Summary

Protokoll zur Kultivierung sympathischen Neuronen aus Ratten-Superior Halsganglien (SCG)

Published: January 30, 2009
doi:

Summary

Dies ist ein Protokoll beschreibt, wie zu isolieren und Kultur primären sympathischen Neuronen aus überlegen Halsganglien (SCG) der neugeborenen Ratte Welpen.

Abstract

Die überlegene Halsganglien (SCG) in Ratten sind klein, glänzend, mandelförmige Strukturen, die sympathischen Neuronen enthalten. Diese Neuronen liefern sympathischen Innervationen für die Kopf-Hals-Region, und sie stellen eine gut charakterisierte und relativ homogenen Bevölkerung (4). Sympathischen Neuronen sind abhängig von nerve growth factor (NGF) für das Überleben, Differenzierung und axonalen Wachstum und der weit verbreiteten Verfügbarkeit von NGF erleichtert, ihre Kultur und experimentelle Manipulation (2, 3, 6). Aus diesen Gründen haben kultivierten sympathischen Neuronen in einer Vielzahl von Studien, einschließlich der neuronalen Entwicklung und Differenzierung, die Mechanismen des programmierten und pathologischen Zelltod und Signaltransduktion (1, 2, 5 und 6) verwendet worden. Dissecting die SCG von neugeborenen Ratten und Kultivierung sympathischen Neuronen ist nicht sehr kompliziert und kann ziemlich schnell gemeistert werden. In diesem Artikel werden wir im Detail beschreiben, wie Sie sezieren die SCG von neugeborenen Ratten Welpen und sie zu nutzen, um Kulturen von sympathischen Neuronen zu etablieren. Der Artikel beschreibt auch die vorbereitenden Schritte und die verschiedenen Reagenzien und Geräte, die benötigt wird, um dies zu erreichen sind.

Protocol

1. Vorbereitung für die Zerlegung: Wählen Sie den entsprechenden Kulturschale (10 cm oder 6-well oder 24-Well-Platten, etc.) abhängig von der Art Ihrer Experimente und überziehen sie mit Rattenschwanz Collagen 24 Stunden vor dem Sezieren. Das Verfahren zur Herstellung von Rattenschwanz Collagen und dessen Verwendung zur Beschichtung von Kulturschalen wurden an anderer Stelle (1) beschrieben. Bereiten Sie eine 0,25% Trypsin-Lösung in Phosphat-gepufferter Kochsalzlösung (PBS) (kein EDTA) und Filt…

Discussion

Wir verwenden Sprague Dawley Ratten für unsere Kulturen.

Nehmen Sie sich Zeit und Sorgfalt bei der Reinigung der Ganglien. Entfernen Sie alle Fremdkörper, Blutgefäße und Fett. Dieser Schritt ist bei der Gewährleistung einer Kultur, die mehr oder weniger homogen und frei von fremden Zelltypen ist wichtig. Die Zugabe von uridine/5-FDU wird weitgehend beseitigt alle restlichen nicht-neuronalen (Mitose) Zellen Kontamination der Kultur oder zumindest zu unterdrücken ihre Verbreitung.

Darüber hinaus, während die Dissoziati…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

NZ möchte lab Mitglieder Subhas Biswas, Andrew Sproul und Ryan Willet für die Ausbildung ihrer in sezieren und Ernte sympathischen Neuronen zu danken. Unterstützt durch Zuschüsse aus dem NIH-NINDS.

Materials

Material Name Type Company Catalogue Number Comment
Forceps, Stainless steel #5 Tool Roboz RS4976  
Scissors, DEAVER straight sharp-blunt- 43mm blades – 5.5 Tool Roboz RS6760  
RPMI 1640 w/ L-Glutamin Reagent Cellgro, Mediatech, Inc. 10-040-CV  
Fetal Bovine Serum Reagent SAFC Biosciences 12103c  
Donor Horse Serum Reagent JRH Biosciences 12449 Heat-inactivate by incubating in 56°C waterbath for 30 minutes.
Penicillin/streptomycin Reagent Gibco, Invitrogen 15140-122  
Trypsin without EDTA Reagent Difco MT 25-050-CI  
Uridine Reagent Sigma U3003  
5-Fluoro-5′ deoxyuridine Reagent Sigma F-8791  
NGF Reagent Harlan Bioproduct BT-5025  
Dissection Microscope and light source Microscope      
15 ml polypropylene tubes Tool BD Falcon 352096  
Cell culture dishes Tool Corning, Nunclone    

References

  1. Banker, G., Goslin, K. . Culturing Nerve Cells. , (1998).
  2. Biswas, S. C., Shi, Y., Sproul, A., Greene, L. A. Pro-apoptotic Bim Induction in Response to Nerve Growth Factor Deprivation Requires Simultaneous Activation of Three Different Death Signaling Pathways. The Journal of Biological Chemistry. 282 (40), 29368-29374 (2007).
  3. Bocchini, V., Angeletti, P. U. The Nerve Growth Factor: purification as a 30,000-molecular-weight protein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. (64), 787-794 (1969).
  4. Dechant, G. Chat in the Trophic Web: NGF Activates Ret by Inter-RTK Signaling. Neuron. 33 (2), 156-158 (2002).
  5. Deckwerth, T., Elliott, J. L., Knudson, C. M., Johnson, E. M., Snider, W. D., Korsmeyer, S. J. Bax is required for neuronal death after trophic factor deprivation and during development. Neuron. (17), 401-411 (1996).
  6. Greene, L. A. Quantitative in Vitro Studies on the Nerve Growth Factor (NGF) Requirement of Neurons – I. Sympathetic Neurons. Developmental Biology. (58), 96-105 (1977).
  7. Park, D. S., Morris, E. J., Padmanabhan, J., Shelanski, M. L., Geller, H. M., Greene, L. A. Cyclin-dependent kinases participate in death of neurons evoked by DNA-damaging agents. The Journal of Cell Biology. 143, 457-467 (1998).
  8. Pierchala, B. A., Ahrens, R. C., Paden, A. J., Johnson, E. M. Nerve Growth Factor Promotes the Survival of Sympathetic Neurons through the Cooperative Function of the Protein Kinase C and Phosphatidylinositol 3-Kinase Pathways. The Journal of Cell Biology. 279, 27986-27993 (2004).
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Cite This Article
Zareen, N., Greene, L. A. Protocol for Culturing Sympathetic Neurons from Rat Superior Cervical Ganglia (SCG). J. Vis. Exp. (23), e988, doi:10.3791/988 (2009).

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