Summary

骨髄異形成症候群および急性骨髄性白血病における骨髄微小環境集団の同定

Published: November 10, 2023
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Summary

ここでは、骨髄異形成症候群および急性骨髄性白血病のマウスモデルから骨髄微小環境集団を分離および特徴付けるための詳細なプロトコルが提示されます。この技術は、疾患の進行に伴う内皮細胞や間葉系間質細胞を含む非造血骨髄ニッチの変化を特定します。

Abstract

骨髄微小環境は、間葉系間質細胞、内皮細胞、骨系細胞、線維芽細胞などの異なる細胞集団で構成されており、造血幹細胞(HSC)を支えています。骨髄微小環境は、正常な造血幹細胞をサポートするだけでなく、骨髄異形成症候群(MDS)や急性骨髄性白血病(AML)などの造血幹細胞障害の発症にも関与しています。造血幹細胞におけるMDS関連変異は、特に高齢者において、分化不全および進行性骨髄不全を引き起こす。MDSは、未熟な骨髄芽球の急速な蓄積を特徴とする疾患である治療抵抗性AMLに進行することがよくあります。骨髄微小環境は、これらの骨髄性腫瘍の患者で変化することが知られています。ここでは、骨髄異形成症候群および急性骨髄性白血病のマウスモデルから骨髄微小環境細胞を単離し、表現型的に特徴付けるための包括的なプロトコルが説明されています。骨髄ニッチ集団における変化を単離し、特徴づけることは、疾患の開始と進行におけるそれらの役割を決定するのに役立ち、骨髄間質集団における癌を促進する変化を標的とする新しい治療法の開発につながる可能性があります。

Introduction

骨髄微小環境は、造血細胞、非造血間質細胞、および細胞外マトリックスからなる1,2。この微小環境は、造血幹細胞の自己複製を促進し、系統分化を調節し、骨組織に構造的および機械的支持を提供することができる1,2,3,4,5。間質ニッチには、骨系細胞、線維芽細胞、神経細胞、および内皮細胞6が含まれ、造血ニッチは、リンパ系および骨髄系集団1,2,3からなる。骨髄微小環境は、正常な造血幹細胞をサポートするだけでなく、MDSやAML 7,8,9,10,11などの造血幹細胞疾患の発症にも役割を果たす可能性があります。骨系細胞の変異は、MDS、AML、およびその他の骨髄増殖性腫瘍の発症を促進することが示されています10,12,13,14

骨髄異形成症候群は、造血幹細胞の突然変異から生じる前白血病疾患のグループです。MDSは、造血幹細胞の分化や異形成細胞の産生のブロックと関連していることが多く、骨髄不全につながることがよくあります。MDSは、米国で最も一般的に診断される骨髄性腫瘍であり、35%〜45%の3年生存率と関連しています15。MDSは、急性骨髄性白血病への形質転換のリスクが高いことと関連していることが多い。MDS由来のAMLはほとんどの治療法に耐性があり、再発する可能性が高いため、これは致命的な合併症になる可能性があります。造血幹および前駆細胞の転座または変異によりde novoで発生するAMLも、標準的な化学療法に耐性を示すことが多い16,17。MDSとAMLは主に高齢者の疾患であり、大多数が60歳以上と診断されているため、ほとんどの患者は根治的骨髄移植に不適格です。したがって、疾患進行の新たな調節因子を同定する必要性は極めて大きい。骨髄微小環境は悪性細胞14を支持することができるので、疾患の進行に伴う骨髄ニッチの変化を定義することは、腫瘍ニッチのリモデリングを阻害することを目的とした新規治療薬の同定につながり得る。したがって、疾患進行の新たな調節因子を同定する必要性は極めて高い。この目的のためには、悪性細胞を支持する可能性のある骨髄間質細胞集団の変化を特定し、特徴付けることが重要です。

