Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

마우스의 Contusive Spinal Cord Injury Model을 위한 자동 임팩터

Published: January 19, 2024 doi: 10.3791/65656
* These authors contributed equally

Summary

여기에 제시된 것은 다양한 정도의 척수 손상 타박상 모델을 정확하게 생성할 수 있는 마우스용 새로운 자동 척수 손상 타박상 장치입니다.

Abstract

자동차 사고 및 낙상과 같은 외상성 부상으로 인한 척수 손상(SCI)은 영구적인 척수 기능 장애와 관련이 있습니다. 척수에 충격을 가하여 척수 손상의 타박상 모델을 만드는 것은 임상에서 대부분의 척수 손상과 유사한 병리를 초래합니다. 정확하고 재현 가능하며 편리한 척수 손상 동물 모델은 척수 손상을 연구하는 데 필수적입니다. 우리는 정확성, 재현성 및 편의성을 갖춘 척수 손상 타박상 모델을 생성할 수 있는 생쥐용 새로운 자동 척수 손상 장치인 Guangzhou Jinan University 스마트 척수 손상 시스템을 제시합니다. 이 시스템은 자동화된 모바일 플랫폼 및 고급 소프트웨어와 결합된 레이저 거리 센서를 통해 다양한 정도의 척수 손상 모델을 정확하게 생성합니다. 이 시스템을 사용하여 세 가지 수준의 척수 손상 마우스 모델을 만들고, Basso 마우스 스케일(BMS) 점수를 결정하고, 정확성과 재현성을 입증하기 위해 행동 및 염색 분석을 수행했습니다. 우리는이 장치를 사용하여 부상 모델 개발의 각 단계를 보여 주며 표준화 된 절차를 형성합니다. 이 방법은 재현 가능한 척수 손상 타박상 마우스 모델을 생성하고 편리한 취급 절차를 통해 인간의 조작 요인을 줄입니다. 개발된 동물 모델은 척수 손상 메커니즘 및 관련 치료 접근법을 연구하는 데 신뢰할 수 있습니다.

Introduction

척수 손상은 일반적으로 손상된 부분 아래의 영구적인 척수 기능 장애를 초래합니다. 주로 척추에 부딪히는 물체와 척추의 과신전으로 인해 발생하는데, 교통사고나 낙상 등이 그것이다1. 척수 손상에 대한 효과적인 치료 옵션이 제한되어 있기 때문에 동물 모델을 사용하여 척수 손상의 발병 기전을 설명하는 것은 적절한 치료 접근법을 개발하는 데 도움이 될 것입니다. 척수에 가해지는 충격으로 인한 척수 손상의 타박상 모델은 대부분의 임상적 척수 손상 사례와 유사한 병리를 가진 동물 모델을 개발한다 2,3. 따라서 척수 손상 타박상에 대한 정확하고 재현 가능하며 편리한 동물 모델을 제작하는 것이 중요합니다.

1911년 Allen이 척수 손상의 첫 번째 동물 모델을 발명한 이래, 척수 손상 동물 모델을 확립하기 위한 기구의 개발에 큰 진전이 있었습니다 4,5. 손상 기전에 따라 척수 손상 모델은 타박상, 압박, 산만, 탈구, 절개 또는 화학적6으로 분류된다. 그 중에서도 외력을 사용하여 척수를 변위시키고 손상시키는 타박상 모델은 대부분의 척수 손상 환자의 임상 원인에 가장 가깝습니다. 따라서 타박상 모델은 척수 손상 연구에서 많은 연구자들에 의해 사용되어 왔다 3,7. 척수 손상 타박상 모델을 개발하기 위해 다양한 도구가 사용됩니다. 뉴욕대학교(New York University, NYU)의 다기관 동물 척수 손상 연구(MASCIS) 충격기는 체중 감량 장치(weight-drop device)에 의해 척수 손상 타박상을 일으킨다8. 몇 가지 업데이트된 버전을 거친 후, MASCIS 임팩터는 척수 손상 타박상 동물 모델9을 개발하는 데 널리 사용된다. 그러나 MASCIS의 임팩트로드가 떨어져 척수에 부딪히면 다발성 손상이 발생할 수 있으며, 이는 척수 손상 모델의 손상 정도에 영향을 미칩니다. 또한 기기의 정확성과 제조 모델의 반복성을 보장하기 위해 기계적 정밀도를 달성하는 것도 어렵습니다. 무한 지평선 임팩터는 무거운 낙하가 아닌 척수에 가해지는 힘을 제어하여 타박상을 유발한다10. 센서에 연결된 컴퓨터를 사용하여 충격기와 척수 사이의 충격력을 직접 측정합니다. 임계값에 도달하면 임팩터가 즉시 수축되어 중량 리바운드를 방지하고 정확도를 향상시킵니다10,11. 그러나 이러한 미세한 운동 방식을 사용하여 손상을 입히면 일관성 없는 손상과 기능적 결함이 발생할 수 있습니다6. 오하이오 주립 대학(OSU) 장치는 전자기 드라이버(12,13)에 의해 과도 속도로 척수의 등쪽 표면을 압축한다. 이 장치는 무한 지평선 임팩터와 유사한데, 근거리 압박을 사용하여 척수 손상을 유발하기 때문입니다. 그러나, 영점의 초기 결정은 뇌척수액(6,14)의 존재로 인해 오류를 발생시킨다는 점에서 다양한 한계가 있다. 요약하면, 척수 손상 타박상 동물 모델을 개발하는 데 사용할 수 있는 많은 도구가 있지만 모두 동물 모델의 정확도와 재현성이 불충분한 몇 가지 한계가 있습니다. 따라서 척수 손상의 마우스 타박상 모델을 보다 정확하고 편리하며 재현성 있게 만들기 위해서는 자동화되고 지능적인 척수 손상 임팩터가 필요합니다.

