Summary
Realizamos uma injeção de traço de células lipofílicas de um ponto para rastrear células endoteliais, seguida de uma arteriotomia e sutura de aneurismas de parede lateral na aorta do rato abdominal. A formação de neointima parecia dependente da artéria parental em aneurismas descelularizados e foi promovida pelo recrutamento de células de parede de aneurisma em paredes vitais ricas em células.
Abstract
O recorte microcirúrgico cria uma barreira subsequente do fluxo sanguíneo em aneurismas intracranianos, enquanto o tratamento endovascular depende da formação de neointima e trombo. A fonte de células endoteliais que cobrem a camada endoluminal da neointima permanece incerta. Portanto, o objetivo do presente estudo foi investigar a origem das células formadoras de neointima após a injeção de rastreador de células no já bem estabelecido modelo de aneurisma de parede lateral de helsinque.
Os aneurismas sidewall foram criados por bolsas arteriais suturadas ou vitais de ponta a ponta até a aorta em ratos machos de Lewis. Antes da arteriotomia com sutura de aneurisma, foi realizada uma injeção de rastreador de células contendo corante CM-Dil na aorta fixada para rotular células endoteliais no vaso adjacente e rastrear sua proliferação durante o seguimento (FU). Tratamento seguido de enrolamento (n = 16) ou stent (n = 15). Na FU (7 dias ou 21 dias), todos os ratos foram submetidos à angiografia de fluorescência, seguidos de colheita de aneurisma e avaliação macroscópica e histológica com contagem de células imunohistológicas para regiões específicas de interesse.
Nenhum dos 31 aneurismas se rompeu após o acompanhamento. Quatro animais morreram prematuramente. A perfusão macroscopicamente residual foi observada em 75,0% enroladas e 7,0% de ratos stents. A quantidade de células-rastreadas-positivas foi significativamente elevada em stent descelular em comparação com aneurismas enroladas em relação ao trombo no dia 7 (p = 0,01) e neointima no dia 21 (p = 0,04). Não foram encontradas diferenças significativas em trombos ou neointima em aneurismas vitais.
Esses achados confirmam padrões de cura piores em enrolados em comparação com aneurismas stented. A formação de neointima parece particularmente dependente da artéria parental em aneurismas descelularizados, enquanto é apoiada pelo recrutamento de células de parede de aneurisma em paredes vitais ricas em células. Em termos de tradução, o tratamento de stent pode ser mais apropriado para aneurismas altamente degenerados, enquanto o enrolamento sozinho pode ser adequado para aneurismas com paredes de vasos mais saudáveis.
Introduction
A hemorragia subaracnóide causada pela ruptura de um aneurisma intracraniano (IA) é uma condição neurocirúrgica devastadora associada à alta morbidade e mortalidade 1,2,3,4. Além do recorte microcirúrgico, que fornece contato direto entre endotélio endotélio endotélio, os dispositivos endovasculares ganharam cada vez mais importância nas últimas décadas para o tratamento de IAs rompidas e descobertas incidentalmente. A resposta de cura em IAs tratadas endovascularmente depende principalmente da formação de neointima e da organização do trombo. Ambos são processos sinérgicos, dependendo da migração celular do vaso adjacente e da parede do aneurisma. 5 Até o momento, a origem das células endoteliais na formação neointima de aneurismas tratados endovasculares permanece incerta. Há um debate em curso na literatura sobre a fonte a partir da qual as células formadoras de neointima são recrutadas.
Utilizando-se uma injeção de corante CM-Dil (ver a Tabela de Materiais) na aorta abdominal de ratos, tivemos como objetivo analisar o papel das células endoteliais, originárias da artéria parental, na formação de neointima em dois pontos de tempo diferentes de FU (dia 7 e dia 21) (Figura 1). Uma vantagem do modelo é a incubação direta local de rastreador de células in vivo em uma artéria parental antes da sutura do aneurisma, permitindo a FU em pontos de tempo posteriores. Técnicas de injeção in vivo , como a incubação de rastreadores de células, não foram descritas na literatura. Uma vantagem dessa técnica é a injeção direta, de um ponto, intraoperatória, in vivo , que torna o modelo robusto e reprodutível.
