Summary
Nous avons effectué une injection de traceur cellulaire lipophile en un point pour suivre les cellules endothéliales, suivie d’une artériotomie et de la suture d’anévrismes de la paroi latérale sur l’aorte abdominale du rat. La formation de Néoinntima semblait dépendre de l’artère mère dans les anévrismes décellularisés et était favorisée par le recrutement de cellules de la paroi de l’anévrisme dans les parois riches en cellules vitales.
Abstract
La coupure microchirurgicale crée une barrière ultérieure du flux sanguin dans les anévrismes intracrâniens, tandis que le traitement endovasculaire repose sur la formation de néoinntima et de thrombus. La source des cellules endothéliales recouvrant la couche endoluminale du néointame reste incertaine. Par conséquent, l’objectif de la présente étude était d’étudier l’origine des cellules formant le néoinntima après injection de traceur cellulaire dans le modèle d’anévrisme microchirurgical de la paroi latérale du rat d’Helsinki déjà bien établi.
Les anévrismes des flancs ont été créés en suturant des poches artérielles décellularisées ou vitales côte à côte de l’aorte chez les rats Lewis mâles. Avant l’artériotomie avec suture d’anévrisme, une injection de traceur cellulaire contenant du colorant CM-Dil a été effectuée dans l’aorte serrée pour marquer les cellules endothéliales dans le vaisseau adjacent et suivre leur prolifération pendant le suivi (FU). Traitement suivi d’un enroulement (n = 16) ou d’une endoprothèse (n = 15). À FU (7 jours ou 21 jours), tous les rats ont subi une angiographie par fluorescence, suivie d’une récolte d’anévrisme et d’une évaluation macroscopique et histologique avec un nombre de cellules immunohistologiques pour des régions d’intérêt spécifiques.
Aucun des 31 anévrismes ne s’était rompu lors du suivi. Quatre animaux sont morts prématurément. Une perfusion macroscopiquement résiduelle a été observée chez 75,0 % de rats enroulés et 7,0 % de rats stentés. La quantité de cellules cell-tracer-positives était significativement élevée dans les stents décellularisés par rapport aux anévrismes enroulés en ce qui concerne le thrombus au jour 7 (p = 0,01) et le néointame au jour 21 (p = 0,04). Aucune différence significative n’a été trouvée dans le thrombus ou le néointame dans les anévrismes vitaux.
Ces résultats confirment des schémas de guérison pires dans les anévrismes enroulés par rapport aux anévrismes à stent. La formation de Neointima semble particulièrement dépendante de l’artère mère dans les anévrismes décellularisés, alors qu’elle est soutenue par le recrutement à partir des cellules de la paroi de l’anévrisme dans les parois riches en cellules vitales. En termes de traduction, le traitement par stent pourrait être plus approprié pour les anévrismes fortement dégénérés, tandis que l’enroulement seul pourrait être adéquat pour les anévrismes avec des parois vasculaires pour la plupart saines.
Introduction
L’hémorragie sous-arachnoïdienne causée par la rupture d’un anévrisme intracrânien (IA) est une affection neurochirurgicale dévastatrice associée à une morbidité et une mortalité élevées 1,2,3,4. En plus de la coupure microchirurgicale, qui fournit un contact direct entre l’endothélium et l’endothélium, les dispositifs endovasculaires ont acquis une importance croissante au cours des dernières décennies pour traiter les IA rompues et découvertes accidentellement. La réponse cicatrisante dans les IA traitées par endovasculairement dépend principalement de la formation de néointame et de l’organisation du thrombus. Les deux sont des processus synergiques, en fonction de la migration cellulaire du vaisseau adjacent et de la paroi de l’anévrisme. 5 À ce jour, l’origine des cellules endothéliales dans la formation de néoiintima des anévrismes endovasculaires traités reste incertaine. Il y a un débat en cours dans la littérature sur la source à partir de laquelle les cellules formant la néoinntima sont recrutées.
En utilisant une injection de traceur cellulaire de colorant CM-Dil (voir le tableau des matériaux) dans l’aorte abdominale de rats, nous avons cherché à analyser le rôle des cellules endothéliales, provenant de l’artère mère, dans la formation de néointame à deux points temporels DIFFÉRENTS (jour 7 et jour 21) (Figure 1). Un avantage du modèle est l’incubation directe in vivo d’un traceur cellulaire local dans une artère parente avant la suture de l’anévrisme, permettant l’UF à des moments ultérieurs. Les techniques d’injection in vivo , telles que l’incubation par traceur cellulaire, n’ont pas été décrites dans la littérature. Un avantage de cette technique est l’injection directe, en un point, peropératoire, in vivo , qui rend le modèle robuste et reproductible.