새로운 척수 손상 충격기인 광저우 지난 대학 스마트 척수 손상 시스템(G 스마트 SCI 시스템; 그림 1), 척수 손상 타박상 모델 제작. 이 장치는 레이저 거리 측정기를 포지셔닝 장치로 사용하며 자동화된 모바일 플랫폼과 결합되어 타격 속도, 타격 깊이 및 체류 시간을 포함하여 설정된 타격 매개변수에 따라 타격을 자동화합니다. 자동화된 작동은 인적 요인을 줄이고 동물 모델의 정확성과 재현성을 향상시킵니다.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

동물과 관련된 연구는 지난 대학교 윤리 위원회의 검토와 승인을 받았습니다.

1. 동물의 마취 및 T10 척추 후궁 절제술

  1. 이 연구에는 8주 된 암컷 젊은 성인 C57/6J 마우스를 사용합니다. 케타민(100mg/kg)과 디아제팜(5mg/kg)을 복강내 주사하여 마우스를 마취합니다. 통증 반사 상실로 나타나는 성공적인 마취를 확인하십시오. 마취 후 건조함을 방지하기 위해 눈에 수의사 연고를 바르십시오.
  2. 면도기를 사용하여 쥐 등의 털을 면도하여 피부를 드러냅니다. 요오드와 알코올을 번갈아 세 번 번갈아 가며 피부를 소독합니다.
  3. 메스를 사용하여 등쪽 피부에 2.5cm의 내측 세로를 절개하고 핀셋을 사용하여 T9-T11 높이에서 척추를 노출시킵니다.
  4. 척추 고정기를 사용하여 T10 패싯을 양측으로 고정합니다. 척추가 안정적으로 고정되었는지 확인하십시오. 척추 주위 근육이 벗겨졌는지 확인하고 미세 연삭 드릴을 사용하여 가시돌기와 라미네를 제거하여 T10 세그먼트의 척수를 노출시킵니다.

2. G smart SCI 시스템을 이용한 T10 척수 타박상

  1. 스위치를 켜고 장치가 자동으로 원래 상태로 돌아갈 때까지 기다립니다. 척추 고정기를 G 스마트 SCI 시스템에 넣고 나사를 사용하여 고정합니다.
  2. 작동 터치 스크린(그림 2A)을 사용하여 충격 속도(1m/s), 충격 깊이(3개의 다른 마우스 세트에 대해 0.5mm, 0.8mm 및 1.1mm) 및 체류 시간(500ms)15을 포함한 손상 매개변수를 설정합니다.
  3. 플랫폼을 움직여 노출된 척수의 중앙에 레이저 거리 측정기를 정렬합니다. (그림 2B)
  4. 터치 스크린의 Ready(준비) 단추를 클릭합니다(그림 2C). 임팩트 헤드는 설정 매개변수에 따라 특정 높이로 자동 조정됩니다. 캐리어 테이블은 척수 충격 부위를 충격 머리 아래로 자동으로 이동합니다.
  5. 충격 헤드를 수동으로 눌러 충격 부위를 추가로 결정합니다. 시작 버튼을 클릭하면 임팩트 헤드가 설정된 매개변수에 따라 척수에 부딪힙니다.
  6. 장치에서 마우스를 제거하고 실체현미경(20x)으로 관찰하여 척수 손상을 확인합니다(그림 3). 모델 개발의 성공 여부를 판단하려면 국소 울혈, 붕괴 및 척추막 파열을 관찰합니다.
  7. 근육, 근막 및 피부를 3-0 봉합사를 사용하여 층별로 봉합합니다. 쥐를 따뜻한 상자에 넣고 회복을 기다립니다.

