Summary
这种脂肪覆盖的胰岛移植方法适用于检测腹膜腔内的移植胰岛。值得注意的是，它不需要使用生物结合剂或缝合。
Abstract
胰岛移植是严重糖尿病的细胞替代疗法。腹腔通常是该手术的移植部位。然而，腹腔内胰岛移植存在一定的局限性，包括移植效果差，移植物检测能力困难，移植后分析缺乏移植切除能力。本文采用“脂肪覆盖胰岛移植”，一种利用附睾白色脂肪组织的腹膜内胰岛移植方法，用于评估生物工程胰岛的治疗效果。该方法的简单之处在于将胰岛播种到附睾白色脂肪组织上，并利用组织覆盖胰岛。虽然这种方法可以归类为腹膜内胰岛移植技术，但它与脂肪内组织胰岛移植具有共同特征。然而，脂肪覆盖的胰岛移植方法显示出比脂肪内组织胰岛移植更强大的治疗效果，包括改善血糖和血浆胰岛素水平以及移植物切除的潜力。我们建议采用这种方法来评估胰岛植入白色脂肪组织的机制和生物工程胰岛的治疗效果。
Introduction
胰岛移植是重度糖尿病患者的细胞替代疗法。最近的报告显示，移植后三年的胰岛素独立率提高到44%1 ，在接受超过600，000个胰岛当量的接受者中，约有80%实现了胰岛素独立2。此外，在最新的协作胰岛移植登记报告中，显示超过70%的单独胰岛移植患者的空腹血糖水平在5年内保持在60-140mg / dL。该研究还确定，在肾移植后单独接受胰岛移植或胰岛移植的患者中，约有90%在5年内没有发生任何严重的低血糖事件3。
尽管这种治疗的临床结果一直在改善，但仍必须解决一些局限性，包括建立最佳移植部位的必要性。肝脏是临床胰岛移植的典型移植部位，因为它是可容纳大量胰岛的最大器官。然而，在一些患者中，肝脏不可用（例如，由于门静脉高压、肝炎和/或肝硬化4），因此其他部位，包括肾囊下间隙5，6、网膜袋7，8，9，10、肠系膜 11、胃肠道 12、骨骼肌 13、皮下组织 13、骨髓 14 和脾脏15，16，17，已被考虑作为替代移植部位。
虽然腹腔内胰岛移植在局部麻醉下容易进行，使腹腔内腔成为临床胰岛移植的吸引人部位，但在移植时，胰岛分散在整个腹腔内，难以进行胰岛植入检测和成功植入确认。因此，腹腔内尚未被广泛认为是理想的临床移植部位。相反，它经常被用作临床前研究的对照模型，以研究移植封装18 和生物工程胰岛19的有效性。然而，由于在进行准确的植入评估方面存在挑战，很难在生物工程胰岛和对照胰岛之间进行精确比较。
相比之下，在网膜袋8、肠系膜和其他肝外部位使用腹膜内白色脂肪组织已被充分报道10，20，21，22，23，许多调查使用白色脂肪组织移植的生物工程胰岛功能的研究能够报告有希望的治疗结果20，24，25，26.由于附睾脂肪组织的使用有助于移植胰岛的检测，因此开发了利用附睾脂肪组织的“脂肪覆盖胰岛移植方法”，以克服腹腔内胰岛移植的局限性。本文描述了使用附睾脂肪组织进行脂肪覆盖的胰岛移植。
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Protocol
以下过程分三个步骤执行。第一步包括在受体小鼠中诱导糖尿病和分离供体胰岛。第二步涉及移植前胰岛的准备。在第三步中，将胰岛移植到附睾脂肪组织上，并使用脂肪组织覆盖胰岛。之后，评估治疗效果。本研究中对小鼠的处理和实验程序符合“实验动物护理原则”（实验动物护理和使用指南，美国国立卫生研究院出版物第8版，2011年），实验方案获得福冈大学动物护理和使用委员会的批准（批准文号： 186018).