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Protocol
O apoio veterinário foi realizado de acordo com as diretrizes institucionais. Os experimentos foram aprovados pelo Comitê de Ética Local, suíça (BE 60/19). As diretrizes do ARRIVE e os princípios 3R foram rigorosamente seguidos 6,7. Trinta e um ratos de Lewis, com 12 semanas de idade e pesando 492 ± 8 g, foram incluídos. Abriga todos os ratos a uma temperatura ambiente de 23 °C e um ciclo claro/escuro de 12 horas. Fornecer acesso gratuito a água e pelotas. Análises estatísticas foram realizadas utilizando-se o teste não paramétrico de Wilcoxon-Mann-Whitney U. Os valores de probabilidade (p) de ≤ 0,05 e/ou ≤ 0,01 foram considerados significativos.
1. Preparação em fase-geral pré-operatória e aspectos anestesiológicos
- Randomize ratos em grupos de tratamento de bobina ou stent (Figura 2) através de um sistema de randomização baseado na Web. Agora, realize um exame clínico pré-operatório de todos os animais planejados para cirurgia ao lado de uma sala de cirurgia tranquila e asséptica mantendo uma temperatura ambiente de 23 ± 3 °C. Analise o comportamento dos animais e inspecione as membranas mucosas e o turgor como parte do exame clínico pré-operatório.
- Regissuor de cada animal.
- Antes da cirurgia, incubar as bolsas arteriais de ratos doadores em sulfato de dodecyl de sódio de 0,1% por 10h a 37 °C para obter aneurismas descelularizados8. Pegue esses malotes de animais doadores alguns dias antes da cirurgia.
- Prepare toda a extensão da aorta abdominal com microscisores e fórceps e aplique ligaduras nãoabsorvíveis de 6-0 em um intervalo de 3-4 mm.
- Gerar diretamente aneurismas vitais intraoperatóriamente por uma bolsa de vaso arterial anteriormente ligada da parte torácica de um animal doador9. Realize a toracotomia com tesoura e fórceps cirúrgicos no ponto de tempo indicado da FU e ligate a bolsa do vaso no comprimento desejado.
- Implante diretamente a bolsa no receptor e retire o aneurisma do animal doador para posterior análise macroscópica e processamento histológico.
- Para indução de anestesia, coloque todos os ratos em uma caixa limpa fornecida com oxigênio (O2) até a perda de consciência após 5-10 min. Anesthetize ratos com injeção subcutânea (SC) de uma mistura de fentanil 0,005 mg/kg, medetomidina 0,15 mg/kg e midazolam 2 mg/kg.
NOTA: Isso garante um plano cirúrgico de pelo menos 45 min. - Verifique a profundidade da anestesia pela ausência do reflexo de retirada do pedal.
- Coloque os ratos em uma posição supina e raspe a parte toracoabdominal com uma máquina de barbear elétrica.
- Fixar as 4 patas dos ratos com fita em uma tábua, coberta por uma almofada de aquecimento conectada a uma sonda retal autoreguladora. Insira a sonda retal no ânus do rato para manter a temperatura desejada de 37 °C com a ajuda da almofada de aquecimento.
- Agora, instale um sensor na perna traseira direita conectado a um sistema informatizado para verificar sinais vitais intraoperatóriamente.
- Cubra o nariz e a boca do rato com uma máscara facial. Se exigir anestesia prolongada, inicie isoflurane (1,0-2,0% titulado para efeito em 100% O2).
- Desinfete o campo cirúrgico com povidone-iodo ou desinfetantes alternados e drape o campo cirúrgico de forma estéril.
- Para cuidados perianestésicos, aplique um lubrificante oftálmico estéril nos olhos e cubra-os com uma máscara de papel alumínio opaca para evitar a secagem e danos causados pela lâmpada cirúrgica.