3. 수술 후 관리

  1. 수술 후 7일간 매일 멜록시캠(5mg/kg)을 피하주사한다. 방광 기능이 회복될 때까지 8시간마다 수동으로 방광을 비우십시오.
  2. 수술 후 14일이 지나면 봉합사를 제거하십시오.

4. 척추 손상의 효과 검사

  1. 수술 후 첫 번째 날부터 마우스에 대한 BMS 점수를 계산합니다16,17.
  2. 수술 30일째 되는 날, 캣워크, 풋폴트, 로타로드16,17 등 동물행동실험을 실시한다. 캣워크: 45cm의 기록 거리; 최대 실행 시간 8초; 카메라 게인 28.02; 강도 임계값 0.01. 발 결함: 각 마우스에 대해 60단계를 기록합니다. 로타로드: 속도 20rpm. 마우스가 떨어지는 시간을 기록하고 120초 이상 동안 120초로 기록합니다.
  3. 수술 후 31일째 되는 날에는 케타민(100mg/kg)과 디아제팜(5mg/kg)을 복강내 주사하여 마우스를 마취한 후 4% PFA를 사용하여 관류하여 마우스를 안락사시킵니다. 척수를 조심스럽게 제거하고 파라핀이 박히기 위해 부상 부위 위아래 5mm를 가로챕니다. 마우스 척수 손상의 중심을 5μm 절편으로 만들고 헤마톡실린 및 에오신 염색17을 수행합니다.
  4. 통계 분석의 경우 상용 소프트웨어를 사용하십시오. 데이터를 평균의 평균 ± 표준 오차(SEM)로 표현하고 일원 분산 분석을 사용하여 비교합니다. P < 0.05는 유의한 것으로 간주되었습니다.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

후궁절제술은 상기한 바와 같이 24마리의 암컷 마우스(생후 8주령)에 대해 수행하였다. 가짜 그룹(n=6)의 마우스는 척수 손상을 입지 않은 반면, 0.5mm 그룹(n=6), 0.8mm 그룹(n=6) 및 1.1mm 그룹(n=6)을 포함한 나머지 마우스는 서로 다른 깊이의 척수 충돌에 노출되었습니다. BMS 점수는 수술 후 1개월까지 정기적으로 기록되었습니다(그림 4). 다른 그룹에서 마우스의 수술 후 BMS 점수에는 상당한 차이가 있었습니다. 1개월 후, 0.5mm 그룹의 마우스는 수술 후 점수가 4-6점이었고 가짜 그룹과 유사한 수준으로 회복되었습니다. 0.8mm와 1.1mm의 마우스는 수술 후 점수가 1-2점이었다. 1개월 후, 0.8mm 그룹의 마우스는 4-6점으로 회복된 반면, 1.1mm 그룹의 마우스는 거의 회복되지 않았습니다.

1개월 후, 발 결함, 로타로드 및 캣워크를 포함한 동물 행동 분석을 수행했습니다. 발 결함 분석(그림 5A)에서 0.5mm와 가짜 그룹 간에 뒷다리 발 결함에 큰 차이가 없었습니다. 그러나 0.8mm 그룹의 뒷다리 발 결함은 다른 모든 그룹과 유의하게 달랐습니다. 1.1mm 그룹의 쥐의 발 결함 비율은 100%였는데, 이는 뒷다리가 땅에서 동물을 지탱할 수 없었기 때문이었고 다른 그룹과 크게 달랐기 때문입니다. 로타로드 테스트(그림 5B)에서는 서로 다른 쥐 그룹에 속하는 대기 시간을 기록했습니다. 0.8mm군과 1.1mm군은 다른 군과 유의하게 달랐지만, 가짜 군은 0.5mm군과 비슷한 결과를 보였다. 캣워크 테스트(그림 6)에서는 다양한 쥐 그룹의 규칙성 지수와 후방 최대 접촉 면적을 기록하고 분석했습니다. 서로 다른 그룹의 쥐 간에 규칙성 지수와 뒷 최대 접촉 면적에 유의한 차이가 있었으며, 이는 척수 손상 깊이가 다른 쥐 간에 보행 기능에 상당한 차이가 있음을 의미합니다. 따라서, 척수 손상의 깊이가 다르고 뒷다리 기능에 현저한 차이가 있는 마우스 모델을 개발된 장치를 사용하여 만들 수 있습니다.