1. 手术准备
- 诱导糖尿病：通过静脉注射在0.1M柠檬酸盐缓冲液（180mg / kg体重）中制备的18mg / mL链脲佐菌素溶液，在20-25g体重，8-12周龄的受体雄性小鼠中诱导糖尿病。血糖水平超过400mg / dL的小鼠被认为是糖尿病患者。在糖尿病诱导后1周内使用糖尿病小鼠，然后附睾白色脂肪组织过度萎缩以覆盖胰岛。
- 胰岛分离：按照Gotoh的方法27 进行胰岛分离，在移植前一天进行小鼠胰岛分离。
- 简而言之，使用胶原酶溶液消化胰腺组织。使用适当的细胞分离溶液通过密度梯度离心分离胰岛。然后将胰岛在22°C和5%CO2 的培养箱中过夜（据报道，在<37°C下培养可防止胰岛死亡28，29，30，31）。
注意：在安全柜中处理纯化的胰岛培养物。使用0.22μm过滤器对所有用于胰岛分离和培养的溶液进行过滤灭菌。
2.移植胰岛的准备
- 如图 1A所示收集适当的仪器和材料。
- 由于消化酶（如淀粉酶和脂肪酶）可能导致分离和移植胰岛的损伤，并且胰岛因被困在培养皿内的污染纤维组织中而丢失，因此在移植之前，使用镊子从胰腺中手工挑选任何额外的胰岛成分，包括腺泡和纤维组织（图1B）， 在解剖显微镜下。拾取后，使用细胞过滤器过滤掉单个腺泡细胞。
- 将过滤后的胰岛转移到含有任何适当培养基或缓冲溶液（例如，低葡萄糖DMEM，RPMI1640，CMRL1066或HBSS）的新培养皿中，并补充有牛血清或白蛋白以防止胰岛附着在塑料上并旋转培养皿以将胰岛定位在培养皿的中心（图1C）。使用P200微量移液器和显微镜，将单个胰岛挑入适当的收集管中（图1D）。
- 将一个新的40μm细胞过滤器放在50 mL塑料管的顶部（图1E左侧和中间），并用新鲜培养基清洗过滤器（图1E右）。
- 使用1000 μL移液器将胰岛添加到过滤器中，以分离胰岛和单个腺泡细胞（图1 F1和图1F2）。
注意：细胞过滤器上的纯化胰岛将大约是100%纯的。 - 使用镊子在新的60或100毫米大小的未处理培养皿上倒置过滤器，该培养皿含有培养基或补充有牛血清或白蛋白的适当缓冲溶液（图1 F3和图1F4）。使用新鲜培养基/缓冲液将胰岛冲洗到新的培养皿中。然后将足够的培养基/缓冲液添加到培养皿中，使其总体积达到约20 mL。
- 在显微镜下计数胰岛，并根据供体动物的数量在单个1.5 mL塑料离心管之间平均分配胰岛数量（图1G）。例如，将来自两只小鼠的两百只100-200μm胰岛当量（IEQ）添加到两只管中的每一只中。
- 在室温下1分钟内以2，100×g离心胰岛并弃去上清液。大约 20-30 μL 的残留溶液通常会保留在管中（图 1H）。
3.胰岛移植到附睾脂肪组织上，并覆盖附睾白色脂肪组织
- 手术前，收集小动物麻醉机、体视显微镜、光源、50-200 μL 微量移液器和 200 μL 微量移液器吸头、棉签、4-0 缝合套件和消毒手术器械（图 2A）。高压灭菌库珀剪刀，眼科剪刀，蕊子，镊子和针架。高压灭菌后，将设备浸入1%聚维酮碘溶液中（图2A）。使用棉签动员附睾白色脂肪组织，并在出血的情况下止血。使用带有 50-200 μL 吸头的微量移液器进行胰岛移植。
- 使用吸入麻醉剂（氧气中的2%异氟醚）向糖尿病受体小鼠提供麻醉。在双眼上涂抹眼科润滑剂以防止干燥。然后将鼠标置于仰卧位（图2B左）并从腹部去除毛发以防止使用理发器和/或脱毛膏感染。使用至少三轮交替的聚维酮碘溶液，然后用70%乙醇对腹部和腹股沟区域进行消毒（图2B右）。手术前，通过没有脚趾夹反射来确认麻醉深度。使用加热垫提供术中热支持，并使用手术单固定无菌手术区域。
- 在下中位区域切开皮肤（图2C左）。建议切开长约 2 cm 的皮肤切口。用Pean镊子夹住左腹壁（也可以使用无创伤钳或牵开器）并将组织拉到小鼠的左侧以固定手术区域（图2C右）。剖腹手术后，将异氟醚的百分比降低至1.0-1.5%以维持麻醉。
- 使用棉签将小肠和大肠移动到小鼠的右侧（即操作员的左侧）。腹腔内的左附睾白色脂肪组织位于左腹股沟区域。将附睾白色脂肪组织和左侧睾丸移动到腹部外侧（图2D左）并伸展组织（右图2D）。
- 使用配备 200 μL 移液器吸头的 P200 微量移液器，轻轻移液从一个 1.5 mL 管中收集整个胰岛体积（图 2E 左），注意收集时管中没有胰岛。让收集的胰岛通过重力沉降到移液器的尖端（图2E右）。
- 将微量移液器吸头轻轻放在膨胀的脂肪组织上。注意防止尖端培养基/缓冲液过度冲洗，小心地将胰岛接种到组织上（图2F左）。接种后，确认胰岛在解剖显微镜下的正确放置（图2F右）。
- 用附睾白色脂肪组织覆盖胰岛（图2G）。不需要使用缝合线或生物结合剂。
- 将左睾丸放在附睾白色脂肪组织下，并将组织返回到腹膜腔（图2H）。使用4-0缝合线将皮肤封闭成两层（腹膜，然后是肌肉和皮肤）（可以使用尼龙或可吸收缝合线等缝合线）（图2I）。注射乙酰水杨酸（300毫克/千克;SQ）靠近伤口进行术后镇痛。然后将鼠标放在加热灯下并监视直到完全恢复。