- Durante toda a cirurgia, forneça oxigênio continuamente através da máscara facial, monitore a temperatura corporal e forneça calor usando uma almofada de aquecimento, mantendo a normotermia.
- Monitore outros sinais vitais continuamente (distensão de pulso e respiração, frequência cardíaca e respiração e saturação de oxigênio).
2. Fase operativa - injeção de rastreador de células
NOTA: A abordagem cirúrgica detalhada no aneurisma de parede lateral microcirúrgica de helsinque de helsinque modelo9 e técnicas para implantação de bobina e stent são descritas em outros lugares 8,10,11.
- Armazene o rastreador de células lipofílicas fluorescentes a ≤ -20 °C o tempo todo, protegido da luz.
- Realizar a cirurgia preparando a aorta de rato e a veia caval, seguida da separação de ambos, bem como fixação temporária proximal e distal da aorta.
NOTA: Esta técnica foi descrita anteriormente9.- Fixar as partes proximais e distais da aorta com dois clipes de titã temporários.
- Coloque um microswab com estofamento roxo cada um sob as partes proximais e distal da aorta para melhor visualização da artéria.
- Agora, proteja o abdômen com gaze molhada.
- No dia da operação, dissolva 2 μL do rastreador de células por tubulação em 1 mL de soro fisiológico tamponado por fosfato (PBS).
- Transfira a mistura para uma seringa de 1 mL equipada com uma cânula estéril de 27-1/2 G (0,4 x 13 mm).
NOTA: Tenha cuidado para evitar a exposição à luz durante a realização das etapas 2.5 e 2.6. - Desligue a luz na sala de cirurgia. Ao olhar sob um microscópio, realize a injeção de um ponto na parte ventral média da aorta usando micro fórceps e injete cuidadosamente 1 mL de solução salina heparinizada de 0,9%.
- Injete cuidadosamente o rastreador de células (Vídeo 1) e desligue imediatamente o microscópio operacional também. Novamente, proteja o abdômen com gaze molhada.
- Deixe o corante incubar por pelo menos 15 minutos. Após o período de incubação, ligue o microscópio e as luzes da sala de cirurgia.
- Realize a arteriotomia longitudinal e a sutura do aneurisma, conforme descrito em outros lugares11.
- Use microforceps e microscisores para realizar a arteriotomia para que seu comprimento tenha uma média do diâmetro do aneurisma colhido (etapa 1.3). Para garantir o comprimento correto, coloque o aneurisma ao lado da aorta antes de realizar a arteriotomia. Suturar o aneurisma com 8-10 pontos únicos usando uma sutura 10-0 não removível, e remova cuidadosamente os grampos temporários de partida distral sob irrigação contínua com soro fisiológico heparinizado. Feche a ferida de forma em camadas. Note-se, use uma densidade de embalagem de bobina de 1 cm.
NOTA: A técnica de implantação de bobina ou stent foi descrita em outros lugares 8,10.
- Use microforceps e microscisores para realizar a arteriotomia para que seu comprimento tenha uma média do diâmetro do aneurisma colhido (etapa 1.3). Para garantir o comprimento correto, coloque o aneurisma ao lado da aorta antes de realizar a arteriotomia. Suturar o aneurisma com 8-10 pontos únicos usando uma sutura 10-0 não removível, e remova cuidadosamente os grampos temporários de partida distral sob irrigação contínua com soro fisiológico heparinizado. Feche a ferida de forma em camadas. Note-se, use uma densidade de embalagem de bobina de 1 cm.
3. Monitoramento de fases pós-operatórias e cuidados analgésicos
- Ao final da cirurgia, reverta a anestesia com uma mistura de injeção de SC de buprenorfina 0,05 mg/kg, atipamezol 0,75 mg/kg e flumazenil 0,2 mg/kg. Deixe cada animal operado se recuperar em uma gaiola limpa até que esteja totalmente acordado e aquecido, conforme necessário, com uma lâmpada de aquecimento.