마지막으로, 생쥐의 척수를 절제하고(그림 7A) 헤마톡실린 및 에오신(HE) 염색을 위한 절편을 만들었습니다(그림 7C). 척수 영상과 HE로 염색된 부분 모두에서 다양한 정도의 손상이 있었습니다. 요약하면, 우리는 제안된 장비를 사용하여 다양한 등급의 척수 손상 마우스 모델을 정확하게 개발했습니다.

Figure 1
그림 1: 광저우 지난 대학교 스마트 척수 손상 시스템(G 스마트 SCI 시스템). 캐리어 테이블에 마우스를 고정하기 위한 척추 이모빌라이저를 고정합니다. 터치 스크린 을 통해 충격 매개변수를 설정합니다. 측면 마이크로 드라이버를 사용하여 캐리어의 측면 위치를 조정하고 터치 스크린을 사용하여 전면 위치를 조정합니다. 레이저 거리 측정기는 임팩트 위치를 확인하고 임팩트 높이를 측정하여 설정된 스트라이크 위치와 깊이에 따라 임팩트 헤드가 정확하게 타격할 수 있도록 합니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 2
그림 2: 작동 터치 스크린. (A) 매개변수 페이지에서 충격 속도(0.5 -2.0m/s), 충격 깊이(0 -3mm) 및 체류 시간(500 -2ms)을 포함한 손상 매개변수를 설정할 수 있습니다. (B) 이동 페이지에서 임팩트 헤드의 높이와 척추 고정기 위치를 설정할 수 있습니다. (C) 준비 페이지에서 준비 버튼을 클릭하면 설정된 매개변수에 따라 임팩트 헤드와 캐리어 테이블이 특정 위치로 자동 조정됩니다. 시작 버튼을 클릭하면 임팩트 헤드가 설정된 매개변수에 따라 척수에 부딪힙니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 3
그림 3: 손상 후의 척수. (A) 가짜 그룹. 척추 이모빌라이저는 T10 척추를 고정시켰고, 후궁 절제술 후 척수는 손상 없이 노출되었습니다. (B) 0.5mm 그룹. 척수는 0.5mm 깊이에 부딪힌 후 경미한 손상을 입었고 약간의 울혈이 있었습니다. (C) 0.8mm 그룹. 척수는 중등도의 손상을 입었고 0.8mm 깊이에 부딪힌 후 명백한 울혈이 있었습니다. 척수는 1.1mm 깊이에 부딪혀 심하게 다쳤고 많은 코막힘이있었습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 4
그림 4: BMS 점수. 마우스의 BMS 점수는 수술 후 첫 번째 날부터 수술 후 1개월까지 기록되었습니다(n=6/그룹). *p< 0.05, ** p < 0.01, *** p < 0.001을 일원분산분석과 비교한 결과입니다. 날짜는 평균의 평균 ± 표준 오차(SEM)로 표현됩니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 5
그림 5: 발자국 테스트 및 회전 테스트. (A) 척수 손상 정도가 다른 마우스의 뒷다리 발 결함(n =6/그룹). p <0.001은 일원 분산 분석을 사용한 경우와 비교한 값입니다. (B) 가속 로타로드 동안 낙하까지의 잠복기를 척수 손상의 정도가 다른 마우스(n=6/그룹)에서 비교했습니다. * p < 0.05, *** p < 0.001은 일원 분산 분석을 사용한 경우와 비교한 값입니다. 날짜는 평균의 평균 ± 표준 오차(SEM)로 표현됩니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 6
그림 6: 캣워크 테스트. (A, C) 척수 손상 정도가 다른 마우스의 규칙성 지수(n = 6 /그룹). * p < 0.05, *** p < 0.001은 일원 분산 분석을 사용한 경우와 비교한 값입니다. (나, 디) Hind max 접촉 면적은 소프트웨어(n = 6 /group)를 사용하여 자동으로 분석되었습니다. ** p < 0.01, *** p < 0.001을 일원분산분석과 비교한 결과입니다. 날짜는 평균의 평균 ± 표준 오차(SEM)로 표현됩니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 7
그림 7: 척수 및 H&E 염색. (A) 수술 후 1개월 후 부상 정도가 다른 쥐의 척수. (B) 확대된 수치. (C) 손상 정도가 다른 마우스의 척수 손상 부위의 H&E 염색. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