AMLおよびMDSのいくつかのマウスモデルが生成されており、疾患の開始および進行中の骨髄微小環境の変化を研究するために使用できます6,1,19,20,21,22。ここでは、レトロウイルス誘発性AML 6,20のマウスモデル、ならびに高リスクMDSからAMLへの形質転換19の市販のNup98-HoxD13(NHD13)モデルを用いて、骨髄間質細胞集団の変化を同定するプロトコルが記載されている。de novoAML細胞を移植したマウスは、20〜30日でこの病気に屈します6。NHD13マウスは、15〜20週頃に血球減少症と骨髄異形成を発症し、最終的にAMLに変化し、マウスの約75%が32週頃にこの病気に屈します。マウスモデルの骨髄微小環境集団を解析するために、骨を採取し、骨髄と骨棘を酵素消化を用いて消化し、次に磁気選別によって細胞をCD45-/Ter119-非造血集団のために濃縮します。同様の分析は以前にも報告されています11,13,22,23,24,25、それらはしばしば骨髄または骨のいずれかに焦点を当てており、両方のソースからの細胞を分析に組み込んでいません。これらの集団の特性評価と遺伝子発現解析を組み合わせることで、細胞造血微小環境が疾患の開始と進行をどのようにサポートするかを包括的に理解することができます(図1)。以下に説明するプロトコルは、レトロウイルス誘発性AMLモデルと遺伝的MDSモデルに焦点を当てていますが、これらの戦略は、関心のあるマウスモデルの骨髄ニッチの変化を研究するために簡単に適応させることができます。

Protocol

すべての動物実験は、ロチェスター大学動物資源委員会によって承認されたプロトコルに従って実施されました。マウスはロチェスター大学の動物飼育施設で飼育され、飼育されました。高リスクMDSをモデル化するために、市販のNHD13マウスモデル19が採用されています。このモデルでは、発症前の8週齢の雌のNHD13マウスで骨髄間質細胞を解析します。De novo(デ・ノボ)…

Representative Results

本稿では、MDSおよび白血病マウスモデルから、内皮細胞や間葉系間質細胞などの骨髄微小環境集団を解析するためのフローサイトメトリーベースの手法について説明します(図1)。 図2 は、前方散乱および側方散乱プロファイルによる消化およびCD45/Ter119枯渇画分の細胞(P1)の選択から始まる、目的の集団を検出するためのゲーティング戦略を示して?…

Discussion

マウス白血病モデルは、侵攻性骨髄性白血病の進行を促進する細胞内因性およびニッチ主導のシグナルを特定するために広く使用されています6,19,21。ここでは、MDSおよびAMLのマウスモデルにおける骨髄微小環境の細胞組成を定義するための包括的なフローサイトメトリーベースのプロトコルが提示されます。

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Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

URMCフローサイトメトリーコアに感謝します。この研究は、米国血液学会奨学生賞、白血病研究財団賞、およびJ.B.に授与されたNIH助成金R01DK133131およびR01CA266617の支援を受けました。