- Durante 3 dias, administre 1 mg/kg de meloxicam (uma injeção ou aplicação oral por dia) e buprenorfina (0,05 mg/kg quatro vezes por dia) SC. Durante a noite, forneça buprenorfina continuamente na água potável com a mesma dose: 6 mL buprenorfina 0,3 mg/mL, 360 mL de água potável, 10 mL de glicose.
- Na fase pós-operatória imediata, abriga cada animal em uma única gaiola para proteção. Reagrupar os animais depois das 24h.
- Se algum rato mostrar comportamento angustiado ou agressivo após a injeção de SC, administre buprenorfina na água potável durante o dia.
- Forneça alimentação macia no chão da gaiola para apoiar a alimentação e a recuperação no pós-operatório.
- Observe e cuide de todos os animais de acordo com o bem-estar e a folha de escore de dor.
- Administrar analgesia de salvamento SC (meloxicam 1 mg/kg e 0,05 mg/kg buprenorfina) quando necessário.
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Representative Results
No cenário laboratorial foram incluídos 31 animais: 27 ratos foram incluídos na análise estatística final; 4 ratos morreram prematuramente (taxa de mortalidade de 12,9%). Intraoperativamente, a distensão respiratória foi significativamente reduzida (p = 0,03) reduzida em stent- (12,9 μm ± 0,7) em comparação com ratos tratados com bobina (13,5 μm ± 0,6). A angiografia da fluorescência foi realizada para cada rato no final da última FU. A reperfusão foi indicada em todos os 6 animais tratados com bobina, enquanto a reperfusão foi observada em apenas 12,5% dos 8 animais tratados com stent.
Os volumes de aneurisma de linha de base agrupados para o dia 7 e o dia 21 não diferem significativamente (nem para descelularizados (p = 0,9) nem aneurismas vitais (p = 0,1) aneurismas) entre os grupos de tratamento de bobina ou stent (Figura 3). Os volumes de FU agrupados para aneurismas descelularizados apresentaram um crescimento de aneurisma não significativo em enrolados em comparação com os aneurismas stent (p = 0,28), significativamente maior no enrolado vital do que o grupo stent (60,1 mm3 ± 31,1 mm3 vs. 20,5 mm3 ± 20,6 mm3; p = 0,002).
As quantidades de células-rastreadas-positivas na neointima de aneurismas descelularizados não diferem significativamente entre os grupos tratados com stent ou bobina no dia 7 FU (p = 0,8) mas foram significativamente maiores em ratos stents no dia 21 DEFU (Figura 4; p = 0,04). Em ratos suturados de aneurisma vital, não foram observadas diferenças significativas em 7 dias (p = 1,0) ou 21 dias (Figura 5) FU (p = 0,66). Nos aneurismas descelularizados aos 7 dias de FU, significativamente mais células-rastreadas-positivas permaneceram no trombo do stent tratado em comparação com o grupo tratado com bobina (p = 0,01). Essa diferença não foi observada em aneurismas vitais aos 7 dias de FU. Consulte a Tabela 1 para a proporção de células desenvoltura-positivas para descelularizados, bem como aneurismas enrolados e stents vitais para o dia 7 e dia 21 DEFU. A contra-retenção para o fator von Willebrand (F8) foi realizada nas células endoteliais do neointima de cada rato (Figura 6).
A duração média do procedimento cirúrgico foi de 119,1 ± 21,3 min para o grupo coito em comparação com 154,1 ± 30,2 min para o grupo stent (p = 0,001). O número de pontos para suturas de aneurisma também difere significativamente (p = 0,000002) para os grupos de bobina (15,6 ± 2,9 pontos) e stent (11,3 ± 1,1).