4. 胰岛移植后的监测（摘要）
- 通过监测血糖、糖耐量试验和术后组织学评估 （POD） 来评估胰岛移植的治疗效果 28.
- 使用小型血糖仪监测血糖，包括在葡萄糖耐量试验中测量血糖。
- 从尾静脉收集血液样本（一点微升）。关于组织学评估，通过免疫组织化学在移植的附睾脂肪组织中检测到小鼠胰岛素（用于检测移植胰岛）和血管性血友病因子（用于检测血管，这是胰岛植入的证据）。
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Representative Results
为了比较脂肪覆盖胰岛移植与腹膜内胰岛移植后的移植效果，将相同数量的胰岛植入对照受体糖尿病动物左侧结肠旁间隙的腹膜上。与腹膜内胰岛移植小鼠相比，观察到脂肪覆盖胰岛移植小鼠的血糖水平逐渐显着降低（p = 0.0023; 图3A）。移植后1个月，脂肪覆盖胰岛移植小鼠的血糖维持在低于腹膜内胰岛移植小鼠的血糖水平，通过腹膜内葡萄糖耐量试验评估（p = 0.0046; 图 3B）。此外，正如我们之前报道的那样，脂肪覆盖的胰岛移植后血浆胰岛素水平也有所改善。血糖水平的重新升高也得到了证实。这些数据表明，使用200个IEQ的腹膜内脂肪覆盖胰岛移植可以显着改善受体小鼠的糖尿病状况。
还进行了组织学检查以评估胰岛植入附睾白色脂肪组织的情况。在脂肪覆盖的胰岛移植受者动物中，苏木精-伊红染色显示附睾白色脂肪组织内存在胰岛（图3C，上图）。此外，胰岛素阳性胰岛的荧光偶联抗体染色有助于检测所有受体小鼠附睾白色脂肪组织内的血管性血友病因子阳性微血管（n = 6; 图 3C）。相反，在腹膜内胰岛移植小鼠中，在附睾白色脂肪组织或腹壁中均未观察到移植胰岛（数据未显示）。
图 1-ABC。准备胰岛移植到附睾脂肪组织上，并用附睾白色脂肪组织覆盖。 （A） 仪器制备：a. 移液器辅助剂、b. 10 mL 移液器吸头、c. 50 mL 塑料管、d. 15 mL 塑料管、e. 50-200 μL（左）和 200-1000 μL（右）微量移液器、f. 1.5 mL 塑料离心管、g. 200 和 1000 μL 微量移液器吸头、h. 含有白蛋白或胎牛血清的培养基或缓冲液（即含有 10% 胎牛血清和 100 U/mL 青霉素 + 100 U/mL 链霉素溶液的低葡萄糖 DMEM）， 和i.40μm细胞过滤器。（B）带有腺泡（左：用箭头表示）和纤维组织（右）的孤立胰岛。比例尺 = 200 μm。 （C）在塑料管中收集胰岛。左，分散在培养皿中的胰岛。中心，通过旋转将胰岛收集在培养皿的中心。对，盘子中央收集的小岛。比例尺 = 200 μm。 请点击此处查看此图的大图。
图 1-DEF.准备胰岛移植到附睾脂肪组织上，并用附睾白色脂肪组织覆盖。（D） 将收集的胰岛（左）转移到 15 mL 塑料管中（右）。（E） 将 40 μm 细胞过滤器设置在 50 mL 塑料管（左侧和中间）的顶部。将制备好的培养基/缓冲液添加到其他 50 mL 塑料管中，用于将细胞过滤器上的胰岛冲洗到新的培养皿中（右）。（六） 1.使用 200-1000 μL 微量移液器收集胰岛。2.将胰岛倒入细胞过滤器中。3和4。培养基/缓冲液用于将胰岛冲洗到过滤器上，放入新的培养皿中。请点击此处查看此图的大图。
图 1-GH.准备胰岛移植到附睾脂肪组织上，并用附睾白色脂肪组织覆盖。（G）胰岛根据受体小鼠的数量分为1.5mL塑料离心管。在这里，将200-200μm胰岛当量（IEQ）平均分配到每个管中。（H） 离心前在 1.5 mL 管中平均分配胰岛（左）。离心胰岛以收集在管底部（中心）。丢弃过量溶液后，20-30 μL 上清液仍保留在管中（右）。请点击此处查看此图的大图。
图 2-ABC。胰岛移植到附睾脂肪组织并使用附睾白色脂肪组织覆盖的过程。 （A）器械的制备：a.小动物麻醉机，b.体视显微镜，c.光源，d.消毒手术器械，e.在1.5 mL塑料管中分割胰岛，f.50-200μL微量移液器，g.200μL微量移液器吸头和h. 4-0缝合线。（B）糖尿病受体小鼠在2%异氟醚全身麻醉下仰卧位（左）。腹部和腹股沟区域使用70%乙醇消毒，并用纸实验室湿巾覆盖（右）。（C）皮肤在较低的中间位置切开（左）。左腹壁被Pean镊钳夹住，并拉到小鼠左侧以固定手术区域（右）。请点击此处查看此图的大图。
图 2-DEF.胰岛移植到附睾脂肪组织并使用附睾白色脂肪组织覆盖的过程。（D）左附睾白色脂肪组织和左睾丸在腹部外（左）和膨胀（右）活动。比例尺 = 1 cm. （E） 使用带有 200 μL 移液器吸头的微量移液器（左）完全收集 1.5 mL 塑料管中的胰岛。收集的胰岛（用箭头表示）允许在重力作用下完全下沉到移液器吸头（右）。（F） 将微量移液器吸头轻轻放在膨胀的脂肪组织上（左）。胰岛播种（虚线圆圈）到组织上，通过解剖显微镜确认（右）。比例尺 = 1 厘米。 请点击此处查看此图的大图。
