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Efficacité de l’aiguilletage sous-cutané de Fu sur la douleur du nerf sciatique : changements comportementaux et électrophysiologiques dans un modèle de rat de constriction chronique

Published: June 30, 2023 doi: 10.3791/65406
Automatic Translation
*1,2, *3,4, 5,6, 7,8,9
1Department of Chinese Medicine, Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, 2Graduate Institute of Integrated Medicine, College of Chinese Medicine, China Medical University, 3Institute of Fu's Subcutaneous Needling, Beijing University of Chinese Medicine, 4Clinical Medical College of Acupuncture & Moxibustion and Rehabilitation, Guangzhou University of Chinese Medicine, 5Experimental Animal Center, Department of Molecular Biology and Cell Research, Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, 6Department of Pharmacy and Master Program, Tajen University, 7Department of Physical Medicine and Rehabilitation, China Medical University Hospital, 8Department of Physical Therapy and Graduate Institute of Rehabilitation Science, China Medical University, 9Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Asia University Hospital, Asia University
* These authors contributed equally

Summary

Nous présentons un protocole d’utilisation de l’aiguilletage sous-cutané de Fu dans un modèle de lésion de constriction chronique pour induire une douleur du nerf sciatique chez le rat.

Abstract

L’aiguilletage sous-cutané de Fu (FSN), une technique d’acupuncture inventée de la médecine traditionnelle chinoise, est utilisée dans le monde entier pour soulager la douleur. Cependant, les mécanismes d’action ne sont pas encore entièrement compris. Pendant le traitement par FSN, l’aiguille FSN est insérée et retenue dans les tissus sous-cutanés pendant une longue durée avec un mouvement de balancement. Cependant, le maintien d’une posture lors de la manipulation de la FSN dans des modèles animaux (par exemple, des rats) pour les chercheurs pose des défis. Un traitement inconfortable peut entraîner de la peur et de la résistance aux aiguilles FSN, augmentant le risque de blessure et pouvant même affecter les données de recherche. L’anesthésie peut également affecter les résultats de l’étude. Par conséquent, il est nécessaire de mettre en place des stratégies de thérapie FSN sur les animaux qui minimisent les blessures pendant l’intervention. Cette étude utilise un modèle de lésion de constriction chronique chez des rats Sprague-Dawley pour induire une douleur neuropathique. Ce modèle reproduit la douleur induite par une lésion nerveuse observée chez l’homme lors de la constriction chirurgicale d’un nerf périphérique, imitant la compression ou le piégeage observé dans des conditions telles que les syndromes de compression nerveuse et les neuropathies périphériques. Nous introduisons une manipulation appropriée pour insérer facilement une aiguille FSN dans la couche sous-cutanée du corps de l’animal, y compris l’insertion et la direction de l’aiguille, la rétention de l’aiguille et le mouvement de balancement. Minimiser l’inconfort du rat empêche le rat d’être tendu, ce qui provoque la contraction du muscle et entrave l’entrée de l’aiguille et améliore l’efficacité de l’étude.

Introduction

On estime que la douleur neuropathique, définie comme une douleur causée par des lésions nerveuses, touche 6,9 % à 10 % de la population mondiale, et la prévalence au cours de la vie est de 49 % à 70 %1,2. Il est également considéré comme l’un des syndromes douloureux les plus difficiles à gérer. L’utilisation d’agents pharmacologiques pour gérer la douleur neuropathique a donné un succès limité, car les analgésiques couramment prescrits comme les anti-inflammatoires non stéroïdiens et les opioïdes ont montré peu d’efficacité pour soulager ce type de douleur 3,4. Il est donc grand besoin d’explorer de nouvelles options de traitement, en particulier les traitements non pharmacologiques. L’acupuncture, en tant qu’intervention non pharmacologique, soulage potentiellement la douleur neuropathique en exerçant des effets analgésiques sur le système somatosensoriel. Des études cliniques et précliniques ont indiqué que l’acupuncture est efficace pour soulager les symptômes de la douleur neuropathique sans effets secondaires significatifs 5,6,7. Cependant, le mécanisme central du traitement par acupuncture pour soulager la douleur neuropathique reste à étudier.

Ces dernières années, l’aiguilletage sous-cutané de Fu (FSN) a gagné en popularité pour le traitement des troubles neurologiques liés à la douleur8. La FSN est issue de l’acupuncture traditionnelle chinoise et a été décrite pour la première fois par le médecin traditionnel chinois Zhonghua Fu en 1996 9,10. Bien qu’elle soit issue de l’acupuncture traditionnelle, la FSN diffère considérablement dans ses techniques et ses théories de l’acupuncture basée sur les méridiens, des principes du yin et du yang et des concepts ponctuels d’acupuncture. FSN met davantage l’accent sur les approches neurophysiologiques et anatomiques pour traiter efficacement la douleur myofasciale11. La thérapie FSN est appliquée en pratique clinique pour traiter divers troubles musculaires douloureux, ciblant les tissus conjonctifs étroitement associés aux muscles, en se concentrant particulièrement sur le traitement des muscles tendus (TM)12. En tant que thérapie complémentaire pour soulager la douleur, il existe également des preuves cliniques que la FSN est efficace dans le traitement des lésions des tissus mous en plus de fournir une gestion rapide de la douleur et une amélioration significative des spasmes des tissus mous13,14. Le traitement par FSN implique des techniques spécifiques adaptées pour traiter les points de déclenchement myofasciaux sous-jacents (MTrP) associés à la maladie. La position d’insertion de l’aiguille FSN est soigneusement choisie en fonction de l’emplacement de ces points de déclenchement, ce qui permet un ciblage précis des zones touchées. Au cours de la procédure, l’aiguille FSN est insérée dans la couche sous-cutanée, où elle est intentionnellement arrêtée pour optimiser les effets thérapeutiques. Une technique distinctive connue sous le nom de mouvement de balancement est alors utilisée, impliquant un léger mouvement d’oscillation de l’aiguille pour stimuler les tissus et favoriser les réponses thérapeutiques10. Le développement des MTrP est associé à la théorie de la crise énergétique, qui explique que des facteurs tels que la surcharge musculaire chronique, l’exercice excessif, les postures d’effort inappropriées, l’atrophie musculaire et la dégénérescence peuvent contribuer à l’apparition de l’ischémie et de l’hypoxie des tissus musculaires. On pense que cette carence en oxygène et en énergie dans le tissu musculaire joue un rôle clé dans la formation des MTrPs15,16. Des études animales antérieures ont montré que le traitement par FSN pour la douleur chronique chez le rat améliore dans une certaine mesure la structure morphologique et la fonction des mitochondries dans les MT, validant le potentiel de la thérapie FSN pour favoriser la récupération des nerfs et des muscles endommagés17.