척수 손상은 감각 및 운동 장애를 일으켜 심각한 신체적, 정신적 장애를 초래할 수 있습니다. 중국에서는 성(省)에 따라 척수 손상 발생률이 100만 명당 14.6명에서 60.6명까지 다양하다18. SCI의 유병률 증가는 의료 시스템에 더 많은 압력을 가할 것입니다. 현재 척수손상, 손상에 대한 효과적인 치료법은 그 병리기전과 회복 과정이 아직 완전히 이해되지 않았기 때문에 제한적이다19. 척수 손상의 병리기전과 회복 과정을 조사하기 위해 정확하고 재현 가능한 척수 손상 동물 모델을 만들 필요가 있습니다. 이를 위해 우리는 정확하고 반복 가능하며 간단한 척수 손상 기구를 개발했습니다.

NYU-MASCIS 임팩터, 무한 호라이즌 임팩터 및 OSU 임팩터를 포함한 많은 장치가 척수 손상의 타박상 모델을 만드는 데 사용됩니다 8,9,12,13,20. 이러한 장치는 작동이 복잡하고 직원의 숙련도가 다르기 때문에 큰 오류가 발생할 수 있습니다. 더욱이, 이러한 장치의 설계에는 정확도와 재현성이 떨어지는 다양한 결함이 있습니다6. 척수 손상의 특정 위치에 따라 그 중증도가 결정되므로, 척수 손상 모델을 수립하는 동안, 포지셔닝 방법은 모델링(21)의 정확도를 결정한다. G 스마트 SCI 시스템은 레이저 거리 측정기를 사용하여 척수 손상 부위를 찾고 거리 측정기 데이터를 기반으로 임팩트 헤드의 높이를 조정하여 타격 깊이를 설정합니다. 레이저 포지셔닝을 사용하는 또 다른 타악기 장치는 Indiana University School of Medicine15의 Louisville Injury System Apparatus(LISA) 임팩터입니다. LISA는 레이저 포지셔닝을 사용하지만 제어된 타격 깊이를 달성하기 위해 임팩트 헤드의 높이를 수동으로 결정하고 조정해야 하므로 사람의 개입이 증가합니다. 한편, LISA는 공압 스트라이크와 노트북 제어를 사용하는데, 이는 더 많은 실험 공간을 필요로 하고 운영 비용을 증가시킨다10. G 스마트 SCI 시스템은 작업 프로세스를 반자동화하여 인적 오류를 줄이고 가벼운 디자인으로 이동이 용이합니다.

설정된 매개변수를 기반으로 이 장치는 쥐의 척수에 정확하게 충격을 가하여 척수 손상 정도가 다른 모델을 생성할 수 있습니다. 이 연구에서 척수 손상 정도가 다른 쥐는 뒷다리 기능에서 상당한 차이를 보였습니다. 중요한 것은 분석이 재현 가능하고 일관되게 SCI 모델을 생성할 수 있다는 것입니다.

프로토콜에서 가장 중요한 단계에는 후궁 절제술을 정확하게 수행하고, 마우스의 척추를 안정화하고, 실험의 정확성과 반복성을 보장하기 위해 정확한 위치 지정을 위해 레이저를 사용하는 것이 포함됩니다. 설계 과정에서 장치를 몇 가지 개선했습니다. 우리는 타격 후 스테이지가 거리 지점으로 쉽게 돌아갈 수 없다는 것을 알았으므로 거리 지점으로 돌아가는 버튼을 추가했습니다. 또한 원하는 매개변수를 빠르게 조정할 수 없었기 때문에 입력을 위해 숫자 키보드를 추가했습니다. 첫 번째 버전의 느린 충전 전자기 드라이브도 개선되었습니다. 이 장치는 현재 흉부 척수 손상 타박상 마우스 모델의 확립으로 제한됩니다. 쥐 척수 손상 모델 또는 경추 척수 손상 모델의 확립에서 이 도구의 사용을 지원하기 위한 연구가 수행되어야 합니다.