图 2-GHI.胰岛移植到附睾脂肪组织并使用附睾白色脂肪组织覆盖的过程。（G）胰岛覆盖有附睾白色脂肪组织。（H）左睾丸和附睾白色脂肪组织返回腹腔内。（一）腹部闭合后的影像。请点击此处查看此图的大图。
图3.脂肪覆盖胰岛移植的治疗效果。 （A）血糖水平。蓝线：脂肪覆盖的胰岛移植（n = 6）;橙线：腹腔胰岛移植（n = 6） 使用重复测量方差分析进行统计分析，差异定义为p < 0.05。（B）移植后一个月的血糖水平测试。蓝线：脂肪覆盖的胰岛移植（n = 6）;橙线：腹膜内胰岛移植（n = 6）。使用重复测量方差分析进行统计分析，显著差异定义为p < 0.05。（C）移植后一个月移植胰岛的组织学图像。上图：苏木精-伊红染色;下图：小鼠胰岛素（绿色）和血管性血友病因子（vWF：红色，用白色箭头表示）的免疫组织染色。比例尺 = 100 μm。 请点击此处查看此图的大图。
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Discussion
脂肪覆盖的胰岛移植方法结合了两种不同移植技术的技术：腹膜内胰岛移植和脂肪内组织胰岛移植。由于附睾白色脂肪组织的表面膜被认为是被腹膜覆盖并附着在附睾上的白色脂肪组织，因此脂肪覆盖胰岛移植方法在解剖学上可归类为腹膜内胰岛移植的一种。然而，将胰岛输送给受体动物的技术更类似于脂肪内组织胰岛移植中使用的技术。我们的数据显示，脂肪覆盖胰岛移植方法的治疗效果优于腹膜内胰岛移植。我们之前的研究还表明，这种方法的移植效果几乎与肾囊下胰岛移植相当，肾囊下胰岛移植是一种具有最高移植功效的胰岛移植方法23。据推测，该方法的有用性可能是由于存在于白色脂肪组织和脂肪细胞因子内的粘附分子，并且被认为有助于胰岛植入10，23。
附睾白色脂肪组织的大小允许容纳大量胰岛。相比之下，啮齿动物大网膜太小，不容易容纳和进入许多胰岛。附睾白色脂肪组织作为潜在的实验性胰岛移植部位的唯一物理限制是它不提供胰岛素10的门户循环。
该方法是独一无二的，因为胰岛被脂肪组织覆盖，而不是直接注入组织。脂肪内组织移植胰岛可能受到脂毒性的影响，因为糖尿病动物的胰岛素功能受损可导致过量的游离脂肪酸32。这种方法也不需要生物粘合剂或缝合来防止植入的胰岛丢失。如图 3C所示，胰岛在移植后长达1个月内仍能成功移植在脂肪组织中，并且在23移植术后确认血糖水平维持。这种现象可能是由于脂肪组织能够捕获胰岛，胰岛变得难以剥离。
该方法的优点是它在技术上易于执行，允许对胰岛的治疗效果进行代谢和组织学评估，并有助于评估移植切除术后胰岛基因和/或蛋白质表达。与以往的研究相比，该方法的疗效不逊于胰岛移植到附睾白色脂肪组织10，33，34，35，36中的疗效。重要的是要注意，将胰岛精确地播种到附睾白色脂肪组织上而不会丢失胰岛是成功植入所必需的。为确保成功，必须将整个胰岛体积从 1.5 mL 塑料管轻轻吸入微量移液器吸头，因为粗暴快速移液可能会导致胰岛粘附在塑料管壁上，使分液变得困难。胰岛粘附是胰岛播种不足的主要原因。在让胰岛沉淀在微量移液器尖端后，必须将胰岛植入附睾脂肪组织而不冲洗。在吸出和分配胰岛时，尽量减少柱塞按钮的凹陷很重要，以防止脂肪组织过度冲洗培养基/缓冲液。因此，必须等到胰岛完全聚集在微量移液器尖端，然后再按下微量移液器的柱塞按钮进行植入。将尖端轻轻放在脂肪组织上并通过光学显微镜确认胰岛播种到组织上就足够了。
总之，这种方法非常简单，尽管需要几个关键步骤才能成功。我们希望这种方法的广泛采用，以进一步帮助促进胰岛植入白色脂肪组织，并进一步评估生物工程胰岛的治疗效果。
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Disclosures
我们没有利益冲突。
Acknowledgments
这项研究由日本文部科学省的科学研究补助金（C）（19K09839，NS）资助。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4-0 Nylon | Alfresa | ER2004NA45-KF2 | Closing abdomen |
| Alexa 488-conjugated donkey anti-guinea pig | Jackson Immunoresearch | 706-546-148 | Secondary antibody for insulin antibody |
| Alexa 647-conjugated donkey anti-rabbit | Jackson Immunoresearch | 711-606-152 | Secondary antibody for von Willebrand factor antibody |
| DMEM, low glucose, pyruvate | ThermoFisher Scientific | 11885084 | Culturing islets, transplanting islets |