La sciatique a été classée comme douleur neuropathique18. On pense que l’origine de la douleur neuropathique se situe n’importe où entre la plaque motrice et la couche fibreuse externe du muscle, impliquant le système microvasculaire et les neurotransmetteurs au niveau cellulaire. La perte d’innervation musculaire et l’apoptose des cellules nerveuses innervées se produisent lorsque des lésions nerveuses se produisent19, entraînant une démarche liée à la douleur dans le membre affecté. De plus, la compression ou l’irritation chronique du nerf peut entraîner divers changements dans le fonctionnement des nerfs, ce qui peut exacerber les symptômes de la sciatique20. Cependant, la complexité du système nerveux rend difficile sa reproduction in vitro, ce qui nécessite l’utilisation de modèles animaux pour de telles études. Dans l’étude des troubles de la douleur neuropathique, des organismes modèles sont couramment utilisés, impliquant diverses méthodes de lésions nerveuses périphériques directes, telles que la ligature, la transection ou la compression du nerf sciatique21,22. Le modèle de lésion de constriction chronique (CCI) chez les rats Sprague-Dawley a été utilisé pour induire des douleurs neuropathiques. Ce modèle reproduit la douleur induite par une lésion nerveuse observée chez l’homme lors de la constriction chirurgicale d’un nerf périphérique, imitant la compression ou le piégeage observé dans des conditions telles que les syndromes de compression nerveuse et les neuropathies périphériques.

Dans cette étude, nous avons évalué les effets antalgiques de la thérapie FSN et de l’électrothérapie à basse fréquence (stimulateur nerveux électrique transcutané, TENS) chez des rats présentant des lésions de constriction chronique et des douleurs neuropathiques. Comme l’anesthésie ralentit ou bloque l’influx nerveux et affecte la transmission synaptique et la fonction neuronale23, les animaux ne peuvent pas être anesthésiés sous toutes les procédures d’aiguilletage et les mouvements de balancement. Par conséquent, une technique d’aiguille appropriée est nécessaire pour réduire l’inconfort chez les rats. Les étapes de l’établissement d’un modèle CCI de rat, la façon dont les rats ont été traités avec le mouvement de balancement combiné FSN sans anesthésie, les tests de comportement animal réalisables et les investigations électrophysiologiques sont décrites en détail.

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Protocol

Toutes les procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvées par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux (IACUC) du Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, Changhua, Taïwan (111031) en octobre 2022 (Figure 1).

1. Préparation des animaux

  1. Acheter 48 rats mâles Sprague-Dawley (SD) (âge : 8-10 semaines, poids : 250-300 g).
  2. Hébergez les rats individuellement dans des cages ventilées à 24 ± 2 °C et un cycle sombre et lumineux de 12 heures.
  3. Nourrissez les rats avec une alimentation en granulés standard avec de l’eau potable stérile prête à l’emploi et fournissez-leur une litière douce.

2. Regroupement des animaux

  1. Divisez au hasard 48 rats SD en six groupes (n = 8 par groupe) : le groupe fictif, le groupe CCI, le groupe CCI+FSN, le groupe CCI+TENS, le groupe FSN seul et le groupe TENS seul, comme dans l’étude précédente menée par Chan et al.24.
    REMARQUE : Les détails de six groupes : (1) Groupe fictif : pas de chirurgie ni de traitement ; (2) Groupe CCI : préparé à la chirurgie sans traitement ; (3) Groupe de traitement CCI+FSN : traitement FSN après modélisation CCI réussie ; (4) Groupe de traitement CCI+TENS : traitement TENS après modélisation CCI réussie ; (5) Groupe de traitement FSN seul : traitement FSN uniquement sans chirurgie ; (6) Groupe de traitement TENS seul : traitement TENS uniquement sans chirurgie.

3. Mise en place d’un modèle de rat CCI

NOTE : Le modèle de chirurgie CCI chez le rat a été modifié selon Bennett et Xie mené en 198825.