또한 캔자스 대학교 의과대학의 빌겐 박사는 외상성 뇌 손상(TBI) 및 척수 손상(SCI)을 포함한 중추 신경계(CNS) 손상을 유발할 수 있는 컴퓨터 제어 충격기 장치를 설명했습니다.22 본 기기와 마찬가지로 이 기기도 다양한 상용화 장비 및 시스템을 사용하기 때문에 상용화에 성공하여23. 우리가 설명하는 장비는 자동화, 정확성 및 편의성의 특성을 가지고 있으며 향후 상용화되어 더 많은 척수 손상 연구자들에게 도움이 될 것으로 예상됩니다.

요약하자면, 우리는 SCI 타박상 모델을 만들기 위해 자동화된 마우스 척수 충격기를 설계했습니다. 이 장치는 레이저 거리 측정기로 정확도를 개선하고 자동화된 작동 프로세스를 통해 인적 오류를 줄입니다. 또한 G 스마트 SCI 시스템은 다른 장치보다 작동 및 휴대가 간편하여 척수 손상 연구에 편리함을 제공합니다. 중요한 것은 이 장치가 실험의 필요에 따라 다양한 등급의 SCI 마우스 모델을 정확하고 재현 가능하게 생성할 수 있다는 것입니다.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

저자는 재정적 이익이 상충되지 않는다고 선언합니다.

Acknowledgments

이 연구는 중국 국립 자연 과학 재단, Nos. 82102314(ZSJ 소속) 및 32170977(HSL 소속) 및 광둥성 자연과학 재단 Nos. 2022A1515010438(ZSJ 소속) 및 2022A1515012306(HSL 소속)의 지원을 받았습니다. 이 연구는 중국 제남대학교 제1부속병원의 임상 프론티어 기술 프로그램(Nos. JNU1AF- CFTP- 2022-a01206)의 지원을 받았습니다. 이 연구는 광저우 과학 기술 계획 프로젝트, Nos. 202201020018(HSL로), 2023A04J1284(ZSJ로) 및 2023A03J1024(HSL로)의 지원을 받았습니다.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.01M PBS (powder, pH7.2-7.4) Solarbio Life Sciences P1010
2,2,2-Tribromoethanol Macklin 75-80-9
4% paraformaldehyde tissue fixative Biosharp life science BL539A
Biomicroscope Leica LCC50 HD
CatWalk  Noldus Information Technology CatWalk XT 9.1
Cover glass CITOTEST Scientific 10212432C
Embedding machine Changzhou Zhongwei Electronic Instrument BMJ-A
Ethanol absolute DAMAO 64-17-5
FootFaultScan Clever Sys Inc. -
Glass slide CITOTEST Scientific 80302-2104
Hematoxylin and Eosin Staining Kit Beyotime Biotechnology C0105S
micro-grinding drill  FEIYUBIO 19-7010
Mouse spinal fixator RWD Life Science 68094
Paraffin microtome Thermo shandon finesse 325
RotaRod for Mice Ugo Basile 47600
Stereomicroscope KUY NICE SZM-7045
Tert-Amyl alcohol Macklin 75-85-4
Xylene China National Pharmaceutical #10023418