Figura 1: Fluxograma da configuração experimental. Um total de 35 animais foram operados e randomizados para grupos de enrolamento ou stent. Dois animais do grupo stent morreram no pós-operatório imediato. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Fotografias intraoperatórias de aneurismas durante a embolização da bobina e stent. (A) retrata um aneurisma sidewall -aneurisma (#), suturado na aorta de rato abdominal (*). Observe o dispositivo de bobina introduzido no aneurisma antes de realizar o último ponto único para completar a sutura do aneurisma. Note a coloração rosada (seta) no lado esquerdo da arteriotomia, indicando a distribuição correta do rastreador celular. (B) A mesma configuração de A, mostrando o dispositivo stent já in situ. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Medições macroscópicas pós-morte em 31 animais. Os volumes de aneurisma (mm3) foram documentados antes da implantação e no seguimento, representados ao longo do eixo y. (A) Linha de base (descelularizada), (B) acompanhamento (descelularizada), (C) linha de base (vital), (D) seguimento (vital). Os dados do dia 7 e dia 21 estão agrupados. ** p < 0,01. Os valores são expressos em medianas com intervalos interquartis. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Imagem exemplar de um aneurisma descelularizado tratado com stent no dia 21. À direita, a visão geral da imagem de um antiα-SMA monoclonal, aneurisma esgotado por células (ampliação de 2 vezes) é mostrada; barra de escala = 150 μm. Esquerda, bancada com DAPI; as células vermelhas são células-tracer-positivas (A) na parede do aneurisma, (B) no trombo, (C) células residuais manchadas, mas desbotadas no rastreador de células-positivas na neointima, e (D) no complexo de vasos adjacentes. Barras de escala = 100 μm (A-D). Uma única flecha marca a parede do aneurisma, seta dupla na artéria dos pais. Abreviaturas: DAPI = 4',6-diamidino-2-fenilôndole; α-SMA = actina muscular α-lisa. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5: Imagem exemplar de um aneurisma vital tratado de bobina no dia 21. Lado direito, visão geral da imagem de um antiα-SMA monoclonal, aneurisma rico em células (ampliação de 2 vezes) é mostrado; barra de escala = 150 μm. Lado esquerdo, contrariado com DAPI; as células vermelhas são células-tracer-positivas (A) na parede do aneurisma, (B) no trombo, (C) múltiplas células positivas no neointima, e (D) no complexo de vasos adjacentes. Barras de escala = 100 μm (A-D). Uma única flecha marca a parede do aneurisma, seta dupla na artéria dos pais. Abreviaturas: DAPI = 4',6-diamidino-2-fenilôndole; α-SMA = actina muscular α-lisa. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6: ampliação de 40 vezes da coloração F8. # retrata a formação do trombo, * o neointima, e § o lado endoluminal abaixo do orifício do aneurisma. Note as camadas endoteliais mostradas como manchas roxas na camada endoluminal do neointima. Barra de escala = 175 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Corante DAPI/CM-Dil (%) | Bobina | Stent | |||
| Dia 7. | Dia 21. | Dia 7. | Dia 21. | ||
| Bolsas descelularizadas | Neointima | 68.00% | 7.70% | 72.20% | 34.30% |
| Artéria dos pais | 75.50% | 10.50% | 76.50% | 35.60% | |
| Trombo | 7.50% | 5.50% | 25.20% | 8.30% | |
| Parede de aneurisma | 12.20% | 8.50% | 11.70% | 9% | |
| Bolsas vitais | Neointima | 56.70% | 11.50% | 58.20% | 15.00% |
| Artéria dos pais | 60.00% | 24.20% | 81.50% | 26.00% | |
| Trombo | 62.00% | 26.20% | 71.20% | 23.70% | |
| Parede de aneurisma | 13.20% | 10.20% | 13.50% | 11.60% |
Tabela 1: Proporção de células positivas de rastreador de células em neointima, artéria parental, trombo e aneurisma. Os valores são descritos como percentuais para bolsas descelularizadas e vitais para tratamento de bobina e stent para o dia 7 e dia 21. Abreviação: DAPI = 4',6-diamidino-2-fenilôle.
Vídeo 1: Injeção de rastreador de células na parte abdominal da aorta do rato. Esta técnica é realizada usando uma injeção de um ponto na aorta de rato preso. Clique aqui para baixar este vídeo.
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Discussion
Este estudo demonstra que a formação de neointima é mediada através de células endoteliais originárias da artéria parental do complexo aneurisma, mas é apoiada pelo recrutamento de células derivadas da parede do aneurisma em aneurismas vitais. No entanto, o papel das células progenitoras circulantes na cura do aneurisma permanece controverso12,13. No total, 31 ratos de Lewis foram incluídos nesta investigação; apenas 4 morreram prematuramente (12,9% de mortalidade).
Em contraste com o recorte cirúrgico, que promove o contato endotélio-endotélio para endotélio, o sucesso do tratamento endovascular depende de respostas biológicas atrasadas. Técnicas recém-desenvolvidas, como desvio de fluxo, dispositivos endovasculares bioativos ou terapias baseadas em células intraluminais, são notáveis em relação aos dispositivos de tratamento endovascular14,15. Nesse contexto, as evidências mostram que o sucesso do tratamento na erradicação do aneurisma bem-sucedido está associado aditivamente à resposta biológica da própria parede do aneurisma 5,16,17.
Estudos recentes sugerem que a organização do trombo e a formação de neointima são processos simultâneos na cura do aneurisma após terapias endovasculares. Ambos os processos envolvidos na cura do aneurisma dependem de células móveis do vaso adjacente do complexo de aneurisma e da própria parede do aneurisma. Além disso, ambos os processos são facilitados pela presença de dispositivos endovasculares, como bobinas ou stents. Como Grüter et al. demonstraram, 5 células organizadoras de trombos derivam principalmente do vaso adjacente para ambos os tipos de abordagens de tratamento endovascular. Aqui, a formação de neointima em aneurismas tratados com bobinas depende principalmente da migração celular da parede do vaso, enquanto o vaso adjacente serviu como o principal doador em aneurismas tratados com stent.
Um tópico comum no estabelecimento e expansão de questões de pesquisa usando o modelo de aneurisma de parede lateral de ratos de Helsinque poderia ser observado ao longo dos anos. Primeiro, os aneurismas degenerados e, portanto, os aneurismas degenerados são mais propensos ao crescimento e ruptura do que os aneurismas vitais ricos em células9. Além disso, o tratamento da bobina mostrou mais sucesso no tratamento do aneurisma com bolsas vitais do que os altamente degenerados8. Além disso, o transplante celular proporcionou cura suficiente do aneurisma em aneurismas altamente degenerados14. Comparando diferentes dispositivos endovasculares neste modelo de aneurisma, o tratamento do stent foi claramente superior ao tratamento da bobinasozinho 11. Assim, apreciando os diferentes modos de recrutamento celular em aneurismas enrolados e stents da artéria dos pais e da parede do aneurisma5, as principais questões permanecem se a formação de neointima é desencadeada principalmente por células endoteliais da artéria dos pais, células da parede do aneurisma ou mesmo células progenitoras circulantes. Descobertas recentes sobre células progenitoras circulantes que desencadeiam a formação de neointima são controversas 12,13,15,18.
Apenas ratos machos foram incluídos nesta série para evitar os efeitos confusos do estrogênio no crescimento do aneurisma, formação de trombos e inflamação na parede, como relatado anteriormente19. Além do sofisticado monitoramento multimodal com angiografia de fluorescência20 e monitoramento de sinais vitais, utilizou-se um rastreador de células específica para rotular a artéria parental para diferenciar células derivadas de células circulantes na corrente sanguínea daquelas derivadas da verdadeira migração de células vizinhas. No entanto, não podemos excluir um leve desbotamento da intensidade do sinal das células endoteliais com tempo e divisão celular, embora estudos tenham mostrado uma forte intensidade de sinal de miofibroblasts nestes pontos de tempo (dia 7 e dia 21)14. Por último, este modelo de aneurisma utilizou hemodinâmica e processos biológicos subsequentes, como a taxa de trombose espontânea ou cura de aneurisma, que são altamente influenciados pela constelação da parede lateral do aneurisma21.