| Eosin | Fujifilm Wako Chemicals | 051-06515 | Using for staining tissue by eosin |
| Eppendorf Safe-Lock Tubes, 1.5 mL | Eppendorf | 30120086 | Collecting islets |
| Falcon 15 mL Conical Centrifuge Tubes | Corning | 352095 | Collecting islets |
| Falcon 40 µm Cell Strainer | Falcon | 352340 | Using for separating islets from other pancreatic tissue |
| Falcon 50 mL Conical Centrifuge Tubes | Corning | 352070 | Discarding excessive medium/buffer |
| Guinea pig anti-insulin | Agilent Technologies Japan, Ltd. (Dako) | IR002 | Primary antibody for murine insulin |
| Hematoxylin | Muto Pure Chemicals Co., Ltd. | 30002 | Using for staining tissue by hematoxylin |
| Isodine solution 10% | Shionogi&Co., Ltd. | no catalog number | Using for disinfection |
| Isoflurane | Fujifilm Wako Chemicals | 095-06573 | Using for anesthesia |
| Labcon 1000 µL ZapSilk Low Retention Pipette Tips | Labcon | 1177-965-008 | Using for separating islets from other pancreatic tissue |
| Labcon 200 µL ZapSilk Low Retention Pipette Tips | Labcon | 1179-965-008 | Using for seeding islets onto epididymal white adipose tissue |
| Mintsensor | Sanwa Kagaku Kenkyusho Co. Ltd., | 8AEB02E | Using for monitoring blood glucose |
| Pipetteman P-1000 | Gilson | F123602 | Using for separating islets from other pancreatic tissue |
| Pipetteman P-200 | Gilson | F123601 | Using for seeding islets onto epididymal white adipose tissue |
| Rabbit anti-vWF | Abcam | ab6994 | Primary antibody for murine von Willebrand factor |
References
- Barton, F. B., et al. Improvement in outcomes of clinical islet transplantation: 1999-2010. Diabetes Care. 35 (7), 1436-1445 (2012).
- Balamurugan, A. N., et al. Islet product characteristics and factors related to successful human islet transplantation from the Collaborative Islet Transplant Registry (CITR) 1999-2010. American Journal of Transplantation. 14 (11), 2595-2606 (2014).
- Collaborative Islet Transplant Registry. Collaborative Islet Transplant Registry. Annual Report. , (2017).