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Venkatesh, K., Ghosh, S. K., Mullick, M., Manivasagam, G., Sen, D. Spinal cord injury: pathophysiology, treatment strategies, associated challenges, and future implications. Cell and Tissue Research. 377 (2), 125-151 (2019).
  2. Chiu, C. W., Cheng, H., Hsieh, S. L. Contusion Spinal Cord Injury Rat Model. Bio Protocol. 7 (12), e2337 (2017).
  3. Thygesen, M. M., Guldbæk-Svensson, F., Rasmussen, M. M., Lauridsen, H. Contusion Spinal Cord Injury via a Microsurgical Laminectomy in the Regenerative Axolotl. Journal of Visualized Experiments. (152), 60337 (2019).
  4. Anderson, T. E. A controlled pneumatic technique for experimental spinal cord contusion. Journal of Neuroscience Methods. 6 (4), 327-333 (1982).
  5. Allen, A. R. SURGERY OF EXPERIMENTAL LESION OF SPINAL CORD EQUIVALENT TO CRUSH INJURY OF FRACTURE DISLOCATION OF SPINAL COLUMN: A PRELIMINARY REPORT. Journal of the American Medical Association. LVII (11), 878-880 (1911).
  6. Cheriyan, T., et al. Spinal cord injury models: a review. Spinal Cord. 52 (8), 588-595 (2014).
  7. Yan, R., et al. A modified impactor for establishing a graded contusion spinal cord injury model in rats. Annals of Translational Medicine. 10 (8), 436 (2022).
  8. Gruner, J. A. A monitored contusion model of spinal cord injury in the rat. Journal of Neurotrauma. 9 (2), 123-126 (1992).
  9. Ghnenis, A. B., et al. Evaluation of the Cardiometabolic Disorders after Spinal Cord Injury in Mice. Biology (Basel). 11 (4), 495 (2022).
  10. Scheff, S. W., Rabchevsky, A. G., Fugaccia, I., Main, J. A., Lumpp, J. E. Jr Experimental modeling of spinal cord injury: characterization of a force-defined injury device. Journal of Neurotrauma. 20 (2), 179-193 (2003).
  11. Hong, Y. R., et al. Ultrasound stimulation improves inflammatory resolution, neuroprotection, and functional recovery after spinal cord injury. Scientific Reports. 12 (1), 3636 (2022).
  12. Noyes, D. H. Electromechanical impactor for producing experimental spinal cord injury in animals. Medical & Biological Engineering & Computing. 25 (3), 335-340 (1987).
  13. Stokes, B. T., Noyes, D. H., Behrmann, D. L. An electromechanical spinal injury technique with dynamic sensitivity. Journal of Neurotrauma. 9 (3), 187-195 (1992).
  14. Pearse, D. D., et al. Histopathological and behavioral characterization of a novel cervical spinal cord displacement contusion injury in the rat. Journal of Neurotrauma. 22 (6), 680-702 (2005).
  15. Wu, X., et al. A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice. Journal of Visualized Experiments. (124), 54988 (2017).
  16. Forgione, N., Chamankhah, M., Fehlings, M. G. A Mouse Model of Bilateral Cervical Contusion-Compression Spinal Cord Injury. Journal of Neurotrauma. 34 (6), 1227-1239 (2017).
  17. Ji, Z. S., et al. Highly bioactive iridium metal-complex alleviates spinal cord injury via ROS scavenging and inflammation reduction. Biomaterials. 284, 121481 (2022).
  18. Chen, C., Qiao, X., Liu, W., Fekete, C., Reinhardt, J. D. Epidemiology of spinal cord injury in China: A systematic review of the chinese and english literature. Spinal Cord. 60 (12), 1050-1061 (2022).
  19. Flack, J. A., Sharma, K. D., Xie, J. Y. Delving into the recent advancements of spinal cord injury treatment: a review of recent progress. Neural Regeneration Research. 17 (2), 283-291 (2022).
  20. Khuyagbaatar, B., Kim, K., Kim, Y. H. Conversion Equation between the Drop Height in the New York University Impactor and the Impact Force in the Infinite Horizon Impactor in the Contusion Spinal Cord Injury Model. Journal of Neurotrauma. 32 (24), 1987-1993 (2015).
  21. Alizadeh, A., Dyck, S. M., Karimi-Abdolrezaee, S. Traumatic Spinal Cord Injury: An Overview of Pathophysiology, Models and Acute Injury Mechanisms. Frontiers in Neurology. 10, 282 (2019).
  22. Bilgen, M. A new device for experimental modeling of central nervous system injuries. Neurorehabilitation and Neural Repair. 19 (3), 219-226 (2005).
  23. Khan, M., et al. GSNOR and ALDH2 alleviate traumatic spinal cord injury. Brain Research. 1758, 147335 (2021).

Tags

이달의 JoVE 203호 타박상 척수 손상 타박상성 척수 손상 모델 생쥐 동물 모델
마우스의 Contusive Spinal Cord Injury Model을 위한 자동 임팩터
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Wu, M., Luo, J., Gao, Y., Peng, C.,More

Wu, M., Luo, J., Gao, Y., Peng, C., Chen, T., Zhang, G., Yang, H., Lin, H., Ji, Z. Automated Impactor for Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice. J. Vis. Exp. (203), e65656, doi:10.3791/65656 (2024).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter