Abstract
Innervatie speelt een belangrijke rol in de ontwikkeling, homeostase en regeneratie van organen en weefsels. Echter, de mechanismen die ten grondslag liggen aan deze fenomenen zijn nog niet goed begrepen. In het bijzonder is de rol van innervatie bij tandontwikkeling en regeneratie verwaarloosd.
Verscheidene in vivo studies hebben belangrijke informatie over de patronen van innervatie van tandheelkundige weefsels die tijdens de ontwikkeling en herstelprocessen van verschillende diermodellen. De meeste van deze benaderingen niet optimaal om de moleculaire basis van de interactie tussen zenuwvezels en target organen en weefsels te benadrukken.
Co-culturen vormen een waardevolle methode te onderzoeken en te manipuleren de interacties tussen zenuwvezels en tanden in een gecontroleerde en geïsoleerde omgeving. In de laatste decennia zijn conventionele co-kweken met hetzelfde kweekmedium uitgevoerd voor zeer korte perioden (bijvoorbeeld twee dagen)naar de aantrekkelijke of afstotende effecten van de ontwikkeling van orale en tandheelkundige weefsels op sensorische zenuwvezels te onderzoeken. Echter, is verlenging van de kweekperiode vereist om de effecten van innervatie voor tanden morfogenese en cytodifferentiation onderzoeken.
Microfluidics systemen maken co-culturen van neuronen en verschillende celtypes in de juiste cultuur media. We hebben onlangs aangetoond dat trigeminale ganglia (TG) en tanden kunnen overleven gedurende langere tijd bij co-gekweekt in microfluïdische inrichtingen, en voeren zij deze omstandigheden dezelfde innervatie patroon dat ze tonen in vivo.
Op basis hiervan beschrijven we hoe te isoleren en co-cultuur ontwikkelt trigeminale ganglia en tandkiemen in een microfluïdische co-cultuur system.This protocol beschrijft een eenvoudige en flexibele manier om co-cultuur ganglia / zenuwen en doelweefsels en de rollen bestuderen specifieke moleculen op dergelijke interacties in een controlled en geïsoleerde omgeving.
Introduction
Innervatie speelt een belangrijke rol in de ontwikkeling, homeostase en regeneratie van organen en weefsels 1,2. Bovendien is innervatie betrokken bij de regulatie van stamcel proliferatie, activering en differentiatie 3-5. Inderdaad, recent studies uitgevoerd in weefsels van het orofaciale complex gebleken dat parasympathische zenuwen noodzakelijk epitheliale stamcellen functie dat bij de ontwikkeling en regeneratie van de speekselklieren 6,7. Evenzo is aangetoond dat innervatie noodzakelijk is voor de ontwikkeling en instandhouding van smaakpapillen 8-11. Het is dus belangrijk om de nog verwaarloosde rol van innervatie in de ontwikkeling van andere belangrijke orofaciale organen en weefsels geanalyseerd zoals tanden.
Ondanks de rijke innervatie van volwassen tanden, in tegenstelling tot alle andere organen en weefsels van het lichaam, developing tanden beginnen te worden geïnnerveerd spoedig postnatale fase. Tanden ontstaan als gevolg van sequentiële en wederzijdse interacties tussen de orale ectoderm en craniale neurale kam afgeleide mesenchym. Deze interacties leiden tot epitheliaal afgeleide ameloblasts en mesenchym afgeleide odontoblasten die verantwoordelijk zijn voor de vorming van respectievelijk 12 glazuur en dentine zijn. Sensorische zenuwen van de nervus ganglia en sympathische zenuwen van de superieure cervicale ganglia innerveren de volwassen tanden 13-15. Tijdens de embryogenese, zenuwvezels afkomstig van de nervus ganglia project naar de ontwikkeling van tanden kiemen en geleidelijk omringen hen, maar ze niet doordringen in de dentale papilla mesenchym 13. Zenuwvezels voer de tandheelkundige pulp mesenchyme op meer geavanceerde ontwikkelingsfasen die correleren met odontoblast differentiatie en dentine matrix depositie 16. Tandmerg innervatie is completed kort na tand uitbarsting in de mondholte 13. Eerdere studies hebben aangetoond dat verschillende semaforinen en neurotrofinen zijn betrokken bij de regulatie van innervatie in odontogenese 16-19. Eerdere studies hebben duidelijk aangetoond dat innervatie is een voorwaarde voor tandvorming bij vissen 20. Recentere studies hebben aangetoond dat de homeostase van dentale mesenchym stamcellen in muizen snijtanden wordt gereguleerd door sensorische zenuwen via secretie van sonic hedgehog (shh) 21. Toch is de rol van de innervatie in tand initiatie, ontwikkeling en regeneratie is nog steeds zeer omstreden in zoogdieren 22-24.
Een overvloed van in vivo studies hebben belangrijke informatie over de patronen van innervatie van tandheelkundige weefsels die tijdens de ontwikkeling en herstelprocessen van verschillende diermodellen 13,25,26. De meeste van deze Appropijn niet optimaal om de moleculaire basis van de interactie tussen zenuwvezels en target organen en weefsels te benadrukken. Co-culturen vormen een waardevolle methode te onderzoeken en te manipuleren de interacties tussen zenuwvezels en tanden in een gecontroleerde en geïsoleerde omgeving 26-29. Tegelijkertijd, co-kweek wordt onderworpen aan diverse technische aanpassingen. Bijvoorbeeld, zenuwen en specifieke tand (bv tandmerg, tand follikel, tandheelkundige epitheel) vereisen vaak verschillende kweekmedia om weefsel overleving garanderen langere tijd 30-32.
In de laatste decennia zijn conventionele co-kweken met hetzelfde kweekmedium uitgevoerd voor zeer korte perioden (bijvoorbeeld twee dagen) op de aantrekkelijke of afstotende effecten ontwikkelen orale en dentale weefsels op sensorische zenuwvezels onderzoeken 27 - 29.Echter, is verlenging van de kweekperiode vereist om de effecten van innervatie voor tanden morfogenese en cytodifferentiation onderzoeken en de dynamiek van zenuwvezels vertakking in doelorganen bestuderen. Derhalve zou nietaangrenzende co-kweken geschikter te onderzoeken op neuronale tandweefsel interacties.
Microfluidics systemen maken co-culturen van neuronen en verschillende celtypes in de juiste cultuur media. Bij deze inrichtingen worden tandweefsel en neuronen gescheiden in verschillende compartimenten, terwijl de groei van axons van de neurale cellichamen met microkanalen naar het compartiment met het doelweefsel 33. Microfluïdische inrichtingen zijn reeds gebruikt om de interactie tussen neuronen en microglia 34,35, en cel tot cel interacties te bestuderen bij kanker en neovascularisatie 35. Bovendien zijn deze systemen gebruikt om de interacties tussen dors bestuderenal ganglia en osteoblasten 36.
We hebben onlangs aangetoond dat trigeminale ganglia (TG) en tanden kunnen overleven gedurende langere tijd bij co-gekweekt in 37 microfluïdische inrichtingen. Bovendien hebben we aangetoond dat de tanden van verschillende ontwikkelingsstadia handhaven in deze in vitro omstandigheden dezelfde afstotende of aantrekkelijke effecten trigeminal innervatie zij vertonen in vivo 37. Dit protocol geeft informatie over eenvoudige, krachtige en flexibele manier om co-cultuur ganglia / zenuwen en doelweefsels en de rollen van specifieke moleculen studie over dergelijke interacties in een gecontroleerde en geïsoleerde omgeving.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle muizen werden onderhouden en behandeld volgens de Zwitserse Animal Welfare wet en in overeenstemming met de voorschriften van de kantonrechter Veterinair Bureau, Zürich.
1. Voorbereiding van de Dissection Material, Cultuur Media, microfluïdische apparaten
- Autoclaaf micro-dissectie pincet en een schaar (121 ° C, sterilisatie: 20 min) en bewaar ze in een steriele container.
- Steriliseer dekglaasjes (24 mm x 24 mm) door te incuberen in 1 M HCl gedurende 24 uur op een orbitale schudinrichting bij 37 ° C. Was ze driemaal met steriel, gedestilleerd H2O en driemaal met ethanol 99%. Droog dan de dekglaasjes bij 37 ° C of onder steriele zuurkast. Tenslotte geautoclaveerd of dekglaasjes aan UV-licht (30 min) bloot aan de sterilisatie voltooien. Dekglaasjes kunnen vervolgens worden opgeslagen in ethanol 70%.
- Verwijder zorgvuldig de AXIS Axon Isolatie apparaten uit de verpakking met behulp van een steriel pincet en plaats ze in een steriele petrischaal. Met behulp van een steriele punch biopsie (ø: 1 mm) maakt één gat per monster worden gekweekt (figuur 1) in overeenstemming van de kweek kamers.
LET OP: Niet te dicht bij de microgroeven slaan, als ze zouden kunnen worden beschadigd door de toegepaste druk. - Steriliseer de AXIS Axon Isolation Devices door alom tegenwoordige hen in ethanol 70%. Droog vervolgens AXIS Axon Isolatie Apparaten en dekglaasjes volledig onder een steriele stroming kap. Wacht een minimum van 3 uur voordat u verder gaat.
OPMERKING: incomplete drogen zal resulteren in een defecte assemblage van de microfluïdische apparaten. - Plaats elke dekglaasje in een 35 mm petrischaal of in een goed binnen een 6-wells plaat.
- Plaats de AXIS Axon Isolation Device op het dekglaasje en druk voorzichtig maar stevig met een pincet met gebogen uiteinden om volledige hechting tussen de isolatie-inrichting en het glas dekglaasje mogelijk te maken.
- In elk kweekkamer, pipet 150 ul van poly-D-lysine (0,1 mg / ml in steriel, gedistilleerd H 2O). Plaats de microfluïdische inrichtingen onder vacuüm gedurende 5 min, teneinde alle lucht uit de kweek kamers verwijderen.
- Als de lucht nog steeds te zien in de kamers, re-pipet de poly-D-lysine oplossing in de kamers.
- Incubeer hulpmiddelen met poly-D-lysine O / N bij 37 ° C.
- Was kamers drie keer met steriel, gedistilleerd H 2 O.
- Vul kamers met 150 ul laminine werkoplossing (Sigma-Aldrich, 5 ug / ml in PBS of serumvrij medium) en geïncubeerd O / N bij 37 ° C.
- Bereid 50 ml medium voor trigeminale ganglia kweken 37, als volgt samengesteld: 48 ml Neurobasal medium, 1 ml B-27, 100 U / ml penicilline / streptomycine, 2 mM L-glutamine, 5 ng / ml zenuwgroeifactor (NGF) , 12:25 cytosinearabinoside.
- Bereid 50 ml medium voor tandkiem kweken 37, als volgt samengesteld: 40 ml DMEM-F12, 10 ml foetaal runderserum (FBS, eindconcentratie: 20%), 100 U / ml penicilline / streptomycine, 2 mM L-glutamine, 150 ug / ml ascorbinezuur.
2. Mouse Embryo Generation en Dissection
- Bepaal embryonale leeftijd volgens vaginale plug (vaginale plug: embryonale dag van de ontwikkeling van 0,5, E0.5) en bevestig het via morfologische criteria. Voor dit protocol, over het algemeen gebruiken we E14.5-E17.5 muis embryo's.
- Reinig de dissectie gebied en de stereoscoop met ethanol 70%.
- Offer de zwangere moeder via cervicale dislocatie. Blokkeer de hals van de muis met de eerste en tweede vinger op een rooster, en trek met de beslissing van de staart.
- Prepareer de huid rond de onderbuik, en open de buik met een schaar. Zoek de baarmoeder tijdens dergelijke late stadia van de zwangerschap, de baarmoeder overvloedig vul de buikholte.
- Ontleden de baarmoeder en plaats in een buis gevuld met PBS op ijs. Wanneer op ijs, kan het weefsel worden overgelaten voor meerdere uren. Gooi het lijk van de moeder volgens de institutionele richtlijnen <li> Ontleden uit de embryo's uit de baarmoeder en hen bevrijden uit hun extra-embryonale weefsels. Plaats de embryo's in PBS op ijs.
- Onthoofden het embryo met een schaar, en scheiden de onderkaak van de rest van de kop met micro-dissectie scharen (Figuur 2A). Verwijder precies de onderkaak, zonder beschadiging van de nervus ganglia; zoals deze zijn gelokaliseerd in de nabijheid van de onderkaak, de toevallige beschadiging mogelijk. Bewaar de onderkaak en de rest van de kop in koud PBS op ijs.
- Om TG ontleden, neem het hoofd en plaats deze op een dissectie glazen petrischaal, die eerder gevuld met koud PBS. Met behulp van de tang, verwijder de huid en de schedel. Verwijder vervolgens de telencephalon en de kleine hersenen door het plaatsen van een tang onder de telencephalon en lift; het telencefalon en het cerebellum samen draaien, waardoor de onderkant van de schedel blootgelegd.
- Lokaliseren van de nervus ganglia (figuur 2B). Gebruik de tangde TG scheiden van de trigeminale zenuw. Elimineer de resten van de nervus projecties met behulp van de dissectie naalden als messen. Plaats de ontleed TG in een petrischaal gevuld met koud PBS en bewaar ze op ijs.
- Embryonale tanden ontleden, plaatst de onderkaak, die eerder gescheiden van de schedel, op de dissectie glazen petrischaal, gevuld met koud PBS. Met behulp van dissectie naalden als messen, verwijder de tong en de huid rond de kaak. Scheid links en rechts hemi-bekken door snijden langs de middellijn van de kaak. De tandkiemen goed zichtbaar, zie figuur 1C. Isoleer de tand ziektekiemen met dissectie naalden en verwijder de overmaat aan niet-tandheelkundige weefsels. Plaats de ontleed tand kiemen in een petrischaal gevuld met koud PBS en bewaar ze op ijs.
3. Microfluïdische Co-culturen
- Na dissectie, verwijder laminine van de microfluïdische apparaten. Vul de kamers met 200 ul van de onderscheidenlijkve media.
- Met een pincet, de overdracht zachtjes de ontleed TG en tand ziektekiemen in de gaten gemaakt door ponsen (figuur 1D). Zorg ervoor dat de tand ziektekiemen niet zweven en dat ze zinken tot ze contact op met de dekglaasjes.
- Kweken van de monsters in incubator bij 37 ° C, 5% CO 2.
- Verander het kweekmedium elke 48 uur. Laat de kamers niet helemaal leeg, en niet direct pipet in de cultuur kamers. Volledig leegmaken van kamers zou resulteren in de vorming van luchtbellen in de kamers; directe pipetteren in de kamer zou resulteren in axonale schade. Om deze problemen te voorkomen, verwijder het medium wijzen de pipet naar de externe kant van de putten; evenzo pipet vers medium aan de zijde van de putten bevindt tegenover de kamers.
- Tijdens de kweekperiode, kan co-culturen gemakkelijk worden afgebeeld door time-lapse microscopie. Co-culturen worden gedurende meer dan 10 dagen.
- Na de cultuur period, was de kamers door pipetteren 150 pi PBS in een goed per kamer en laten PBS stromen door de kamers drie keer.
- Verwijder de PBS en bevestig de monsters door pipetteren 150 ul van paraformaldehyde 4% (in PBS) in een goed per kamer; incuberen bij kamertemperatuur gedurende 15 min.
- Was de kamers tweemaal met PBS, zoals beschreven in 3.6.
- Ga verder met verdere analyse.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Deze resultaten tonen aan dat geïsoleerde trigeminale ganglia kan groeien in een compartiment van de microfluïdische inrichting en bovendien, dat de ontwikkeling van de geïsoleerde tandkiemen blijft gedurende langere tijd in het andere compartiment van de microfluïdische apparaat. Verschillende kweekmedia worden in de twee compartimenten en de microgroeven tussen de twee compartimenten mogelijk verlenging van axon van het trigeminale ganglion tegenover de ontwikkelingslanden tandkiemen. Figuur 3 is een weergave van neurofilament via immunofluorescentie 37, in een co-kweek van een muis embryonale trigeminus ganglion en muis embryonale snijtand in de beschreven microfluïdische co-cultuur systeem. Mouse snijtanden worden niet geïnnerveerd tijdens de ontwikkeling in vivo,. Consequent, axonen van de nervus ganglion worden ingetrokken door de zich ontwikkelende tand kiem in de cultuur voor zo veel als 10 dagen Figuur 3A toont een overzicht van de axonale kamer in dit co-cultuur systeem. Figuur 3B en 3C tonen progressieve vergrotingen van de neurieten binnen de axonale kamers en de micro-bosjes. Tandkiemen (of een co-kweken organen of weefsels) kunnen eenvoudig uit de microfluïdische inrichtingen en afzonderlijk geanalyseerd zoals verwerkt voor histologische kleuringen of genexpressie analyse.
Figuur 1. Standpunten van gemonteerde microfluïdische co-cultuur apparaat (A) van boven; . (B) gedeeltelijk laterale De cultuur kamers (cc) zijn rood gemarkeerd (eosine) en blauw (toluïdineblauw); microgroeven (mg) kan worden gezien als een witte lijn tussen de kweek kamers. Ganglia en co-gekweekte organen / weefsels worden in de juiste cultuur kamer geplaatst via de gaten (ph) in het apparaat. Media worden toegevoegd en verwijderd via de putjes (mw). "Https://www.jove.com/files/ftp_upload/53114/53114fig1large.jpg" target = "_ blank"> Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2. (A) Zij mening van een muis embryo hoofd (embryonale dag van ontwikkeling E14.5). De zwarte lijn geeft aan waar de onderkaak, om de integriteit van zowel de ganglia semilunares en de tand kiemen behouden moet worden gesneden. (B) Mouse embryo hoofd (E14.5) na verwijdering van de onderkaak, schedel en telencephalon. Zwarte pijlen geven trigeminus ganglia (TG). (C) Onderkaak van muisembryo (E14.5) na verwijdering van de tong. Zwarte pijlen geven de lokalisatie van de verschillende tandkiemen (Inc: snijtand; FM: molaren). (D) Schematische weergave van de microfluïdische co-kweek apparaat.p_upload / 53114 / 53114fig3large.jpg "target =" _ blank "> Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3. Co-cultuur van trigeminus ganglion en snijtand kiem van wild-type E15.5 muis embryo's. (A) Overzicht van de axonale kamer (neurofilament, DAPI). Schaal bar: 300 micrometer. (B) Hogere vergroting van de microgroeven en neurieten groeien in de axonale kamer (neurofilament, DAPI; superpositie van fluorescerende en helderveld beelden). Schaal bar: 150 pm. (C) Hogere vergroting die de groei van axons in de microgroeven (neurofilament). Schaal bar:. 75 pm Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Vorige in vitro studies van de tand innervatie waren gebaseerd op conventionele co-culturen van de ganglia semilunares en tandheelkundige weefsels of cellen 26,28,29. Deze studies werden uitgevoerd om vooral de aantrekkelijke effecten van deze cellen of weefsels voor sensorische axons 38 onderzoeken. Hoewel het brengen van significante vooruitgang in het veld, werden verschillende technische kwesties. Tooth kiemen beginnen te ontaarden na enkele dagen van de cultuur 37. Op basis van deze waarnemingen groeiende neuronen en tanden dezelfde kweekomstandigheden afbreuk eventuele analyse van moleculen die betrokken zijn bij de overspraak tussen beide weefsels. Optimale kweekomstandigheden nodig zijn fysiologische moleculaire profiel van de trigeminale ganglia en tandweefsel behouden.
Microfluidics systemen zijn tot nu toe gebruikt voor neuronen en diverse celtypes co-kweek in geoptimaliseerde media 34,36. Dit microfluidics systeem kan meer vertrouwen vertegenwoordigenvolledig de in vivo situatie, waarin neurale cellichamen, axonale terminals en doelweefsels algemeen blootgesteld aan verschillende cellulaire en moleculaire micro-omgevingen. Recenter zijn microfluïdische inrichtingen gebruikt voor co-kweek gehele dorsale wortel ganglia en osteoblasten 36. We hebben onlangs aangetoond dat de ganglia semilunares en tanden zijn in staat om te overleven voor langere tijd als co-gekweekt in microfluïdische apparaten 37. Bovendien hebben we aangetoond dat de tanden van verschillende ontwikkelingsstadia handhaven in deze in vitro omstandigheden dezelfde afstotende of aantrekkelijke effecten trigeminal innervatie zij vertoonden in vivo 37.
De beschreven protocol vereist oefening en handvaardigheid, in het bijzonder voor de microdissectie van de ganglia semilunares en tand ziektekiemen. Trigeminal ganglia zijn gemakkelijk gescheurd tijdens dissectie. Daarom raden we het gebruik van dissectie naalden in plaats van dissectie krachtps, teneinde het weefsel rondom de ganglia verwijderd. Ook moet bijzondere zorg worden genomen terwijl het ontleden tand ziektekiemen, om te voorkomen dat schade aan de tand epitheel, terwijl het scheiden van de omliggende mesenchymale weefsels. Bovendien, tijdens de eerste dag van de co-cultuur, bijzondere aandacht moet worden genomen bij de behandeling van de incubator, zoals overmatige trillingen trigeminal ganglion hechting kunnen schaden om de cultuur dekglaasje. Tijdens de co-kweekperiode, dient de pers verwijderd en toegevoegd door pipetteren in de putjes, aan de zijde tegenover de kweek kamers. Aspirant of pipetteren media in de nabijheid van de cultuur kamers zou resulteren in axonale schade.
De beschreven protocol kan worden aangepast aan de innervatie van verschillende embryonale organen en embryonale en postnatale weefsels en celtypes te bestuderen. Microfluidics systemen kunnen een geschikte platform vormen voor langere periodes cultuur voor de studie van de interacties tussen neuronen en groeiende tee toestaanth. Verder scheiding van de neuronale van de tandheelkundige compartiment maakt analyse van de effecten van specifieke eiwit lokalisatie en kwantificering 33,37. Blokkerende antilichamen of recombinante eiwitten kunnen ook de afzonderlijke compartimenten van de microfluïdische inrichtingen worden toegevoegd voor het analyseren van de effecten op neuronale en tandweefsel. Bijvoorbeeld behandeling van trigeminus ganglia met NGF ondersteunt hun overleving en maakt neuronale uitgroei. In dit werk exogene NGF ontbreekt in de tandkiem compartiment, waarbij tanden afgeleide signalen als enige verantwoordelijk voor de neuronale aantrekking of afstoting. Evenzo kunnen andere recombinante moleculen, antilichamen of middelen worden gebruikt om het systeem in gecontroleerde manipuleren.
De belangrijkste beperkingen van het protocol voorgesteld bevinden zich in de relatief hoge kosten van commercieel microfluïdische inrichtingen en de in wezen 2D-set up van de co-kweeksysteem. Hoewel uit een geheel orgaan kan cultuurd, beide organen en axonen groeien in 2D-klevende kweekomstandigheden op een glazen dekglaasje; aanpassen van het systeem nodig zijn om een driedimensionaal, realistische weergave van innervatie verkrijgen.
Concluderend, microfluïdische apparaten zijn optimaal voor het onderzoeken van de rol van innervatie bij de ontwikkeling of regeneratie organen en mogelijk de studie van interacties tussen neuronale en doelweefsels in optimale kweekomstandigheden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| AXIS Axon Isolation Devices | Millipore | AX15010-TC | Microchannels of different lenght are available |
| Laminin | Sigma Aldrich | L2020 | |
| Neurobasal | Gibco | 21103-049 | |
| B27 | Gibco | 17504 | |
| Recombinant Mouse beta-NGF | R&D Systems | 1156-NG-100 | Human and Rat beta-NGF (R&D Systems) are equivalent |
| DMEM-F12 | Gibco | 11320-033 |
References
- Pagella, P., Jiménez-Rojo, L., Mitsiadis, T. A. Roles of innervation in developing and regenerating orofacial tissues. Cellular and molecular life sciences : CMLS. 71, 2241-2251 (2014).
- Kumar, A., Brockes, J. P. Nerve dependence in tissue, organ, and appendage regeneration. Trends in neurosciences. 35 (11), 691-699 (2012).
- Brownell, I., Guevara, E., Bai, C. B., Loomis, C. A., Joyner, A. L. Nerve-derived sonic hedgehog defines a niche for hair follicle stem cells capable of becoming epidermal stem cells. Cell stem cell. 8 (5), 552-565 (2011).
- Katayama, Y., Battista, M., et al. Signals from the sympathetic nervous system regulate hematopoietic stem cell egress from bone marrow. Cell. 124 (2), 407-421 (2006).
- Fitch, S. R., Kimber, G. M., et al. Signaling from the sympathetic nervous system regulates hematopoietic stem cell emergence during embryogenesis. Cell stem cell. 11 (4), 554-566 (2012).
- Knox, S. M., Lombaert, I. M. a, Reed, X., Vitale-Cross, L., Gutkind, J. S., Hoffman, M. P. Parasympathetic innervation maintains epithelial progenitor cells during salivary organogenesis. Science(New York, N.Y.). 329 (5999), 1645-1647 (2010).
- Knox, S. M., Lombaert, I. M. A., et al. Parasympathetic stimulation improves epithelial organ regeneration. Nature communications. 4, 1494 (2013).
- Oakley, B., Witt, M. Building sensory receptors on the tongue. Journal of neurocytology. 33 (6), 631-646 (2004).
- Oakley, B., Brandemihl, A., Cooper, D., Lau, D., Lawton, A., Zhang, C. The morphogenesis of mouse vallate gustatory epithelium and taste buds requires BDNF-dependent taste neurons. Brain research. Developmental brain research. 105 (1), 85-96 (1998).
- Sun, H., Oakley, B. Development of anterior gustatory epithelia in the palate and tongue requires epidermal growth factor receptor. Developmental biology. 242 (1), 31-43 (2002).
- Mistretta, C. M., Goosens, K. a, Farinas, I., Reichardt, L. F. Alterations in size, number, and morphology of gustatory papillae and taste buds in BDNF null mutant mice demonstrate neural dependence of developing taste organs. The Journal of comparative neurology. 409 (1), 13-24 (1999).
- Mitsiadis, T. a, Graf, D. Cell fate determination during tooth development and regeneration. Birth defects research. Part C, Embryo today reviews. 87 (3), 199-211 (2009).
- Mohamed, S. S., Atkinson, M. E. A histological study of the innervation of developing mouse teeth. Journal of anatomy. 136 (Pt 4), 735-749 (1983).
- Luukko, K. Immunohistochemical localization of nerve fibres during development of embryonic rat molar using peripherin and protein gene product 9.5 antibodies. Archives of oral biology. 42 (3), 189-195 (1997).
- Johnsen, D. Innervation of teeth: qualitative, quantitative, and developmental assessment. Journal of dental research. 64, 555-563 (1985).
- Mitsiadis, T. a, Dicou, E., Joffre, A., Magloire, H. Immunohistochemical localization of nerve growth factor (NGF) and NGF receptor (NGF-R) in the developing first molar tooth of the rat. Differentiation; research in biological diversity. 49 (1), 47-61 (1992).
- Mitsiadis, T. a, Luukko, K.
- Moe, K., Sijaona, A., Shrestha, A., Kettunen, P., Taniguchi, M., Luukko, K. Semaphorin 3A controls timing and patterning of the dental pulp innervation. Differentiation; research in biological diversity. 84 (5), 371-379 (2012).
- Kettunen, P., Løes, S., et al. Coordination of trigeminal axon navigation and patterning with tooth organ formation: epithelial-mesenchymal interactions and epithelial Wnt4 and Tgfbeta1 regulate semaphorin 3a expression in the dental mesenchyme. Development (Cambridge, England). 132 (2), 323-334 (2005).
- Tuisku, F., Hildebrand, C. Evidence for a neural influence on tooth germ generation in a polyphyodont species. Developmental biology. 165, 1-9 (1994).
- Zhao, H., Feng, J., et al. Secretion of shh by a neurovascular bundle niche supports mesenchymal stem cell homeostasis in the adult mouse incisor. Cell stem cell. 14 (2), 160-173 (2014).
- Kettunen, P., Kvinnsland, H., Luukko, K. Mouse rudimentary diastema tooth primordia are devoid of peripheral nerve fibers. Anatomy and embryology. 205 (3), 187-191 (2002).
- Lumsend, A., Buchanan, J. An experimental study of timing and topography of early tooth development in the mouse embryo. Archives of oral biology. , 301-311 (1986).
- Kollar, E., Lumsend, A. Tooth morphogenesis: the role of the innervation during induction and pattern formation. Journal de Biologia Buccale. 7 (1), 49-60 (1979).
- Luukko, K., Kettunen, P. Coordination of tooth morphogenesis and neuronal development through tissue interactions: lessons from mouse models. Experimental cell research. 325 (2), 72-77 (2014).
- Lillesaar, C., Eriksson, C., Johansson, C. S., Fried, K., Hildebrand, C. Tooth pulp tissue promotes neurite outgrowth from rat trigeminal ganglia in vitro. Journal of neurocytology. 28 (8), 663-670 (1999).
- Lumsend, A., Davies, A. M. Chemotropic effect of specific target epithelium in the developing mammalian nervous system. Nature. 323 (9), 538-539 (1986).
- Lillesaar, C., Fried, K. Neurites from trigeminal ganglion explants grown in vitro are repelled or attracted by tooth-related tissues depending on developmental stage. Neuroscience. 125 (1), 149-161 (2004).
- Lillesaar, C., Eriksson, C., Fried, K. Rat tooth pulp cells elicit neurite growth from trigeminal neurones and express mRNAs for neurotrophic factors in vitro. Neuroscience letters. 308 (3), 161-164 (2001).
- Petrinovic, M. M., Duncan, C. S., et al. Neuronal Nogo-A regulates neurite fasciculation, branching and extension in the developing nervous system. Development(Cambridge, England). 137 (15), 2539-2550 (2010).
- Otsu, K., Fujiwara, N., Harada, H.
- Mitsiadis, T. a, Drouin, J. Deletion of the Pitx1 genomic locus affects mandibular tooth morphogenesis and expression of the Barx1 and Tbx1 genes. Developmental biology. 313 (2), 887-896 (2008).
- Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. Microfluidic culture platform for neuroscience research. Nature protocols. 1 (4), 2128-2136 (2006).
- Hosmane, S., Tegenge, M. A., et al. Toll/interleukin-1 receptor domain-containing adapter inducing interferon-β mediates microglial phagocytosis of degenerating axons. The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 32 (22), 7745-7757 (2012).
- Delamarche, E., Tonna, N., Lovchik, R. D., Bianco, F., Matteoli, M. Pharmacology on microfluidics: multimodal analysis for studying celll-cell interaction. Current opinion in pharmacology. 13 (5), 821-828 (2013).
- Neto, E., Alves, C. J., et al. Sensory neurons and osteoblasts: close partners in a microfluidic environment. Integrative Biology. , (2014).
- Pagella, P., Neto, E., Jiménez-Rojo, L., Lamghari, M., Mitsiadis, T. A. Microfluidics co-culture systems for studying tooth innervation. Frontiers in physiology. 5 (August), (2014).
- Connor, R., Tessier-Lavigne, M. Identification of maxillary factor, a maxillary process-derived chemoattractant for developing trigeminal sensory axons. Neuron. 24, 165-178 (1999).