- Rajab, A., et al. Total Pancreatectomy and Islet Autotransplantation Following Treated Hepatitis C Infection. Cell Transplantation. 27 (10), 1569-1573 (2018).
- Mellgren, A., Schnell Landstrom, A. H., Petersson, B., Andersson, A. The renal subcapsular site offers better growth conditions for transplanted mouse pancreatic islet cells than the liver or spleen. Diabetologia. 29 (9), 670-672 (1986).
- Hiller, W. F., Klempnauer, J., Luck, R., Steiniger, B. Progressive deterioration of endocrine function after intraportal but not kidney subcapsular rat islet transplantation. Diabetes. 40 (1), 134-140 (1991).
- Yasunami, Y., Lacy, P. E., Finke, E. H. A new site for islet transplantation--a peritoneal-omental pouch. Transplantation. 36 (2), 181-182 (1983).
- Kin, T., Korbutt, G. S., Rajotte, R. V. Survival and metabolic function of syngeneic rat islet grafts transplanted in the omental pouch. American Journal of Transplantation. 3 (3), 281-285 (2003).
- Kasoju, N., et al. Bioengineering a pre-vascularized pouch for subsequent islet transplantation using VEGF-loaded polylactide capsules. Biomaterials Science. 8 (2), 631-647 (2020).
- Sakata, N., Yoshimatsu, G., Kodama, S. White Adipose Tissue as a Site for Islet Transplantation. Transplantology. 1 (2), 55-70 (2020).
- Osama Gaber, A., Chamsuddin, A., Fraga, D., Fisher, J., Lo, A. Insulin independence achieved using the transmesenteric approach to the portal vein for islet transplantation. Transplantation. 77 (2), 309-311 (2004).
- Fujita, M., et al. Technique of endoscopic biopsy of islet allografts transplanted into the gastric submucosal space in pigs. Cell Transplantation. 22 (12), 2335-2344 (2013).
- Sakata, N., et al. Strategy for clinical setting in intramuscular and subcutaneous islet transplantation. Diabetes/Metabolism Research and Reviews. 30 (1), 1-10 (2014).
- Cantarelli, E., et al. Transplant Site Influences the Immune Response After Islet Transplantation: Bone Marrow Versus Liver. Transplantation. 101 (5), 1046-1055 (2017).
- White, S. A., et al. The risks of total pancreatectomy and splenic islet autotransplantation. Cell Transplantation. 9 (1), 19-24 (2000).
- Itoh, T., Nishinakamura, H., Kumano, K., Takahashi, H., Kodama, S. The Spleen Is an Ideal Site for Inducing Transplanted Islet Graft Expansion in Mice. PLoS One. 12 (1), 0170899 (2017).
- Sakata, N., Yoshimatsu, G., Kodama, S. The Spleen as an Optimal Site for Islet Transplantation and a Source of Mesenchymal Stem Cells. International Journal of Molecular Sciences. 19 (5), (2018).
- Sakata, N., et al. Effect of rat-to-mouse bioartificial pancreas xenotransplantation on diabetic renal damage and survival. Pancreas. 32 (3), 249-257 (2006).
- Nagaya, M., et al. Effectiveness of bioengineered islet cell sheets for the treatment of diabetes mellitus. Journal of Surgical Research. 227, 119-129 (2018).
- Weaver, J. D., et al. Vasculogenic hydrogel enhances islet survival, engraftment, and function in leading extrahepatic sites. Science Advances. 3 (6), 1700184 (2017).
- Dufour, J. M., et al. Development of an ectopic site for islet transplantation, using biodegradable scaffolds. Tissue Engineering. 11 (9-10), 1323-1331 (2005).
- Chen, X., et al. The epididymal fat pad as a transplant site for minimal islet mass. Transplantation. 84 (1), 122-125 (2007).
- Sakata, N., et al. Mechanism of Transplanted Islet Engraftment in Visceral White Adipose Tissue. Transplantation. 104 (12), 2516-2527 (2020).
- Navarro-Requena, C., et al. PEG hydrogel containing calcium-releasing particles and mesenchymal stromal cells promote vessel maturation. Acta Biomaterialia. 67, 53-65 (2018).
- Phelps, E. A., Headen, D. M., Taylor, W. R., Thule, P. M., Garcia, A. J. Vasculogenic bio-synthetic hydrogel for enhancement of pancreatic islet engraftment and function in type 1 diabetes. Biomaterials. 34 (19), 4602-4611 (2013).
- Manzoli, V., et al. Immunoisolation of murine islet allografts in vascularized sites through conformal coating with polyethylene glycol. American Journal of Transplantation. 18 (3), 590-603 (2018).
- Gotoh, M., Maki, T., Kiyoizumi, T., Satomi, S., Monaco, A. P. An improved method for isolation of mouse pancreatic islets. Transplantation. 40 (4), 437-438 (1985).
- Brandhorst, D., Brandhorst, H., Hering, B. J., Bretzel, R. G. Long-term survival, morphology and in vitro function of isolated pig islets under different culture conditions. Transplantation. 67 (12), 1533-1541 (1999).
- Noguchi, H., et al. Low-temperature preservation of isolated islets is superior to conventional islet culture before islet transplantation. Transplantation. 89 (1), 47-54 (2010).
- Itoh, T., et al. Low temperature condition prevents hypoxia-induced islet cell damage and HMGB1 release in a mouse model. Cell Transplantation. 21 (7), 1361-1370 (2012).
- Komatsu, H., et al. Optimizing Temperature and Oxygen Supports Long-term Culture of Human Islets. Transplantation. 103 (2), 299-306 (2019).
- Unger, R. H. Lipid overload and overflow: metabolic trauma and the metabolic syndrome. Trends in Endocrinology, Metabolism. 14 (9), 398-403 (2003).
- Mao, D., et al. A macroporous heparin-releasing silk fibroin scaffold improves islet transplantation outcome by promoting islet revascularisation and survival. Acta Biomaterialia. 59, 210-220 (2017).
- Wang, K., Wang, X., Han, C. S., Chen, L. Y., Luo, Y. Scaffold-supported Transplantation of Islets in the Epididymal Fat Pad of Diabetic Mice. Journal of Visualized Experiments. (125), e54995 (2017).
- Wang, X., Wang, K., Zhang, W., Qiang, M., Luo, Y. A bilaminated decellularized scaffold for islet transplantation: Structure, properties and functions in diabetic mice. Biomaterials. 138, 80-90 (2017).
- Rios, P. D., Zhang, X., Luo, X., Shea, L. D. Mold-casted non-degradable, islet macro-encapsulating hydrogel devices for restoration of normoglycemia in diabetic mice. Biotechnology and Bioengineering. 113 (11), 2485-2495 (2016).