Materials

1 mL pipette Tips  Genesee Scientific  24-165RL
1.7 mL Microcentrifuge Tubes AVANT L211511-CS
10 µL pipette Tips Genesee Scientific  24-140RL
10 mL Individually Wrapped Sterile Serological Pipettes Globe scientific 1760
1000 mL Vacuum Filtration Flask NEST 344021
15 mL Centrifuge Tube VWR 10026-076
2 mL Aspirating Pipette NEST 325011
200 µL pipette Tips Genesee Scientific  24-150-RL
25 mL Individually Wrapped Sterile Serological Pipettes Globe scientific 1780
5 mL Individually Wrapped Sterile Serological Pipettes Globe scientific 1740
5 mL Polystyrene Round-Bottom Tube  12 x 75 mm style Falcon 352054
5 mL Polystyrene Round-Bottom Tube with Cell Strainer Cap 12 x 75 mm style Falcon 352235
50 mL Centrifuge Tube NEST 602052
6 Well, Flat Bottom with Low Evaporation Lid Falcon 353046
Absorbent Underpads with Waterproof Moisture Barrier VWR 56616-031
APC MicroBeads Miltenyi  130-090-855
autoMACS Pro Separator Miltenyi Biotec GmBH 4425745
BD Pharmingen Purified Rat Anti-Mouse CD16/CD32 (Mouse BD Fc Block) BD Biosciences 553141 0.5 mg/mL 
Bovine Serum Albumin Sigma-Aldrich A7906 66.000 g/mol
Brilliant Violet 421 anti-mouse Ly-6A/E (Sca-1) Antibody (D7) Invitrogen 404-5981 0.2 mg/mL
C57BL/6J Mice Jackson Laboratory  664
Carbon Dioxide Gas Tank Airgas CD50
CD31 (PECAM-1) Monoclonal Antibody (390), PE-Cyanine7 Invitrogen 25-0311-82 0.2 mg/mL
CD45 Monoclonal Antibody (30-F11), APC Invitrogen 17-0451-82 0.2 mg/mL
Cell Strainer 70 µm Nylon  Falcon 352350
Cole-Parmer Essentials Mortar and Pestle; Agate, 125 mL Cole-Parmer EW-63100-62
Collagenase from Clostridium histolyticum Sigma-Aldrich C5138-500MG
Collagenase Type I STEMCELL 7415
Corning Mini Centrifuge CORNING 6770
Corning Stripettor Ultra Pipet Controller Corning 4099
Deoxyribonuclease I from bovine pancreas Sigma-Aldrich D4513
Dispase II, powder Gibco 117105041
DPBS 10x gibco 14200-075
eBioscience 1x RBC Lysis Buffer Invitrogen 00-4333-57
Ethanol absolute, KOPTEC, meets analytical specification of BP, Ph. Eur., USP (200 Proof) VWR 89125-174
Fine scissors – sharp Fine Science Tools 14061-10
Foundation B Fetal Bovine Serum GeminiBio 900-208
Gilson PIPETMAN L Pipette Starter Kits FisherScientific  F167370G
Graefe Forceps Fine Science Tools 11051-10
Hank's Balanced Salt Solution (HBSS) 10x gibco 14185-052
Hemocytometer Fisher 02-671-10
Incubator  BINDER C150-UL
Kimwipes KIMTECH K222101
LABGARD Class II, Type A2 Biological Safety Cabinet Nuaire NU-425-400
LD Columns Miltenyi Biotec GmBH 130-042-901
LSE Vortex Mixer CORNING 6775
LSRII/Fortessa/Symphony A1 Becton, Dickinson and Company 647800L6
MACS MULTI STAND  Miltenyi Biotec GmBH 130-042-303
MACsmix Tube Rotator  Miltenyi Biotec GmBH 130-090-753
mIgG Millipore-Sigma 18765-10mg 2 mg/mL 
Nup98-HoxD13 (NHD13) Mice Jackson Laboratory  010505
PE anti-mouse CD51 Antibody (RMV-7) Biolegend 104106 0.2 mg/mL
PE/Cyanine5 anti-mouse CD140a Antibody (RUO) Biolegend 135920 0.2 mg/mL
Penicillin-Streptomycin  Gibco 15140122 10,000 U/mL
Plastipak 3 mL Syringe Becton, Dickinson and Company 309657
Propidium Iodide – 1.0 mg/mL Solution in Water ThermoFisher Scientific P3566
QuadroMACS  Separator  Miltenyi Biotec GmBH 130-090-976
Sorvall X Pro / ST Plus Series Centrifuge Thermo Scientific  75009521
TER-119 Monoclonal Antibody (TER-119), APC Invitrogen 17-5921-82 0.2 mg/mL
Trypan Blue Solution 0.4% Gibco 15-250-061
Ultrapure 0.5 M EDTA, pH 8.0  Invitrogen 15575-038