Como demonstrado nesses achados, permanece óbvio que o vaso adjacente do complexo de aneurisma serve como uma importante fonte de células na formação de um neointima. Esses achados estão fortemente em consonância com os resultados recentemente publicados por Kallmes et al., mostrando que a espessura do strut também é um determinante da apposição de parede em desviadores de fluxo, que é um importante motor da endotelialização eficaz. Aqui, o aumento da espessura do suporte reduz a probabilidade de malapposição, melhora o contato com a parede da artéria dos pais e, portanto, otimiza a reconstrução celular via struts22. Em ratos com aneurismas descelularizados, observou-se uma quantidade significativamente maior de células endoteliais positivas no grupo stent no dia 21 do que no grupo enrolado ao mesmo tempo (Tabela 1).
Esse achado pode ser atribuído ao fato de que os stents, aplicados em uma região rica em células da artéria parental em aneurismas altamente degenerados, servem como estruturas norteadoras para os movimentos celulares, permitindo o revestimento endotelial contínuo da camada endoluminal do neointima e proporcionando cura progressiva do aneurisma. Aditivamente, comparando stent e enrolamento no dia 7 de FU, observou-se uma quantidade significativamente maior de células-rastreadas-positivas no trombo de animais stents do que em células enroladas. Portanto, uma explicação razoável é que os suportes de stent facilitam prontamente a migração celular do vaso adjacente no trombo. Em aneurismas vitais comparando enrolamento versus stent, nem para neointima após 21 dias, nem para formação de trombos no dia 7, foram observadas diferenças significativas nas células positivas do rastreador celular. De acordo com um achado anterior5, isso pode ser atribuído ao apoio à formação de neointima através do recrutamento de células em paredes de vasos saudáveis.
A ausência de diferenças significativas nas quantidades de células-rastreadas-positivas no trombo após 21 dias em aneurismas descelularizados ou vitais enrolados e stents é porque a neointima estava quase completamente selada23. Portanto, mesmo através de stents, a migração celular para o trombo não é mais possível. Pontos críticos a serem considerados durante a realização da implantação do stent incluem uma possível ruptura de vaso iatrogênico durante a aplicação do stent ou formação crítica de estenose na região da arteriotomia, com potencial desenvolvimento de isquemia nos membros inferiores. Para prevenir a isquemia, escolha o local da arteriotomia ao lado da bifurcação do vaso para inserção do stent pequeno o suficiente para evitar estenose iatrogênica após implantação do stent e arteriotomia sutura. Além disso, antes do fechamento, lave esta região com soro fisiológico heparinizado para minimizar o transporte distal de qualquer emboli potencial devido à presença de qualquer componente trombogênico.
Os materiais necessários para esses procedimentos são tipicamente extremamente intensivos e raros, e sua disponibilidade é crucial para jovens residentes na neurocirurgia24,25. No entanto, além da riqueza de informações obtidas a partir desse modelo, a prática desta cirurgia ajudará a melhorar as habilidades cirúrgicas.
Para concluir, a resposta de cura biológica dos aneurismas tratados endovascularmente no modelo de aneurisma de parede lateral do rato de Helsinque depende da migração celular do complexo de vasos adjacentes. Além disso, é apoiado pelo recrutamento de células de uma parede de aneurisma vital e saudável. No entanto, em aneurismas descelularizados e, portanto, altamente degenerados, a artéria rica em células-mãe é a fonte mais importante de células para a formação de um neointima, o que é facilitado por dispositivos endovasculares, como stents, conectando os tecidos ricos em células adjacentes ao orifício do aneurisma. Para ajudar a traduzir esse achado em ambientes clínicos, aneurismas altamente degenerados poderiam ser tratados através de andaimes colocados em regiões ricas em células. A embolização da bobina por si só pode ser suficiente para aneurismas com paredes de vasos mais saudáveis.
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Disclosures
Os autores são os únicos responsáveis pelo desenho e conduta do estudo apresentado e não declaram interesses concorrentes.