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Protocol
Le soutien vétérinaire a été effectué conformément aux directives institutionnelles. Les expériences ont été approuvées par le Comité local d’éthique de suisse (BE 60/19). Les directives ARRIVE et les principes 3R ont été strictement suivis 6,7. Trente et un rats Lewis mâles, âgés de 12 semaines et pesant 492 ± 8 g, ont été inclus. Hébergez tous les rats à une température ambiante de 23 °C et à un cycle lumière/obscurité de 12 h. Fournir un accès gratuit à l’eau et aux granulés. Des analyses statistiques ont été effectuées à l’aide du test non paramétrique Wilcoxon-Mann-Whitney U. Les valeurs de probabilité (p) de ≤ 0,05 et/ou ≤ 0,01 ont été jugées significatives.
1. Préparation générale de la phase préopératoire et aspects anesthésiologiques
- Randomiser les rats en groupes de traitement par bobine ou stent (Figure 2) via un système de randomisation basé sur le Web. Maintenant, effectuez un examen clinique préopératoire de tous les animaux prévus pour la chirurgie à côté d’une salle d’opération silencieuse et aseptique en maintenant une température ambiante de 23 ± 3 ° C. Analyser le comportement des animaux et inspecter les muqueuses et la turgescence dans le cadre de l’examen clinique préopératoire.
- Notez le poids de chaque animal.
- Avant la chirurgie, incuber les poches artérielles de rats donneurs dans du dodécylsulfate de sodium à 0,1 % pendant 10 h à 37 °C pour obtenir des anévrismes décellularisés8. Prélevez ces poches sur des animaux donneurs quelques jours avant la chirurgie.
- Préparez toute la longueur de l’aorte abdominale avec des microcissives et des pinces et appliquez 6-0 ligatures non absorbables à un intervalle de 3-4 mm.
- Générer directement des anévrismes vitaux en peropératoire par une poche de vaisseau artériel préalablement ligaturée à partir de la partie thoracique d’un animal donneur9. Effectuez une thoracotomie avec des ciseaux et des pinces chirurgicales au point de temps FU indiqué et ligaturez la poche du vaisseau à la longueur souhaitée.
- Implantez directement la poche dans le receveur et récoltez l’anévrisme de l’animal donneur pour une analyse macroscopique et un traitement histologique ultérieurs.
- Pour l’induction de l’anesthésie, placez tous les rats dans une boîte propre contenant de l’oxygène (O2) jusqu’à la perte de conscience après 5-10 min. Anesthésier les rats avec une injection sous-cutanée (SC) d’un mélange de fentanyl 0,005 mg/kg, de médétomidine 0,15 mg/kg et de midazolam 2 mg/kg.
REMARQUE: Cela garantit un plan chirurgical d’au moins 45 min. - Vérifiez la profondeur de l’anesthésie par l’absence du réflexe de retrait de la pédale.
- Placez les rats en position couchée et rasez la partie thoraco-abdominale avec un rasoir électrique.
- Fixez les 4 pattes des rats avec du ruban adhésif sur une planche, recouverte d’un coussin chauffant relié à une sonde rectale autorégulatrice. Insérez la sonde rectale dans l’anus du rat pour maintenir la température souhaitée de 37 °C à l’aide du coussin chauffant.
- Maintenant, installez un capteur sur la patte arrière droite connecté à un système informatisé pour vérifier les signes vitaux en peropératoire.
- Couvrez le nez et la bouche du rat avec un masque facial. Si vous avez besoin d’une anesthésie prolongée, commencez l’isoflurane (1,0-2,0% titré pour agir dans 100% O2).
- Désinfectez le champ chirurgical avec de la povidone-iode ou des désinfectants alternatifs et drapez le champ chirurgical de manière stérile.
- Pour les soins périanesthésiques, appliquez un lubrifiant ophtalmique stérile sur les yeux et couvrez-les d’un masque en aluminium opaque pour éviter le dessèchement et les dommages causés par la lampe chirurgicale.
