للفئران والبشر معالم تشريحية متشابهة داخل الحوض، مثل الحالب والمستقيم والمثانة والمبيضين والأربطة المستديرة9، بالإضافة إلى نقاط تقاطع مماثلة ل USL مع الرحم وعنق الرحم والعجز. وعلاوة على ذلك، توفر الفئران سهولة التلاعب الجيني ولديها القدرة على أن تكون نموذجا يسهل الوصول إليه وفعالا من حيث التكلفة لدراسة الملوثات العضوية الثابتة9.
طورت هذه الدراسة طريقة للوصول إلى USL وأنسجة قاع الحوض المختلفة وعزلها من الفئران الخالية من الحمل (أي التي لم تكن حاملا أبدا). خضعت USLs المستخرجة للهضم الأنزيمي (أي لإزالة الكولاجين والجليكوزامينوجليكان)، وتم اختبارها لتحديد الاستجابة الميكانيكية تحت تحميل الشد، وتم تقييمها للتركيب الكيميائي الحيوي في دراسة إثبات المفهوم. ستسهل القدرة على عزل الأنسجة السليمة المزيد من الخصائص الميكانيكية والكيميائية الحيوية لمكونات قاع الحوض ، وهي خطوة أولى حاسمة نحو تحسين فهمنا لمخاطر الإصابة المتعلقة بالولادة والحمل والملوثات العضوية الثابتة.
Protocol
Representative Results
Discussion
ولم يدرس تأثير الضرر الهيكلي على الأنسجة التناسلية الأنثوية، وهناك حاجة إلى نموذج حيواني يسهل الوصول إليه لبحوث الملوثات العضوية الثابتة. الفأر هو نموذج فعال من حيث التكلفة يمكن أن يحاكي الدراسات التناسلية البشرية16. بسبب الاهتمام المتزايد بدراسة الجهاز التناسلي للأنثى ، هن…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
تم دعم هذا العمل من خلال منحة برنامج فرص البحث تحت الأرض الصيفية CU Boulder (UROP) (CB) ، وزمالة أبحاث الدراسات العليا NSF (LS) ، وزمالة شميدت للعلوم (CL) ، وبرنامج منحة البذور للأبحاث والابتكار بجامعة كولورادو (جائزة 2020 إلى VF و SC و KC) ، ومنحة Anschutz Boulder Nexus Seed في جامعة كولورادو (إلى VF و KC). شكر خاص للدكتور تايلر تاتل للمساعدة في تصميم غرفة التحميل وكذلك أعضاء مختبر Calve لإجراء مناقشات مفيدة.
Materials
| 11 Blade | Fisher | 3120030 | Removable blade |
| 1x PBS | Fisher | BP399-1 | Diluted from 10x concentration |
| Chondroitinase ABC | Sigma | C3667-10UN | Enzyme |
| Collagenase Type I | Worthington Biochemical | LS004194 | Enzyme |
| Confocal Microscope | Leica | STELLARIS 5 | Upright configuration |
| Dissection Microscope | Leica | S9E | With camera |
| Dumont #5 Forceps | Fisher | NC9626652 | Thin tip |
| Female C57BL/6J mice | Jackson Laboratory | strain #: 000664 | |
| FemtoTools Micromanipulator | FemtoTools | FT-RS1002 | 100 mN load cell |
| FST Curved Forceps | Fisher | NC9639443 | Curved tip |
| FST Sharp 9 mm Scissors | Fisher | NC9639443 | Dissection scissors |
| Ghost Dye 780 | Tonbo | 13-0865-T500 | Free amine stain |
| Kimwipes | Fisher | 06-666 | Box of 50 wipes |
| OCT | Tissue Tek | 4583 | Used for tissue preservation |
| PDMS | Thermo Fisher | 044764.AK | Follow manufacturer's instructions |
| Petri Dishes 35 mm | Fisher | FB0875711A | Used for dissected tissue |
| Polyglactin 5-0 Suture | Veter.Sut | VS385VL | With needle |
| Renishaw InVia Raman Microscope | Renishaw | PN192(EN)-02-A | With confocal objectives |
| Rocking Platform | VWR | 10127-876 | 2 tier platform |
| Surgical Gloves | Fisher | 52818 | For dissection |
| Sytox | Thermo Fisher | S11381 | Nuclear stain |
| T-pins | Fisher | S99385 | For dissection |
| Transfer Pipets | Fisher | 13-711-7M | For dissection |
| Underpads | Fisher | 22037950 | To cover dissection pad |
References
- Maldonado, P. A., Wai, C. Y. Pelvic organ prolapse. Obstetrics and Gynecology Clinics of North America. 43 (1), 15-26 (2016).
- Drewes, P. G., et al. Pelvic organ prolapse in fibulin-5 knockout mice: Pregnancy-induced changes in elastic fiber homeostasis in mouse vagina. American Journal of Pathology. 170 (2), 578-589 (2007).
- Barber, M. D., Maher, C. Epidemiology and outcome assessment of pelvic organ prolapse. International Urogynecology Journal and Pelvic Floor Dysfunction. 24 (11), 1783-1790 (2013).
- Becker, W. R., De Vita, R. Biaxial mechanical properties of swine uterosacral and cardinal ligaments. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 14 (3), 549-560 (2015).
- Donaldson, K., Huntington, A., De Vita, R. Mechanics of uterosacral ligaments: Current knowledge, existing gaps, and future directions. Annals of Biomedical Engineering. 49 (8), 1788-1804 (2021).
- Amundsen, C. L., Flynn, B. J., Webster, G. D. Anatomical correction of vaginal vault prolapse by uterosacral ligament fixation in women who also require a pubovaginal sling. Journal of Urology. 169 (5), 1770-1774 (2003).
- Jelovsek, J. E., Maher, C., Barber, M. D. Pelvic organ prolapse. The Lancet. 396 (9566), 1027-1038 (2007).
- Blomquist, J. L., Muñoz, A., Carroll, M., Handa, V. L. Association of delivery mode with pelvic floor disorders after childbirth. Journal of the American Medical Association. 320 (23), 2438-2447 (2018).
- Iwanaga, R., et al. Comparative histology of mouse, rat, and human pelvic ligaments. International Urogynecology Journal. 27 (11), 1697-1704 (2016).
- Zhu, Y. P., et al. Evaluation of extracellular matrix protein expression and apoptosis in the uterosacral ligaments of patients with or without pelvic organ prolapse. International Urogynecology Journal. 32 (8), 2273-2281 (2021).
- Jimenez, J. M., et al. Multiscale mechanical characterization and computational modeling of fibrin gels. bioRxiv. , (2022).
- Fischenich, K. M., et al. Human articular cartilage is orthotropic where microstructure, micromechanics, and chemistry vary with depth and split-line orientation. Osteoarthritis and Cartilage. 28 (10), 1362-1372 (2020).
- Luetkemeyer, C. M., Neu, C. P., Calve, S. A method for defining tissue injury criteria reveals ligament deformation thresholds are multimodal. bioRxiv. , (2023).
- O’Brien, C. M., et al. In vivo Raman spectroscopy for biochemical monitoring of the human cervix throughout pregnancy. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 218 (5), 1-18 (2018).
- Louwagie, E. M., et al. et al. ultrasonic dimensions and parametric solid models of the gravid uterus and cervix. PLoS One. 16 (1), 0242118 (2021).
- Drewes, P. G., et al. Pelvic organ prolapse in fibulin-5 knockout mice. The American Journal of Pathology. 170 (2), 578-589 (2007).
- Rahn, D. D., Ruff, M. D., Brown, S. A., Tibbals, H. F., Word, R. A. Biomechanical properties of the vaginal wall: Effect of pregnancy, elastic fiber deficiency, and pelvic organ prolapse. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 198 (5), 1-6 (2008).
- Roman, S., et al. Evaluating alternative materials for the treatment of stress urinary incontinence and pelvic organ prolapse: A comparison of the in vivo response to meshes implanted in rabbits. Journal of Urology. 196 (1), 261-269 (2016).
- Couri, B. M., Lenis, A. T., Borazjani, A., Paraiso, M. F., Damaser, M. S. Animal models of female pelvic organ prolapse: Lessons learned. Expert Review of Obstetrics & Gynecology. 7 (3), 49 (2012).
- Abramowitch, S. D., Feola, A., Jallah, Z., Moalli, P. A. Tissue mechanics, animal models, and pelvic organ prolapse: A review. European Journal of Obstetrics & Gynecologyand Reproductive Biology. 144, S146-S158 (2009).
- Tan, T., Cholewa, N. M., Case, S. W., De Vita, R. Micro-structural and biaxial creep properties of the swine uterosacral-cardinal ligament complex. Annals of Biomedical Engineering. 44 (11), 3225-3237 (2016).
- Tan, T., et al. Histo-mechanical properties of the swine cardinal and uterosacral ligaments. Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. 42, 129-137 (2015).
- Baah-Dwomoh, A., Alperin, M., Cook, M., De Vita, R. Mechanical analysis of the uterosacral ligament: Swine vs. human. Annals of Biomedical Engineering. 46 (12), 2036-2047 (2018).
- Vardy, M. D., et al. The effects of hormone replacement on the biomechanical properties of the uterosacral and round ligaments in the monkey model. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 192 (5), 1741-1751 (2005).
- Shahryarinejad, A., Vardy, M. D. Comparison of human to macaque uterosacral-cardinal ligament complex and its relationship to pelvic organ prolapse. Toxicological Pathology. 36 (7), 101 (2008).
- Smith, T. M., Luo, J., Hsu, Y., Ashton-Miller, J., DeLancey, O. L. A novel technique to measure in vivo uterine suspensory ligament stiffness. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 209 (5), 1-7 (2013).
- Vandamme, T. F. Use of rodents as models for human diseases. Journal of Pharmacy and Bioallied Sciences. 6 (1), 2-9 (2014).