Acknowledgments
Os autores agradecem a Alessandra Bergadano, DVM, PhD, pela supervisão dedicada da saúde animal a longo prazo. Este trabalho foi apoiado pelos fundos de pesquisa do Conselho de Pesquisa, Kantonsspital Aarau, Aarau, Suíça, e da Fundação Nacional de Ciência snf (310030_182450).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3-0 resorbable suture | Ethicon Inc., USA | VCP428G | |
| 4-0 non-absorbable suture | B. Braun, Germany | G0762563 | |
| 6-0 non-absorbable suture | B. Braun, Germany | C0766070 | |
| 9-0 non-absorbable suture | B. Braun, Germany | G1111140 | |
| Atipamezol | Arovet AG, Switzerland | ||
| Bandpass filter blue | Thorlabs | FD1B | any other |
| Bandpass filter green | Thorlabs | FGV9 | any other |
| Bipolar forceps | any other | ||
| Bicycle spotlight | any other | ||
| Board (20 x 10 cm) | any other | ||
| Buprenorphine | Indivior, Switzerland | 1014197 | |
| Camera | Sony NEX-5R, Sony, Tokyo, Japan | ||
| Cannula (27-1/2 G) | any other | ||
| Cell count software | Image-J version 1.52n, U.S. National Institutes of Health, Bethesda, Maryland, USA, https://imagej.nih.gov/ij/ | ||
| CellTracker CM-Dil dye | ThermoFisher SCIENTIFIC, USA | C7000 | |
| Coil-Device | Styker, Kalamazoo, MI, USA | 2 cm of Target 360 TM Ultra, 2-mm diameter | |
| Desinfection | any other | ||
| Eye-lubricant | any other | ||
| Fentanyl | Sintetica, S.A., Switzerland | 98683 | any generic |
| Flumazenil | Labatec-Pharma, Switerzland | ||
| Fluoresceine | Curatis AG | 5030376 | any generic |
| Fluorescence microscope | Olympus BX51, Hamburg, Germany; Cell Sens Dimension Imaging software v1.8 | ||
| Foil mask | any other | ||
| Glucose (5%) | any other | ||
| Heating pad | Homeothermic Control Unit, Harvard, Edenbridge, England | any other | |
| Isotonic sodium chloride solution (0.9%) | Fresenius KABI | 336769 | any generic |
| Isoflurane | any generic | ||
| Longuettes | any other | ||
| Meloxicam | Boehringer Ingelheim | P7626406 | any generic |
| Medetomidine | Virbac, Switzerland | QN05CM91 | |
| Micro needle holder | any other | ||
| Midazolam | Roche, Switzerland | ||
| Monitoring-system | Starr Life Sciences Corp., 333 Allegheny Ave, Oakmont, PA 15139, United States | ||
| Needle holder | any other | ||
| O2-Face mask | any other | ||
| Operation microscope | OPMI, Carl Zeiss AG, Oberkochen, Germany | any other | |
| Oxygen | any other | ||
| Rectal temperature probe | any other | ||
| Scalpell | Swann-Morton | 210 | any other |
| Small animal shaver | any other | ||
| Smartphone | any other | ||
| Sodium dodecyl sulfate (0.1%) | Sigma-Aldrich | 11667289001 | |
| Soft feed | Emeraid Omnivore | any generic | |
| Soft tissue forceps | any other | ||
| Soft tissue spreader | any other | ||
| Stainless steel sponge bowls | any other | ||
| Stent-Device | Biotroni, Bülach, Switzerland | modified magmaris device, AMS with polymer coating, 6-mm length, 2-mm diameter | |
| Sterile micro swabs | any other | ||
| Straight and curved microforceps | any other | ||
| Straight and curved microscissors | any other | ||
| Straight and curved forceps | any other | ||
| Surgery drape | any other | ||
| Surgical scissors | any other | ||
| Syringes 1 mL, 2 mL, and 5 mL | any other | ||
| Tape | any other | ||
| Vascular clip applicator | B. Braun, Germany | FT495T | |
| Yasargil titan standard clip (2x) | B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland | FT242T | temporary |
References
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