Summary
本文描述了异热2：1间歇性禁食的详细方案，以保护和治疗野生型和ob/ob小鼠的肥胖和葡萄糖代谢受损。
Abstract
间歇性禁食（IF），一种涉及周期性能量限制的饮食干预，被认为具有许多益处和抵消代谢异常。到目前为止，已经记录了不同类型的国际直供模型，其禁食和喂食期不同。然而，解释结果具有挑战性，因为许多模型都涉及时间和卡路里限制策略的多因素贡献。例如，通常用作啮齿动物 IF 方案的隔天禁食模式可能导致喂养不足，这表明这种干预对健康的益处可能通过热量限制和禁食-再喂养周期进行调节。最近，已经成功地证明，2：1 IF，包括1天的禁食，然后2天的喂养，可以提供防止饮食引起的肥胖和代谢改善，而不减少总热量摄入。这里介绍的是这种等量2：1IF干预小鼠的协议。还描述了一个双喂食（PF）协议，需要检查小鼠模型与改变的饮食行为，如高吞咽。使用 2：1 IF 方案，证明等量IF可降低体重增加、改善葡萄糖平衡和增加能量消耗。因此，这种疗法可能有助于研究IF对各种疾病状况的健康影响。
Introduction
现代生活方式与更长的每日食物摄入时间和较短的禁食期1相关。这促成了当前的全球肥胖流行，代谢的劣势在人类身上出现。禁食在整个人类历史中一直实践，其多样化的健康益处包括延长寿命，减少氧化损伤，和优化能量平衡2，3。在几种练习禁食的方法中，定期能量剥夺，称为间歇性禁食（IF），是一种流行的饮食方法，由于其简单易行的疗养，被一般人广泛采用。最近对临床前和临床模型的研究表明，IF可以提供与长期禁食和热量限制相当的健康益处，这表明IF可以作为肥胖和代谢疾病2、3、4、5的潜在治疗策略。
IF方案在禁食持续时间和频率方面有所不同。隔天禁食（即1天喂食/1天禁食;1：1 IF）是啮齿动物最常用的IF疗法，以研究其对肥胖、心血管疾病、神经退行性疾病等有益的健康影响。然而，如先前研究6、7所示，在我们的能量摄入分析8，1：1IF导致喂养不足（+80%）中进一步确认由于缺乏足够的喂食时间来弥补能量损失。这使得不清楚1：1 IF所赋予的健康益处是通过限制卡路里还是改变饮食模式来调节的。因此，一个新的IF方案已经开发出来，并在这里显示，包括2天喂食/1天禁食（2：1 IF）模式，这为小鼠提供了足够的时间来补偿食物摄入量（+99%）和体重。然后，将这些小鼠与活动（AL）组进行比较。这种方案能够在野生型小鼠没有热量降低的情况下检查等热IF的影响。
相反，在显示反馈行为改变的小鼠模型中，AL 喂食可能不是比较和检查 2：1 IF 效果的适当控制条件。例如，由于ob/ob小鼠（一种常用的肥胖基因模型）由于缺乏瘦素调节食欲和饱口福而表现出吞咽困难，因此与使用 AL 喂养的ob/ob小鼠相比，2：1 IF 的小鼠表现出热量摄入减少 20%。因此，为了正确检查和比较在ob/ob小鼠中 IF 的影响，需要采用配对喂养组作为适当的对照组。
总体而言，提供了一个全面的协议来执行等分2：1 IF，包括使用对馈送控制。进一步证明，等热2：1 IF保护小鼠免受高脂肪饮食引起的肥胖和/或代谢功能障碍在野生型和ob/ob小鼠。该协议可用于检查 2：1 IF 对各种病理状况（包括神经系统疾病、心血管疾病和癌症）的有益健康影响。
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Protocol
这里的所有方法和协议都经渥太华大学动物护理和兽医服务（ACVS）动物护理委员会和动物基因组学中心（TCP）批准，并符合加拿大动物护理理事会的标准。应当指出，此处描述的所有程序都应在机构和政府批准下以及由技术熟练的工作人员执行。所有小鼠都被安置在温度和湿度控制室的标准通风笼中，具有 12 小时/12 小时的光/暗循环（21~22 °C，正常住房湿度为 30%-60%），并可自由取水。雄性C57BL/6J和ob/ob小鼠从杰克逊实验室获得。
1. 2：1 等分 IF 方案
- 对于瘦和饮食引起的肥胖小鼠模型，准备正常饮食（17%脂肪，ND）或高脂肪饮食（45%脂肪，HFD）。
注：60%HFD可用于诱发严重的饮食诱发肥胖;然而，由于食物颗粒的柔软性，很难准确测量日常食物的摄入量。自动化连续测量系统可以提高多种饮食的多功能性。 - 分别使用量表和EchoMRI测量每只小鼠在7周年龄的基线体重和身体组成。
注：有关身体成分测量，请参阅第 3 节。 - 根据体重和体组成结果，随机平均地将7周大雄性C57BL/6J小鼠分为两组：利图（AL）和间歇性禁食（IF）组。
- 每笼放置两到三只老鼠，确保免费获得饮用水。
注：每个笼子的老鼠数量会影响食物的摄入行为。建议在研究期间，在所有组中保持每个笼子的小鼠数量相等。 - 在开始IF疗养之前，提供1周的适应新笼子环境和饮食。
- 禁食期：在中午12点将老鼠转移到带新鲜床上用品的干净笼子里。不要为 IF 组添加食物，同时向 AL 组提供量重的食物量。
注：对于每个禁食周期，必须更改 AL 组和 IF 组的保持架，以确保两组都暴露在相同数量的处理时间中。 - 24小时后，测量两组小鼠的重量和AL笼中剩余食物的重量。
注：确保食物屑的重量包括在食物料斗和笼子底部，特别是在使用 HFD 时，因为小鼠通常会从料斗中取出小颗粒或食物碎片，并放在巢点附近。每只小鼠在2：1周期（3天）结束时的平均能量摄入量约为35千卡，相当于正常饮食（3.3千卡/克）的10克和HFD（4.73千卡/克）的7克。 - 喂食期：在中午12点为AL组和IF组提供量定量的食物。
- 提供食物48小时后，测量剩菜和小鼠的重量。
- 在研究期间（例如，16周）重复步骤 1.6~1.10。
2. 配对喂食 （PF） 控制组
注：对于在小鼠模型中观察到改变的喂养行为的 IF 实验（例如，ob/ob小鼠的吞咽过度），有必要将一对喂食组作为对照，以便与 IF 进行与卡路里无关的正确比较。
- 对于 PF 控制组，错开实验计划，以便向 PF 组提供相同数量的 IF 组消耗的食物（图2）。
- 测量 IF 组在 2 天的重新喂养期间消耗的食物量。
- 将 IF 组中的此消耗食物量均匀地分成三个比例，并在每天中午 12：00 提供给 PF 组。
注：每天提供同等数量的食物至关重要。对于患有高吞咽症的小鼠，如果一对喂食的小鼠同时获得少于自愿食用的食物量，它们很可能会消耗所有提供的食物，并变得有效禁食。这可能阻止与IF处理小鼠的正确比较，并混淆结果。 - 在研究期间重复步骤 2.1_2.3。
3. 身体成分分析
注：由于长期IF影响小鼠的体重，身体组成可以在适当的周期（例如，每3或4个周期）测量使用身体成分分析仪量化脂肪和瘦质量在活，非麻醉小鼠。
- 打开身体成分分析器。
注：启动程序前，请保持机器打开至少 2~3 小时以预热。 - 在车身成分分析仪上运行系统测试，以测试其测量精度。如有必要，使用菜籽油和水样校准系统。
- 测量每只鼠标的体量。
- 将鼠标放在一个小动物圆环架上。
- 插入分隔符以在测量过程中约束鼠标的物理移动，并将支架放入身体成分分析仪中。
- 运行扫描程序。
注：分析大约需要 90-120 s。 - 测量后，将支架从设备中取出，并将鼠标带回保持架。
注：更详细的协议可以在以前的出版物9中找到。
4. 葡萄糖和胰岛素耐受性测试
- 对于葡萄糖耐受性测试 （GTT），在禁食前测量每只小鼠的体重和体组，并用永久标记标记尾巴，以便轻松快速地索引索引。
- 晚上7点将老鼠放在没有食物的新笼子里过夜禁食。
注：隔夜禁食是标准方案，但由于小鼠生理学（例如，延长禁食10，11后增加葡萄糖利用率），较短的禁食（±6小时）可用于ITT。 - 禁食14-16小时后（次上午9：00），测量每只小鼠的体重和身体组成，并根据体重计算葡萄糖剂量。
注：为了避免对肥胖小鼠葡萄糖不耐受性高估，从人体成分分析中获得的瘦质量可用于计算葡萄糖剂量12，13。 - 对于每只鼠标，使用干净的手术剪刀切割尾部尖端（0.5–1.0 毫米）。擦掉第一滴血后，从尾部抽出一滴新鲜血液，用血糖仪测量基线腹放血糖水平。
注：在 GTT 或 ITT 期间，每次血糖测量都不需要额外的尾部切割。伤口可以通过用纱布磨碎来吸收一滴血来重新焕发。 - 让小鼠接受腹内（即p.）葡萄糖注射（1mg/g的体重）。
注：基于实验的目标（例如，检查在内陆物效应），口服葡萄糖的分泌可以通过口服腹腔进行。口服GTT（OGTT）的规程可以在另一项研究14中找到。 - 在葡萄糖注射后0、5、15、30、60和120分钟测量尾部的血糖。
- 完成 GTT 后，提供足够量的食物。
- 对于胰岛素耐受性测试 （ITT），在上午 9：00 取出食物。
注：由于GTT和ITT都是小鼠的减压体验，可以提升血糖水平和改变生理，因此建议在GTT实验后至少恢复2~3天后进行ITT。 - 禁食 6 小时（下午 3：00）后，测量尾部基线血糖，如步骤 4.4 所述。
- 使小鼠接受注射胰岛素（体重0.65 mU/g）。
- 在胰岛素注射后0、15、30、60、90和120分钟测量尾部的血糖。
- 完成 ITT 后，提供足够量的食物。
5. 间接热量测定
注：IF处理小鼠的能量代谢可以通过在IF的单一周期中间接热量进一步评估。这将测量耗氧量（VO2）、二氧化碳生产（VCO2）、呼吸交换比（RER）和热（千卡/小时）。
- 在运行实验之前，请至少 2 小时打开间接热量计系统的功率。
注：该系统预热对于精确测量非常重要。 - 用干净的床上用品准备笼子，装满水瓶，并在食物漏斗中加入预称重的奶圈量。
- 检查德丽特和石灰苏打水的状况。如果 Drierite 的颜色指示器显示为粉红色，表示 Drierite 吸收了大量水分，则需要更换或顶部使用新鲜的 Drierite。
- 使用具有特定成分的气体（0.5% CO2，20.5% O2） 校准系统。
- 测量每只小鼠的体重和身体组成，用于标准化VO2和VCO2数据。
- 每个笼子轻轻放一只鼠标。
- 组装代谢笼，将它们放置在温度控制的环境室中，并连接到气体管路和活动传感器电缆。
- 使用软件添加适当的实验参数设置实验配置文件后，运行该程序进行测量。第一天的测量的目的是提供一个适应和测量基线能量代谢的时期。
- 第二天中午12点，通过从料斗和笼子底部取出食物和面包屑，让老鼠禁食24小时。如有必要，请更换干净的床上用品。
- 24小时后，在重新喂食期间将预称重的菜量加入食物料斗。
- 继续测量接下来的 48 小时。定期检查系统是否运行，没有硬件或软件中断。
- 完成测量后，终止程序，将小鼠带回原来的笼子。测量剩菜量，以检查食物的摄入量。
- 间接热量学的详细方案可以在以前的研究9中找到。
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Representative Results
图1显示了24小时禁食后的进餐分析以及1：1和2：1间间歇禁食的比较。24小时禁食期导致体重减少±10%，在重新喂食2天后完全恢复（图1A）。24小时禁食期在随后2天的重新喂食期间诱发吞咽过度（图1B）。然而，将1：1替代日禁食和2：1间间歇禁食之间的能量摄入量进行比较后发现，1：1 IF的重新喂食期的1天是不够的（+80%）通过禁食补偿热量损失，与AL条件相比（图1C）。另一方面，在2：1 IF的2天重新进料中，99%的能量摄入得到完全补偿。这种方案能够检查与卡路里摄入量差异无关的等热IF的影响。
图 2显示了等热 2：1 IF 和 PF 方案的示意图时间线。为了尽量减少热量摄入的差异，在交替日禁食6，7的观察，该协议建立了一个新的国际排联方案，包括2天喂养和1天禁食期（2：1IF）8，这使得检查异热IF在野生型小鼠的健康影响。然而，在表现出高噬行为的ob/ob小鼠中，2：1 IF处理的ob/ob小鼠的卡路里摄入量减少21%，而ob/ob AL小鼠为15。由于这可以防止适当的热量独立比较，使用与IF处理的ob/ob小鼠保持相同热量摄入的PF对照组。简单地说，在2：1 IF小鼠的喂养2天中消耗的食物总量平均分为三天，然后提供给PF组。
为了全面了解2：1 IF的代谢结果，我们比较了正常饮食（ND）和HFD下野生型小鼠在体重、食物摄入量和体组成分方面对AL、IF和PF的影响。与AL相比，IF治疗导致ND喂养和HFD喂养的WT小鼠体重增加，食物摄入量没有显著差异（图3A，B）。身体成分分析表明，如果特别减少脂肪质量而不改变野生型小鼠的瘦质量（图3C）。在IF计划的16周内，稍微（尽管不显著）减少累积能量摄入，有可能降低IF动物的体重增加。然而，IF对喂食方案的实验证实，IF体重增加的减少不是由于能量摄入的变化（图3D，E）。与野生类动物不同，接受IF（Ob-IF）的ob/ob小鼠的体重低于Ob-AL小鼠（图3G）。这是由于奥巴/奥巴小鼠的吞咽过度（吃得过多），导致轻度升高（21%）与IF处理的动物相比，AL小鼠的食物摄入量（图3H）。因此，为了以独立于热量的方式具体检查IF的代谢效应，采用了双供对照组。然而，与野生型小鼠8不同，Ob-PF小鼠在体重和身体组成15方面与Ob-IF小鼠相比无法区分（图3I）。这些结果表明，瘦素可能与小鼠的等热IF介导的体重减轻有关。
等热IF赋予的主要代谢益处是改善葡萄糖平衡。如图4A、B、C、D所示，HFD-IF小鼠在葡萄糖平衡方面表现出显著改善。GTT显示，在IF治疗的小鼠中，血糖清除得更快，而ITT显示HFD-IF小鼠的胰岛素敏感性高于HFD-AL或HFD-PF小鼠。出乎意料的是，尽管IF介导的体重减轻失败，但与Ob-PF小鼠相比，OB-IF小鼠在GTT中表现出显著改善的葡萄糖处理，而Ob-PF小鼠（图4E），而胰岛素敏感性在Ob-IF和Ob-PF小鼠之间无法区分（图4F）。Ob-IF小鼠的葡萄糖平衡改善可能由类似胰高血糖素肽-1（GLP-1）和葡萄糖刺激胰岛素分泌（未显示的数据）15的血浆水平增加所调节。总体而言，通过使用这种2：1 IF协议和适当的独立于热量的PF控制，我们展示了等热IF在野生型和ob/ob小鼠中的代谢益处。
在野生型小鼠中，IF的代谢效应之一是O2总消耗量较高，用于估计能量消耗（图5A，B）。与AL小鼠相比，仅在IF小鼠的喂养期间，而不是禁食期，在O2消费中的这种升高。增加的能量消耗主要是由脂肪热发生，如棕色脂肪组织的褐化和激活棕色脂肪组织（数据未显示）8，16。IF介导的脂肪热发生大概可以解释，与AL小鼠相比，接受IF的野生型小鼠表现出体重增加减少，食物摄入量没有差别。另一方面，IF未能增加Ob/ob小鼠的O2消耗（图5C-D），甚至导致禁食期间能量消耗的减少。一贯地，IF诱导的脂肪热发生完全消除在ob/ob小鼠（数据未显示）。这些数据表明，IF可能受到限制，因为它对具有不同遗传和环境背景的个人可能有不同的工作。
图1：禁食24小时后的喂食分析，以及1：1和2：1IF之间的比较。（A） 24 小时禁食前后小鼠每日体重变化 （n = 10）。（B） 24小时禁食前后每日能量摄入（n = 5个笼;每个笼2只老鼠）。（C） 交替日禁食（即1 天喂食/1 天禁食、1：1 IF）和 2：1 间歇禁食（即 2 天喂食/1 天禁食）之间的能量摄入比较。在1：1 IF方案中，在随后的1天重新喂养中，只有+80%的食物摄入量得到补偿，而喂养2天的食物摄入量则得到补偿。另一方面，在给予2天重新喂养时，99%的能量摄入量是达到的，而喂养超过3天。数据表示为均值 = SEM。这个数字是经金等人8人许可转载的。请点击此处查看此图的较大版本。
图 2：等热2：1 IF方案的原理图。对于PF控制，IF处理小鼠在喂养的2天内所消耗的食物量分为三个相等的部分，然后在下一个周期中每天提供给PF小鼠。AL = 解放;PF = 对进给。这个数字的一部分是经金等人8日许可转载的。请点击此处查看此图的较大版本。
图3：野生型小鼠和ob/ob小鼠对体重、食物摄入量和身体成分的AL、IF和PF效应的比较。（A，B，C）在正常饮食 （ND） 或高脂肪饮食 （HFD） 下，AL 或 IF 治疗的野生型小鼠在正常饮食 （ND） 或高脂肪饮食 （HFD） 下的体重、食物摄入量和身体组成。数据表示为均值 = SEM.（ND-AL： n = 7;ND-IF： n = 8;HFD-AL： n = 7;和 HFD-IF： n = 8）;一路或双向ANOVA与学生-纽曼-库尔斯事后分析;\p < 0.01 vs。HFD-AL. （D， E， F） 在12周的IF疗养期间，PF与IF小鼠在PF中的体重、食物摄入量和身体组成。（PF： n = 6，IF：n = 6）;双尾未配对学生不配测试;*p < 0.05 vs。HFD-PF;NS = 不显著。（G，H，I）体重、食物摄入量和身体组成，在AL、PF或IF处理的ob/ob小鼠中用正常食物喂养（Ob-AL：n = 4;OB-PF： n = 7;OB-IF： n = 6;Ob-AL vs。Ob-PF： =p < 0.05;Ob-AL vs。OB-IF： \p < 0.05;Ob-PF vs。OB-IF。经Kim等人8.8许可，A+F小组被转载。经Kim等人许可，G_I小组被转载。请点击此处查看此图的较大版本。
图4：在野生型小鼠和ob/ob/ob小鼠中，IF改进了葡萄糖平衡。（A，B）HFD-AL和HFD-IF野生型小鼠在IF疗养16周后的腹内GTT和ITT。内联显示曲线下的区域 （AUC）;*p < 0.05 vs. HFD-AL. （C， D） HFD-PF 中的 GTT 和 ITT 与 HFD-IF 野生型小鼠在 IF 疗养 12 周后相比。内联显示 AUC;*p < 0.05 vs. HFD-PF. （E，F） 在 Ob-IF 中与 OB-PF 小鼠相比，在 IF 方案 16 周后。内联显示 AUC（\p < 0.05 vs。Ob-PF）。经Kim等人8.8许可，A+D小组被转载。经Kim等人15人许可，E小组和F小组被转载。请点击此处查看此图的较大版本。
图5：IF处理野生型小鼠和ob/ob/ob小鼠的能量消耗分析。（A） 野生型小鼠在2：1 IF周期内摄入O2的痕迹（即1天禁食，然后喂食2天）。（B） 禁食、喂食期间每小时平均 O2消耗量，一个周期为 2：1 IF。数据表示为均值 = SEM（HFD-AL：n = 6;HFD-IF：n = 12）;*p < 0.05 vs。HFD-AL. （C） O2在 2：1 IF 的一个周期内消耗ob/ob小鼠的微量。（D） 禁食、喂食期间每小时 O2的平均消耗量，一个周期为 2：1 IF （Ob-PF： n = 7;OB-IF： n = 6;*p < 0.05 vs。Ob-PF. B小组经Kim等人8国许可转载。经Kim等人15人许可，C小组和D小组被转载。请点击此处查看此图的较大版本。
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Discussion
有充分记载，IF对人类和动物的各种疾病8、15、16、17、18、19等多种疾病都具有有益的健康作用。其潜在的机制，如自噬和肠道微生物群，最近已被阐明。提出的方案描述了小鼠的等分2：1 IF方案，用于研究IF对饮食引起的肥胖和相关代谢功能障碍的卡路里独立代谢益处。与替代日禁食（1：1 IF）协议不同，该协议导致总热量摄入减少6，7，在2：1 IF方案中再提供1天的再喂食，从而维持野生型小鼠的等分状态。
此外，与1：1IF相比，2：1 IF方案可以减少小鼠20的可能腹急压力或托波，并且与流行的饮食方法5：2饮食2相媲美。虽然其效果尚未测试，但可以通过提供额外喂食天数（例如 3：1 或 4：1 IF）来修改方案。此外，提出的这个方案可以很容易地调整到每小时一次的称为限时喂养（TRF），其中食物在活动阶段21期间每天限8小时，已知实现等分饮食方案，并提供针对HFD引起的肥胖和糖尿病的代谢益处19，21，22。
如喂食分析所示（图1B），在野生型小鼠中，24小时禁食后立即出现高噬行为逐渐减少，从而达到等分IF。然而，这种等值条件不能在ob/ob小鼠中实现，因为它们缺乏瘦素信号介导的饱度和能量代谢，导致连续的超噬性表型23，24。因此，在执行 IF 实验之前，建议检查感兴趣的鼠标模型的馈送行为。为了检查使用超噬性小鼠模型（例如，ob/ob，db/db，Sim1 +/-，MC4R -/-） 24、25、26）的IF的影响，如本协议所述，使用对喂食组作为同相实验对照组对于进行适当的比较非常重要。在测试具有低氧表型（例如，含黑色素激素KO小鼠）的小鼠模型时，还需要仔细规划27。
IF研究需要考虑的一个重要因素是外壳温度，它影响小鼠的各种生理和行为参数。特别是，冷暴露（4~6°C）可显著增加能量摄入，保持核心体温28°。相比之下，在热中性条件下（30°C），热增益与热损失相平衡，食物消耗的减少明显减少8。关于代谢结果，冷暴露诱导脂肪热发生，这是由热中性条件阻碍。因此，预计外壳温度会影响IF的代谢表型和适当的喂养：禁食比，以达到等热IF。
事实上，它以前已经证明，等热2：1 IF可以在热中性条件下实现，导致改善代谢健康的饮食引起的肥胖和代谢功能障碍，没有差异的食物摄入量在IF和AL组8。然而，在低温下，以2：1的比例可能无法实现等分IF，因为处于寒冷暴露下的小鼠将表现出高噬性表型，从而导致IF组喂养不足。由于冷暴露和IF显示可比的代谢结果和机制（即脂肪热发生和改善葡萄糖平衡），有助于对抗肥胖，有兴趣结合这两个干预措施，以最大限度地提高代谢影响。因此，为了正确测试这一点，建议在运行 IF 实验之前执行进料分析，并在冷暴露下利用对供控制组。
可能影响IF研究结果的其他因素包括住房密度。与先前的研究类似，该研究显示，在居住较密集的老鼠中，食物消耗减少29只，5只笼子里的老鼠所消耗的食物比2只笼中的老鼠少得多（未公布的结果）。此外，已经证明，外壳密度显著影响环境温度，因为笼内容纳5只小鼠的温度比容纳1至2只小鼠30的体积高1~2°C。虽然这项研究得出结论，住房密度没有显著影响食物摄入量（检查5周），在IF研究持续12-16周，在笼子内的温度受住房密度影响仍然可能影响食物摄入量和能量代谢。总之，在研究过程中，将相同数量的小鼠放在笼子里，并尽量减少改变每个笼子的数量是很重要的。
总之，本报告显示了一种简单且可重复的协议，用于在小鼠中测试等分2：1IF。虽然目前的研究侧重于IF在饮食引起的肥胖和代谢功能障碍的代谢益处，它可以很容易地适应研究等热性IF对其他条件，如心血管的预防和治疗效果和神经系统疾病。
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Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
K.-H.K得到了加拿大心脏和中风基金会（G-18-0022213）、J.P.Bickell基金会和渥太华大学心脏研究所启动基金的支持;H.-K.S.得到了加拿大卫生研究院（PJT-162083）、鲁本和海伦·丹尼斯学者以及太阳生活金融新研究员的资助，该奖项来自班廷和最佳糖尿病中心（BBDC）和自然科学和加拿大工程研究理事会（RGPIN-2016-06610）。R.Y.K.得到了渥太华大学心脏病研究捐赠基金的一个研究金的支持。J.H.L.得到了NSERC博士奖学金和安大略省研究生奖学金的支持。Y.O.获得UOHI颁发的研究生奖和伊丽莎白二世女王科技研究生奖学金的支持。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Comprehensive Lab Animal Monitoring System (CLAMS) | Columbus Instruments | Indirect calorimeter | |
| D-(+)-Glucose solution | Sigma-Aldrich | G8769 | For GTT |
| EchoMRI 3-in-1 | EchoMRI | EchoMRI 3-in-1 | Body composition analysis |
| Glucometer and strips | Bayer | Contour NEXT | These are for GTT and ITT experiments |
| High Fat Diet (45% Kcal% fat) | Research Diets Inc. | #D12451 | 3.3 Kcal/g |
| High Fat Diet (60% Kcal% fat) | Research Diets Inc. | #D12452 | 4.73 Kcal/g |
| Insulin | El Lilly | Humulin R | For ITT |
| Mouse Strain: B6.Cg-Lepob/J | The Jackson Laboratory | #000632 | Ob/Ob mouse |
| Mouse Strain: C57BL/6J | The Jackson Laboratory | #000664 | |
| Normal chow (17% Kcal% fat) | Harlan | #2918 | |
| Scale | Mettler Toledo | Body weight and food intake measurement |
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