References

  1. Morrison, S. J., Scadden, D. T. The bone marrow niche for haematopoietic stem cells. Nature. 505 (7483), 327-334 (2014).
  2. Boulais, P. E., Frenette, P. S. Making sense of hematopoietic stem cell niches. Blood. 125 (17), 2621-2629 (2015).
  3. Pinho, S., Frenette, P. S. Haematopoietic stem cell activity and interactions with the niche. Nat Rev Mol Cell Biol. 20 (5), 303-320 (2019).
  4. Kfoury, Y., Scadden, D. T. Mesenchymal cell contributions to the stem cell niche. Cell Stem Cell. 16 (3), 239-253 (2015).
  5. Itkin, T., et al. Distinct bone marrow blood vessels differentially regulate haematopoiesis. Nature. 532 (7599), 323-328 (2016).
  6. Bajaj, J., et al. Cd98-mediated adhesive signaling enables the establishment and propagation of acute myelogenous leukemia. Cancer Cell. 30 (5), 792-805 (2016).
  7. Konopleva, M. Y., Jordan, C. T. Leukemia stem cells and microenvironment: Biology and therapeutic targeting. J Clin Oncol. 29 (5), 591-599 (2011).
  8. Kim, Y. W., et al. Defective notch activation in microenvironment leads to myeloproliferative disease. Blood. 112 (12), 4628-4638 (2008).
  9. Walkley, C. R., et al. A microenvironment-induced myeloproliferative syndrome caused by retinoic acid receptor gamma deficiency. Cell. 129 (6), 1097-1110 (2007).
  10. Kode, A., et al. Leukaemogenesis induced by an activating β-catenin mutation in osteoblasts. Nature. 506 (7487), 240-244 (2014).
  11. Hanoun, M., et al. Acute myelogenous leukemia-induced sympathetic neuropathy promotes malignancy in an altered hematopoietic stem cell niche. Cell Stem Cell. 15 (3), 365-375 (2014).
  12. Raaijmakers, M. H., et al. Bone progenitor dysfunction induces myelodysplasia and secondary leukaemia. Nature. 464 (7290), 852-857 (2010).
  13. Frisch, B. J., et al. Functional inhibition of osteoblastic cells in an in vivo mouse model of myeloid leukemia. Blood. 119 (2), 540-550 (2012).
  14. Bajaj, J., Diaz, E., Reya, T. Stem cells in cancer initiation and progression. J Cell Biol. 219 (1), e201911053 (2020).
  15. Sekeres, M. A., Taylor, J. Diagnosis and treatment of myelodysplastic syndromes: A review. Jama. 328 (9), 872-880 (2022).
  16. Zeisig, B. B., Kulasekararaj, A. G., Mufti, G. J., So, C. W. Snapshot: Acute myeloid leukemia. Cancer Cell. 22 (5), 698-698.e1 (2012).
  17. Krivtsov, A. V., Armstrong, S. A. Mll translocations, histone modifications and leukaemia stem-cell development. Nat Rev Cancer. 7 (11), 823-833 (2007).
  18. Yoshimi, A., et al. Coordinated alterations in rna splicing and epigenetic regulation drive leukaemogenesis. Nature. 574 (7777), 273-277 (2019).
  19. Lin, Y. W., Slape, C., Zhang, Z., Aplan, P. D. Nup98-hoxd13 transgenic mice develop a highly penetrant, severe myelodysplastic syndrome that progresses to acute leukemia. Blood. 106 (1), 287-295 (2005).
  20. Kwon, H. Y., et al. Tetraspanin 3 is required for the development and propagation of acute myelogenous leukemia. Cell Stem Cell. 17 (2), 152-164 (2015).
  21. Bajaj, J., et al. An in vivo genome-wide crispr screen identifies the rna-binding protein staufen2 as a key regulator of myeloid leukemia. Nat Cancer. 1 (4), 410-422 (2020).
  22. Krivtsov, A. V., et al. Transformation from committed progenitor to leukaemia stem cell initiated by mll-af9. Nature. 442 (7104), 818-822 (2006).
  23. Baryawno, N., et al. A cellular taxonomy of the bone marrow stroma in homeostasis and leukemia. Cell. 177 (7), 1915-1932.e16 (2019).
  24. Tikhonova, A. N., et al. The bone marrow microenvironment at single-cell resolution. Nature. 569 (7755), 222-228 (2019).
  25. Balderman, S. R., et al. Targeting of the bone marrow microenvironment improves outcome in a murine model of myelodysplastic syndrome. Blood. 127 (5), 616-625 (2016).
  26. Amend, S. R., Valkenburg, K. C., Pienta, K. J. Murine hind limb long bone dissection and bone marrow isolation. JoVE. 110, e53936 (2016).
  27. JoVE Science Education Database. Science Education Database. Basic Methods in Cellular and Molecular Biology. Using a Hemacytometer to Count Cells. , (2023).
  28. Passaro, D., et al. Increased vascular permeability in the bone marrow microenvironment contributes to acute myeloid leukemia progression and drug response. Blood. 128 (22), 2662 (2016).
  29. Xu, C., et al. Stem cell factor is selectively secreted by arterial endothelial cells in bone marrow. Nat Commun. 9 (1), 2449 (2018).
  30. Baccin, C., et al. Combined single-cell and spatial transcriptomics reveal the molecular, cellular and spatial bone marrow niche organization. Nat Cell Biol. 22 (1), 38-48 (2020).
  31. Ebrahimi Dastgurdi, M., Ejeian, F., Nematollahi, M., Motaghi, A., Nasr-Esfahani, M. H. Comparison of two digestion strategies on characteristics and differentiation potential of human dental pulp stem cells. Arch Oral Biol. 93, 74-79 (2018).
  32. Abreu-Velez, A. M., Howard, M. S. Collagen IV in normal skin and in pathological processes. N Am J Med Sci. 4 (1), 1-8 (2012).
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Kaszuba, C. M., Rodems, B. J., Sharma, S., Franco, E. I., Ashton, J. M., Calvi, L. M., Bajaj, J. Identifying Bone Marrow Microenvironmental Populations in Myelodysplastic Syndrome and Acute Myeloid Leukemia. J. Vis. Exp. (201), e66093, doi:10.3791/66093 (2023).

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