  1. Assurez-vous que l’opérateur porte un masque chirurgical, un capuchon d’opération jetable et des gants stériles.
  2. Désinfectez la surface de la table d’opération avec de l’éthanol à 70 %. Stérilisez les instruments (par exemple, les ciseaux, les pinces et les écarteurs), la gaze, les agrafes et les cotons-tiges par autoclavage.
    REMARQUE : Des techniques aseptiques sont utilisées tout au long de l’intervention chirurgicale.
  3. Anesthésier les rats avec de l’isoflurane à 4 % après la préparation standard de la peau (rasage) et maintenir avec de l’isoflurane à 2 % (figure 2A).
    1. Confirmez la profondeur appropriée de l’anesthésie en observant l’absence de réponse après avoir pincé la patte arrière et en surveillant les rats anesthésiés tout au long de la procédure.
    2. Appliquez suffisamment de pommade ophtalmique vétérinaire sur les yeux pour les protéger contre le dessèchement.
  4. Placez le rat en position couchée sur la table d’opération et rasez les poils sur le côté de la patte arrière droite, puis désinfectez la peau avec une solution de povidone iodée et de l’éthanol à 75% trois fois. Fournir un soutien thermique tout au long de la procédure et utiliser des champs stériles pour couvrir le site chirurgical.
    1. Faites une incision parallèle dans la peau à 3-4 mm sous le fémur d’environ 20-50 mm.
    2. Prioriser l’identification des positions du grand fessier et du biceps fémoral. Séparez la graisse sous-cutanée et le fascia superficiel couche par couche à l’aide de ciseaux chirurgicaux, en coupant le tissu conjonctif environnant pour exposer le muscle (Figure 2B).
      REMARQUE : Pour distinguer la graisse sous-cutanée et les couches de fascia superficielles, observez la texture et la couleur. La couche de graisse sous-cutanée doit apparaître molle et souple avec un aspect jaunâtre ou blanchâtre. Le fascia superficiel est une fine couche fibreuse située directement sous la graisse sous-cutanée. Différenciez les couches en palpant ou en sondant doucement avec un instrument contondant, en notant que la graisse sous-cutanée offre plus de résistance à la pression que le fascia superficiel.
  5. À l’aide de ciseaux émoussés, coupez le tissu conjonctif entre les muscles fessier superficiel et le biceps fémoral.
    1. Élargir l’espace entre ces deux muscles à l’aide d’un écarteur pour exposer le nerf sciatique (Figure 2C).
      REMARQUE : Pour identifier visuellement le nerf sciatique chez un rat, concentrez-vous sur la région de la cuisse. Localisez le point médian de la région de la cuisse pour visualiser le nerf sciatique. En règle générale, le nerf longe la face postérieure de la cuisse, partant de la région de la hanche et s’étendant vers le genou.
    2. Sans altérer la morphologie du nerf, prélevez le nerf sciatique avec une micro-aiguille à travers une bonne source de lumière. Lister le nerf sciatique deux fois à l’aide de ligatures intestinales chromiques 3-0, en positionnant les points de ligature à environ 1 mm l’un de l’autre entre les deux sutures.
    3. En commençant par une boucle lâche pour chaque ligature, saisissez les extrémités de la ligature près de la boucle et serrez jusqu’à ce que la boucle soit juste serrée, en veillant à ce que la ligature ne glisse pas le long du nerf. Arrêt lorsqu’une légère contraction du membre est observée pendant la ligature (Figure 2D).
  6. Fermez le muscle et la peau couche par couche avec des lignes de suture 4-0. Enfin, désinfectez la plaie avec de l’iode (Figure 2E).
  7. Surveillez de près les signes vitaux des rats pendant l’anesthésie et placez-les dans des cages de récupération individuelles jusqu’à ce qu’ils soient réveillés avant de les remettre dans leurs cages. Tapisser les cages d’une litière en papier plat pour éviter l’asphyxie chez les animaux inconscients. Une brève contraction dans le membre postopératoire indique une opération réussie (Figure 2F).
  8. Effectuer des tests d’hypersensibilité à la douleur plusieurs fois avant l’ICC (ligne de base) et à différents moments après l’ICC.
  9. Observez la douleur spontanée et les changements de comportement les jours 1, 3, 5 et 7 après la construction du modèle.
    REMARQUE : Observez la démarche et la posture du membre postérieur droit et la présence de léchage et de morsure sur le membre.
    1. Identifier la présence de douleur neuropathique pour déterminer la réussite de l’établissement du modèle et exclure les rats qui n’ont pas réussi.
      REMARQUE : Évaluez le succès du modèle en observant des signes tels qu’une faiblesse dans la marche des membres inférieurs, des orteils du membre droit maintenus ensemble avec un léger valgus, des pendaisons fréquentes et une réticence à atterrir. Observez le rat debout avec le membre postérieur gauche supportant le poids, tandis que le membre postérieur droit est surélevé et près de l’abdomen.

4. Administration de la manipulation du FSN

  1. Fixez le rat du groupe de traitement FSN (y compris CCI+FSN et groupe FSN seul) dans la contention des rongeurs avec le membre affecté exposé latéralement. Fournir un soutien thermique tout au long de la procédure. Les deux groupes ont été traités avec des aiguilles jetables FSN (Figure 3A).
  2. Sans anesthésie, étendez les membres postérieurs du rat progressivement et lentement jusqu’à ce qu’ils soient tendus (Figure 3B).
    REMARQUE : La tête du rat est recouverte d’un drap chirurgical pour garder l’animal calme et stable. Ne pas trop étendre la patte pour blesser le rat. Observez attentivement la réaction du rat pour détecter tout signe de détresse ou d’inconfort. Si le rat montre des signes de douleur ou d’inconfort, arrêtez l’extension et offrez-lui une pause avant de réessayer.
  3. Retirez la gaine de protection de l’aiguille FSN.
    1. Insérez la pointe de l’aiguille FSN vers les TM (muscles avec MTrPs), à peu près près du muscle grand fessier, situés dans le bas du dos et à l’arrière.
  4. Placez l’aiguille FSN à plat et pénétrez dans la peau à un angle d’environ 15°.
    1. Poussez-le soigneusement et rapidement à travers la peau et dans l’espace sous-cutané pour éviter le stress chez le rat jusqu’à ce qu’il soit complètement inséré. Assurez-vous que l’aiguille est insérée suffisamment pour enterrer complètement le tube souple sous la peau.
    2. Lorsque vous poussez vers l’avant, soulevez légèrement la pointe de l’aiguille pour observer si le renflement cutané se déplace le long de la pointe de l’aiguille (Figure 3C).
  5. Effectuez le mouvement de balancement en éventant doucement et doucement la pointe de l’aiguille FSN avec le pouce comme point d’appui tout en gardant l’index, le majeur et l’annulaire alignés en ligne droite.
    1. Tenez l’aiguille FSN entre le majeur et le pouce en position face à face, et alternez le mouvement de va-et-vient à l’aide de l’index et de l’annulaire.
    2. Réglez la fréquence sur 100 coups par minute et effectuez l’opération pendant environ 1 min (Figure 3D).
  6. Une fois la manipulation terminée, retirez rapidement l’aiguille FSN.
    REMARQUE : L’opération a été effectuée tous les 2 jours pour un total de quatre sessions (jours 1, 3, 5 et 7 après la création du modèle CCI). Les aiguilles FSN jetables doivent être utilisées une fois. Une utilisation répétée émoussera l’aiguille et causera une douleur accrue chez les rats.

5. Administration de la manipulation de la TENS

  1. Fixez le rat du groupe de traitement TENS (y compris CCI+TENS et groupe TENS seul) dans la contention des rongeurs avec le membre affecté exposé latéralement. Fournir un soutien thermique tout au long de la procédure. Assurez-vous que la fourrure est rasée avant d’être traitée.
    REMARQUE : Les électrodes ont été coupées à 45 mm (longueur) par 5 mm (largeur) (Figure 4A).
  2. Choisissez le point Zusanli (ST36) et le point Sanyinjiao (SP6) comme emplacements pour TENS. Ceci est basé sur la théorie du traitement de la douleur neuropathique26,27.
    1. Localiser le point de Zusanli (ST36) à environ 5 mm latéralement au tubercule antérieur du tibia entre le tibia et le péroné juste en dessous du genou28.
    2. Localisez le point de Sanyinjiao (SP6) au bord postérieur du tibia, à 3 mm de la malléole médiale28.
      REMARQUE : Ces deux points d’acupuncture sont localisés par inspection manuelle comme décrit par Stux et Pomeranz et dans l’atlas d’acupuncture animale28,29 (Figure 4B).
  3. Délivrer une stimulation électrique à basse fréquence (onde sinusoïdale continue 2 Hz, 3 mA) pendant 10 min à l’aide de l’appareil TENS avec l’électrode appliquée sur la jambe autour du nerf. Couvrez la tête de la tête du rat avec un drap chirurgical pour la garder calme et stable.
    REMARQUE : Cette procédure est effectuée tous les 2 jours pour un total de quatre sessions (jours 1, 3, 5 et 7 après la création du modèle CCI).

6. Mesures physiologiques pour effectuer le test comportemental sur l’animal

REMARQUE : L’indice de la fonction sciatique (SFI)30 est un indice largement utilisé par les chercheurs qui étudient la pathologie et le traitement potentiel des lésions nerveuses, déterminé en comparant la géométrie de la patte arrière affectée chez les rats blessés avec celle de la patte controlatérale et en la comparant à la patte opposée.

  1. Concevez des allées pour rats avec du plexiglas transparent et des miroirs inclinables pour capturer les empreintes de pas et l’orientation du corps des rats pendant la promenade.
    REMARQUE : La passerelle est une plate-forme de 10 cm de long, 50 cm de large et 15 cm de haut avec une doublure en papier blanc au bas (figure 5A).
  2. Placez doucement et librement les rats dans la boîte et laissez-les s’acclimater à leur nouvel environnement pendant au moins 5 minutes avant d’enregistrer.
    REMARQUE : Un soin particulier est pris pour minimiser le stress inutile sur l’animal afin d’éviter son effet possible sur la tension musculaire posturale.
  3. Trempez les pattes du rat dans de l’encre rouge et laissez-le marcher le long de la bande de l’allée, en laissant des traces sur le papier support. Enregistrez au moins 2 s de marche continue pour chaque test. Faites marcher le rat au moins 3 fois dans une direction (Figure 5B).
    REMARQUE : Appliquez de l’encre rouge à séchage rapide, non toxique et soluble dans l’eau sur les deux pattes arrière pour rendre les empreintes de pas arrière clairement visibles.
  4. À la fin de l’expérience, séchez les bandes de la passerelle pour mesurer les paramètres. Mesurez leurs empreintes avec une règle et arrondissez à 0,5 mm près.
    REMARQUE : Trois empreintes claires de chaque rat ont été sélectionnées parmi plusieurs empreintes, et trois paramètres différents ont été mesurés. Les facteurs pour SFI comprennent la longueur d’impression (PL), l’écartement des orteils (TS) et l’écartement intermédiaire des orteils (ITS).
    Les valeurs SFI sont calculées à l’aide de la formulesuivante 31 :
    Equation 1
    (EPL, longueur d’impression expérimentale ; NPL, longueur d’impression normale ; ETS, écartement expérimental des orteils ; NTS, écartement normal des orteils ; EIT, écartement intermédiaire expérimental des orteils ; NIT, écartement intermédiaire des orteils.)
    SFI = 0 et - 100 indique un dysfonctionnement normal et complet. Les rats qui traînaient leurs orteils se voyaient attribuer arbitrairement une valeur de -100. Pour une fonction neurologique normale, le SFI oscille autour de 0, tandis qu’environ -100 SFI représente un dysfonctionnement complet32.

7. Évaluation neurophysiologique par mesure électrophysiologique33

NOTE : L’électromyographie a été utilisée pour enregistrer l’activité électrophysiologique dans cette étude. Le potentiel d’action musculaire composé (CMAP) est causé par l’activation des fibres musculaires dans le muscle cible alimenté par le nerf. L’amplitude et la latence du CMAP sont étudiées. L’amplitude CMAP est mesurée de la ligne de base au pic négatif. La latence des CMAP est déterminée en mesurant le temps entre l’application du stimulus et l’apparition du potentiel d’action du composé, qui est influencé par la distance entre le site de stimulation et le site d’enregistrement. L’électrophysiologie fournit une évaluation objective de la fonction nerveuse périphérique chez le rat.

  1. Administrer du Zoletil 50 (40 mg/kg, ip) pour anesthésier les rats. Préparez la peau selon les protocoles standards (rasage).
  2. Placez des électrodes de surface adhésives jetables (diamètre extérieur de 20 mm) sur les zones désignées. Fixez les électrodes d’enregistrement sur les surfaces latérales et dorsales du muscle gastrocnémien (Figure 6A).
  3. Appliquez une stimulation électrique (intensité 1,2 mA) sur le tronc du nerf sciatique proximal droit. Enregistrer un potentiel d’action musculaire composé (CMAP) sur le ventre du muscle gastrocnémien (Figure 6B).
    REMARQUE : Soyez prudent lors de l’insertion des électrodes pour éviter le tissu musculaire.
  4. Noter l’effet de trois mesures répétées pour chaque rat.
    NOTE : Le CMAP est exprimé comme la moyenne ± l’écart-type de chaque groupe. Le signal était amplifié par un amplificateur, filtré (0,3-3 kHz). Après intégration (constante de temps = 0,05 s), le signal d’origine et le signal intégré sont saisis. Le signal d’origine et le signal intégré sont ensuite numérisés dans le système PowerLab et stockés sur le disque dur de l’ordinateur.
  5. Après avoir terminé les procédures d’électrophysiologie, déplacez le rat dans une autre cage et surveillez-le jusqu’à ce qu’il retrouve suffisamment de conscience pour maintenir une position couchée sternale. Une fois que le rat s’est complètement remis de l’anesthésie, transférez-le dans sa cage d’origine.

8. Statistiques :

  1. Évaluer les différences entre les groupes en matière d’ISF et de PAD à l’aide de l’analyse de variance à mesures répétées (ANOVA).
  2. Quantifier les données par des assistants aveugles aux conditions expérimentales. Exprimez les données sous forme de moyenne ± d’écart-type.
  3. Comparez les données, le cas échéant, à l’aide du test t bilatéral apparié et non apparié de Student. Établir la signification statistique comme p < 0,05.

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Representative Results

Empreintes et détermination du SFI
Nous avons examiné le développement de la SFI dans les groupes CCI seul, CCI+FSN et CCI+TENS (Figure 7). Après 4 séances de traitements FSN et TENS le jour 7 pour la chirurgie CCI, le SFI dans les groupes CCI+FSN (-15,85 ± 3,46) et CCI+TENS (-29,58 ± 9,19) s’est amélioré de manière significative par rapport au groupe CCI seul (-87,40 ± 14,22). L’amélioration a été significative dans le groupe CCI+FSN par rapport au groupe CCI+TENS (Figure 7A).

Nous avons également étudié le SFI dans les groupes simulé (0,02 ± 0,52), FSN seul (0,06 ± 1,75) et TENS seul (-2,36 ± 1,22). Les résultats ont montré qu’aucun de ces deux derniers groupes et le groupe fictif ne présentaient de différence significative l’un par rapport à l’autre (figure 7B). Cela indique que le FSN et le TENS sont des traitements sûrs qui ne causent aucun dommage aux rats en bonne santé (tableau 1).

Réponse électrophysiologique
Nous avons examiné l’évolution de l’amplitude du CMAP dans les groupes de traitement CCI seul, CCI+FSN et CCI+TENS (Figure 8). L’amplitude du CMAP dans les groupes CCI+FSN (5,01 mV ± 0,67 mV) et CCI+TENS (4,64 mV ± 1,96 mV) s’est considérablement améliorée par rapport au groupe CCI seul (1,80 mV ± 0,34 mV) (tableau 2). Les groupes CCI+FSN et CCI+TENS n’ont montré aucune différence significative (figure 8A).

Nous avons également examiné le développement des pics de latence de CMAP dans les groupes CCI seul, CCI+FSN et CCI+TENS. Les pics de latence du CMAP dans les groupes CCI+FSN (2,46 ms ± 0,72 ms) et CCI+TENS (2,26 ms ± 0,97 ms) se sont améliorés de manière significative par rapport au groupe CCI seul (1,23 ms ± 0,22 ms) (tableau 3). Les groupes CCI+FSN et CCI+TENS n’ont montré aucune différence significative (figure 8C).

L’amplitude et la latence du CMAP ont été étudiées dans les groupes simulacres (5,80 mV ±0,53 mV ; 2,35 ms ± 0,37 ms), FSN seul (5,70 mV ± 0,45 mV ; 2,64 ms ± 0,41 ms) et TENS seul (5,54 mV ± 0,92 mV ; 2,61 ms ± 0,20 ms), aucune différence significative entre eux n’a été notée. Cela indique que le FSN et le TENS sont tous deux des traitements sûrs et ne causent pas de dommages aux rats en bonne santé (figure 8B, D).

Figure 1
Figure 1 : Vue schématique de la chronologie de l’établissement du modèle de rat de l’ICC. Les seuils de douleur sont mesurés dès le premier jour après la modélisation (-7 jours) puis tous les 2 jours par la suite (-5, -3, -1 jours). Les seuils de douleur mesurés au jour 1 indiquent une modélisation réussie. Après la modélisation, l’intervention et les mesures électrophysiologiques sont lancées le jour 1. Les groupes CCI+FSN, CCI+TENS, FSN seul et TENS seul ont été traités avec FSN ou TENS à des moments fixes les jours 1, 3, 5 et 7, respectivement. Les rats ont été sacrifiés le jour 7 après des mesures électrophysiologiques et physiologiques. Abréviations : FSN : aiguilletage sous-cutané de Fu ; TENS : stimulation nerveuse électrique transcutanée ; CCI : lésion de constriction chronique ; SFI : indice de la fonction sciatique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Lésion de constriction chronique (CCI) pour induire une douleur neuropathique du nerf sciatique chez le rat. (A) Après le positionnement et la désinfection, la patte arrière droite du rat est rasée. Une incision parallèle est pratiquée dans la peau à 3-4 mm au-dessus du fémur. (B) Le site est pénétré avec précaution tout en tendant le muscle, en séparant les fibres musculaires, puis en les retirant en couches sans les fermer complètement. Le tissu conjonctif entre les muscles fessiers superficiels et les muscles fémoraux est incisé et le fascia est séparé couche par couche. (C) L’incision reste ouverte, exposant le nerf sciatique latéral droit. (D) La ligature est attachée autour du nerf sciatique à l’aide d’une suture au chrome 3-0, garantissant que la ligature est fixée en place et ne glisse pas le long du nerf et ne restreint pas le flux sanguin vers la membrane externe du nerf. (E) La couche musculaire et la peau sont fermées à l’aide de sutures. (F) Une brève contraction dans le membre postopératoire (les cercles rouges indiquent la branche terminale du nerf sciatique) indique une opération réussie. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : Manipulation de l’aiguilletage sous-cutané de Fu (FSN). (A) Fixez le rat dans la contention des rongeurs avec les membres postérieurs exposés, en évitant de forcer (B) L’aiguille FSN est insérée vers le muscle tendu, à peu près près du muscle grand fessier. (C) L’aiguille est insérée dans la peau avec la pointe de l’aiguille placée à environ 15° de la peau. (D) Mouvement de balancement (éventail noir) de l’aiguilletage sous-cutané Fu. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : Position et fixation des électrodes à la surface de la peau du rat pour l’application de la neurostimulation électrique transcutanée (TENS). (A) Électrodes, coupées à 45 mm (longueur) sur 5 mm (largeur), placées sur le rat. (B) Emplacement des points d’acupuncture ST 36 et SP6. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 : Enregistrement des empreintes de pas sur la passerelle. (A) La passerelle pour les mesures physiologiques par évaluation de l’indice fonctionnel sciatique (SFI). (B) Empreintes de pas enregistrées le 7e jour postopératoire. Les différences dans plusieurs mesures de pattes d’animaux peuvent différencier les pattes des groupes simulé, CCI, CCI+FSN, CCI+TENS, FSN seul et TENS seul. Des mesures telles que l’inter-orteil (IT, la distance transversale entre le deuxième orteil et le quatrième orteil), l’écartement des orteils (TS, la distance transversale entre le premier et le cinquième orteil) et la longueur des pattes (PL) sont utilisées pour calculer des valeurs telles que le SFI. Abréviations : FSN : aiguilletage sous-cutané de Fu ; TENS : stimulation nerveuse électrique transcutanée ; CCI : lésion de constriction chronique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 6
Figure 6 : Variation de l’activité nerveuse digitale en fonction de l’intensité du stimulus et des mesures du site d’enregistrement distal des rats par électrophysiologie. (A) Mesures électrophysiologiques pour l’enregistrement des potentiels d’action musculaire composés (CMAP). Les électrodes d’enregistrement et de référence (patch bleu) sont placées respectivement sur les muscles gastrocnémiens latéraux et médiaux, et une stimulation électrique est appliquée à l’extrémité proximale du tronc du nerf sciatique droit sous l’anesthésie induite et maintenue avec Zoletil. (B) Des CAPM représentatifs traçant des groupes simulés, CCI, CCI+FSN, CCI+TENS, FSN seul et TENS seul après 4 traitements (avant l’euthanasie de l’animal). Pour calculer les amplitudes du potentiel d’action musculaire composé (CMAP) de la ligne de base au pic (B-P) et du pic au pic (P-P), la forme d’onde est mesurée de la ligne de base (I) au pic négatif (II) et du pic négatif (II) au pic positif (III), respectivement. L’axe X représente le temps (ms) et l’axe Y représente la tension (mV). Sensibilité : 1 mV ; Durée : 2 ms, 1 ms par image. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 7
Figure 7 : Indice fonctionnel sciatique (SFI) pour chaque groupe. (A) Comparaison de SFI entre les groupes CCI, CCI+FSN et CCI+TENS (* p < 0,05). (B) Comparaison de SFI entre les groupes fictifs, FSN seul et TENS seuls. Abréviations : FSN : aiguilletage sous-cutané de Fu ; TENS : stimulation nerveuse électrique transcutanée ; CCI : lésion de constriction chronique ; SFI : indice de la fonction sciatique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 8
Figure 8 : Résultats électrophysiologiques pour chaque groupe. (A) Amplitude de la CMAP, comparaison entre les groupes CCI, CCI+FSN et CCI+TENS (* p < 0,05). (B) Amplitude du CMAP, comparaison entre les groupes Sham, FSN seul et TENS seul. (C) Pics de latence du CMAP, comparaison entre les groupes CCI, CCI+FSN et CCI+TENS (* p < 0,05). (D) Pics de latence du CMAP, comparaison entre les groupes Sham, FSN seul et TENS seul. Abréviations : FSN : aiguilletage sous-cutané de Fu ; TENS : stimulation nerveuse électrique transcutanée ; CCI : lésion de constriction chronique ; CMAP : potentiel d’action musculaire composé. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

N Méchant SD
Feinte 8 0.02 0.52
CCI 8 -87.40 14.22
CCI+FSN 8 -15.85 3.46
CCI+TEN 8 -29.58 9.19
Le FSN 8 0.06 1.75
DIX 8 -2.36 1.22
FSN : aiguilletage sous-cutané de Fu ;
TENS : stimulation nerveuse électrique transcutanée ;
CCI : lésion de constriction chronique.

Tableau 1 : Résumé des valeurs de l’indice fonctionnel sciatique chez le rat.

N Moyenne (mV) SD
Feinte 8 5.80 0.53
CCI 8 1.80 0.34
CCI+FSN 8 5.01 0.67
CCI+TEN 8 4.64 1.96
Le FSN 8 5.70 0.45
DIX 8 5.54 0.92
FSN : aiguilletage sous-cutané de Fu ;
TENS : stimulation nerveuse électrique transcutanée ;
CCI : lésion de constriction chronique ;
CMAP : potentiel d’action musculaire composé.

Tableau 2 : Résumé des valeurs de la réponse électrophysiologique sur l’amplitude du CMAP chez le rat.

N Moyenne (ms) SD
Feinte 8 2.35 0.37
CCI 8 1.23 0.22
CCI+FSN 8 2.46 0.72
CCI+TEN 8 2.26 0.97
Le FSN 8 2.64 0.41
DIX 8 2.61 0.20
FSN : aiguilletage sous-cutané de Fu ;
TENS : stimulation nerveuse électrique transcutanée ;
CCI : lésion de constriction chronique.

Tableau 3 : Résumé des valeurs de la réponse électrophysiologique sur les pics de latence chez le rat.

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Discussion

Cette étude observe l’effet du traitement par FSN sur la douleur neuropathique dans des modèles CCI de rats. Cette étude présente un protocole de SFI et de tests électrophysiologiques pour évaluer les effets thérapeutiques après un traitement FSN ou TENS. De plus, il illustre comment évaluer la récupération fonctionnelle du nerf lésé à l’aide de tests comportementaux non invasifs et de mesures physiologiques. Les résultats ont montré que le traitement par FSN après une douleur du nerf sciatique induite par l’ICC a montré une amélioration significativement meilleure de tous les indicateurs pronostiques que le traitement TENS. Cette recherche a un grand potentiel pour de futures applications dans les études animales axées sur la thérapie FSN afin de combler le fossé entre la recherche fondamentale et l’application clinique. Cette étude améliorera les résultats pour les patients en comprenant mieux les mécanismes de la maladie

L’acupuncture est utilisée en Chine depuis plus de 3000 ans et est souvent considérée comme une méthode sûre et efficace pour soulager la douleur chez les humains et les animaux de laboratoire 34,35. Des études cliniques antérieures ont confirmé que l’acupuncture pouvait soulager le comportement douloureux dans les modèles CCI36. La FSN, en tant que technique d’acupuncture développée à partir de l’acupuncture traditionnelle chinoise37, est largement utilisée pour traiter de nombreux troubles musculo-squelettiques liés à la douleur38,39. Malgré son efficacité satisfaisante dans les troubles musculo-squelettiques douloureux, le mécanisme sous-jacent du traitement par FSN reste incertain. Les difficultés d’effectuer des expériences d’acupuncture sur des animaux, y compris la complexité et la difficulté de quantifier les techniques d’acupuncture traditionnelles et la posture inconfortable de l’animal, peuvent entraîner la peur et la résistance à l’acupuncture, rendant plus difficiles la technique d’acupuncture et le positionnement des points appropriés, augmentant le risque de blessure et affectant les données expérimentales40. Des recherches récentes sur des animaux ont mis en lumière les mécanismes sous-jacents à l’analgésie de l’acupuncture ; L’analgésie induite par l’acupuncture est associée à la libération de peptides opioïdes endogènes41. Cependant, la perception de la douleur n’est pas uniquement modulée lors de la transmission des signaux de douleur de la périphérie au cortex, ce qui indique que d’autres facteurs et mécanismes peuvent également influencer l’expérience de la douleur.

Sur la base de l’hypothèse présentée par Simons et al.42,43, la formation de MTrP joue un rôle clé dans la sensation de douleur. On pense que la pathogenèse de la formation des points de déclenchement est liée à une plaque motrice anormale dans le muscle. Une libération excessive d’acétylcholine entraîne des potentiels anormaux de plaque terminale et la formation de bandages qui peuvent entraîner des spasmes musculaires persistants entraînant une ischémie et une hypoxie locales conduisant à une hyperalgésie et à une douleur anormale44,45. Un modèle animal pour l’étude MTrP sur des lapins utilisant des aiguilles sèches établi par Hong46 démontre que les aiguilles sèches peuvent moduler les MTrP proximales dans le muscle et la moelle épinière. Cependant, seule la relation entre l’acupuncture et le muscle a été discutée dans cette expérience, et moins d’expériences sur les animaux ont été effectuées en relation avec les lésions nerveuses. La FSN n’est pas la même chose que l’acupuncture traditionnelle ou l’aiguilletage à sec en termes de technique et de base théorique. Le traitement par FSN n’agit pas directement sur le nerf lésé mais est cliniquement efficace47,48. Il a été démontré que dans de nombreux troubles neurologiques cliniques, le principal problème peut se situer sur le muscle plutôt que sur le nerf lui-même. Dans cette étude, en incorporant un modèle de lésion nerveuse avec l’ICC et en traitant les muscles autour du nerf sciatique avec la FSN, la thérapie FSN a montré une réduction significative de la douleur neuropathique et a favorisé la récupération du nerf et du muscle blessés.

Un autre objectif de cette expérience est les avantages du traitement FSN sans anesthésie. Une étude antérieure a montré que la réalisation d’expériences d’acupuncture sur des rats sans anesthésie peut modifier des paramètres physiologiques tels que la fréquence cardiaque, la pression artérielle et les niveaux d’hormones en raison du stress d’immobilisation49. Cependant, certains chercheurs ont fait valoir que les avantages de mener des expériences d’acupuncture sans anesthésie l’emportent sur les effets potentiels du stress d’immobilisation, voire contrecarrent les effets du stress d’immobilisation50. En raison de la petite taille des rongeurs et de leur sensibilité différentielle aux anesthésiques et aux analgésiques, en plus de la perte de conscience causée par l’anesthésie générale, les animaux ne peuvent pas percevoir la douleur. Cependant, chez les animaux inconscients, les stimuli douloureux sont toujours transmis et traités par le système nerveux central51. En plus de la petite taille des rongeurs et de leur sensibilité différentielle aux anesthésiques et aux analgésiques, chez les animaux inconscients, des stimuli douloureux sont toujours transmis et traités par le système nerveux central. L’utilisation d’antagonistes des récepteurs μ et δ-opioïdes chez les animaux traités sous anesthésie peut même entraîner une inversion de l’efficacité de l’acupuncture40,52.

Nous avons sélectionné TENS comme groupe témoin pour cette étude. La TENS est un traitement analgésique qui utilise des courants électriques pulsés à basse fréquence transmis à travers la peau via des électrodes sans l’utilisation de médicaments53. Il a été observé que la TENS à basse fréquence était plus efficace que la TENS à haute fréquence pour augmenter la réponse vasculaire et pourrait être un traitement potentiel de la douleur neuropathique causée par l’ICC54. L’acupuncture est efficace pour des affections telles que la douleur neuropathique. Cependant, les résultats peuvent varier considérablement en fonction du point d’acupuncture choisi55, alors que la TENS réduit l’hypersensibilité nociceptive en activant les voies inhibitrices centrales avec une faible variabilité dans la sélection des différents emplacements56.

Bien que les résultats de cette étude soient encourageants, certaines limites de l’étude doivent être notées. Selon les conseils du Dr Fu, une méthode de traitement FSN complète doit inclure le mouvement de balancement (traitement passif) et la technique de reperfusion (traitement actif). Cependant, cette expérience n’a qu’un mouvement de balancement ; Il est nécessaire de concevoir une meilleure expérience animale à l’avenir. Des essais standardisés antérieurs ont établi que l’évaluation de modèles animaux de compression nerveuse nécessite l’intégration de plusieurs indicateurs, notamment l’analyse comportementale, l’électromyographie, l’immunohistochimie et l’évaluation morphologique57. Dans notre étude, nous avons principalement utilisé l’analyse comportementale et l’électromyographie pour évaluer l’efficacité de la thérapie FSN. Cependant, en raison de l’importance potentielle de l’immunohistochimie et de l’évaluation morphologique dans ce contexte, nous reconnaissons la nécessité de donner la priorité à ces composantes dans les futurs essais de suivi afin de mieux valider l’efficacité de la thérapie FSN dans l’amélioration de ce type de maladie.

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Disclosures

Les auteurs déclarent qu’il n’existe aucun conflit d’intérêts concurrent.

Acknowledgments

Cette étude a été financée par une subvention du centre animalier du Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, Changhua, Taïwan. Les auteurs tiennent à remercier le Show Chwan Memorial Hospital IRCAD TAIWAN pour leur soutien et leur assistance inestimables tout au long de ce projet de recherche.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Forceps World Precision Instruments 14098
Fu’s subcutaneous needling Nanjing Paifu Medical Science and Technology Co.  FSN needles are designed for single use. The FSN needle is made up of three parts: a solid steel needle core (bottom), a soft casing pipe (middle), and a protecting sheath (top).
Medelec Synergy electromyography Oxford Instrument Medical Ltd. 034W003  Electromyogram (EMG) are used to help in the diagnosis and management of disorders such as neuropathies. Contains a portable two-channel electromyography/nerve conduction velocity system.
Normal saline (0.9%) 20 mL Taiwan Biotech Co.,Ltd. 4711916010323 Lot: 1TKB2022
POLYSORB 4-0 VIOLET 30" CV-25 UNITED STATES SURGICAL, A DIVISION OF TYCO HEALTHC GL-181
Retractor COOPERSURGICAL, INC.(USA) 3311-8G
Rompun Elanco Animal Health Korea Co. Ltd. 27668
SCISSORS CVD 90MM BBRUAN XG-LBB-BC101R
Transcutaneous Electrical Nerve Stimulation Well-Life Healthcare Co. Model Number 2205A Digital unit which offers TENS. Supplied complete with patient leads, self-adhesive electrodes, 3 AAA batteries and instructions in a soft carry bag. Interval ON time 1–30 s. Interval OFF time 1–30 s.
Zoletil  VIRRBAC 8V8HA

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Aiguilletage sous-cutané de Fu douleur du nerf sciatique technique d’acupuncture médecine traditionnelle chinoise soulagement de la douleur mécanismes d’action traitement FSN tissus sous-cutanés maintien de la posture modèles animaux rats traitement inconfortable peur et résistance risque de blessure données de recherche anesthésie thérapie FSN sur les animaux modèle de lésion de constriction chronique douleur neuropathique lésion nerveuse constriction chirurgicale compression ou piégeage manipulation appropriée insertion et direction de l’aiguille Rétention de l’aiguille mouvement de balancement
Efficacité de l’aiguilletage sous-cutané de Fu sur la douleur du nerf sciatique : changements comportementaux et électrophysiologiques dans un modèle de rat de constriction chronique
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Chiu, P. E., Fu, Z., Lai, D. W.,… More

Chiu, P. E., Fu, Z., Lai, D. W., Chou, L. W. Efficacy of Fu's Subcutaneous Needling on Sciatic Nerve Pain: Behavioral and Electrophysiological Changes in a Chronic Constriction Injury Rat Model. J. Vis. Exp. (196), e65406, doi:10.3791/65406 (2023).

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