- Tout au long de la chirurgie, fournissez de l’oxygène en continu via le masque facial, surveillez la température corporelle et fournissez de la chaleur à l’aide d’un coussin chauffant, en maintenant la normothermie.
- Surveillez en permanence d’autres signes vitaux (distension du pouls et de la respiration, fréquence cardiaque et respiratoire et saturation en oxygène).
2. Phase opératoire - injection de traceur cellulaire
REMARQUE: L’approche chirurgicale détaillée dans le modèle9 de l’anévrisme microchirurgical de la paroi latérale du rat d’Helsinki et les techniques d’implantation de bobines et de stents sont décrites ailleurs 8,10,11.
- Conservez le traceur de cellules lipophiles fluorescent à ≤ -20 °C tout le temps, à l’abri de la lumière.
- Effectuez la chirurgie en préparant l’aorte du rat et la veine cavale, suivie de la séparation des deux, ainsi que du serrage temporaire proximal et distal de l’aorte.
REMARQUE: Cette technique a été décrite précédemment9.- Serrez les parties proximale et distale de l’aorte avec deux clips de titane temporaires.
- Mettez un micro-ondeur avec un rembourrage violet sous les parties proximale et distale de l’aorte pour une meilleure visualisation de l’artère.
- Maintenant, protégez l’abdomen avec de la gaze humide.
- Le jour de l’opération, dissoudre 2 μL du traceur cellulaire par pipetage dans 1 mL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS).
- Transférer le mélange dans une seringue de 1 mL munie d’une canule stérile de 27 1/2 G (0,4 x 13 mm).
REMARQUE: Veillez à éviter l’exposition à la lumière lors de l’exécution des étapes 2.5 et 2.6. - Éteignez la lumière dans la salle d’opération. Tout en regardant au microscope, effectuez l’injection en un point dans la partie ventrale moyenne de l’aorte à l’aide de micro-pinces et injectez soigneusement 1 mL de solution saline héparinisée à 0,9%.
- Injectez soigneusement le traceur de cellules (vidéo 1) et éteignez immédiatement le microscope opératoire. Encore une fois, protégez l’abdomen avec de la gaze humide.
- Laissez le colorant incuber pendant au moins 15 min. Après la période d’incubation, allumez les lumières du microscope et de la salle d’opération.
- Effectuer l’artériotomie longitudinale et la suture de l’anévrisme, comme décrit ailleurs11.
- Utilisez des microforceps et des microcisseurs pour effectuer l’artériotomie afin que sa longueur soit en moyenne le diamètre de l’anévrisme récolté (étape 1.3). Pour assurer la longueur correcte, placez l’anévrisme à côté de l’aorte avant d’effectuer une artériotomie. Suturez l’anévrisme avec 8-10 points simples à l’aide d’une suture 10-0 non absorbable et retirez soigneusement les pinces temporaires - en commençant distalement - sous irrigation continue avec une solution saline héparinisée. Fermez la plaie de manière stratifiée. Il est à noter d’utiliser une densité d’emballage de bobine de 1 cm.
NOTE: La technique d’implantation de bobine ou de stent a été décrite ailleurs 8,10.
- Utilisez des microforceps et des microcisseurs pour effectuer l’artériotomie afin que sa longueur soit en moyenne le diamètre de l’anévrisme récolté (étape 1.3). Pour assurer la longueur correcte, placez l’anévrisme à côté de l’aorte avant d’effectuer une artériotomie. Suturez l’anévrisme avec 8-10 points simples à l’aide d’une suture 10-0 non absorbable et retirez soigneusement les pinces temporaires - en commençant distalement - sous irrigation continue avec une solution saline héparinisée. Fermez la plaie de manière stratifiée. Il est à noter d’utiliser une densité d’emballage de bobine de 1 cm.
3. Surveillance de phase postopératoire et soins analgésiques
- À la fin de la chirurgie, inverser l’anesthésie avec un mélange d’injection SC de buprénorphine 0,05 mg / kg, d’atipamezol 0,75 mg / kg et de flumazénil 0,2 mg / kg. Laissez chaque animal opéré récupérer dans une cage propre jusqu’à ce qu’il soit complètement éveillé et chaud, au besoin, avec une lampe chauffante.
- Pendant 3 jours, administrer 1 mg/kg de méloxicam (une injection ou une application orale par jour) et de la buprénorphine (0,05 mg/kg quatre fois par jour) SC. Pendant la nuit, fournir de la buprénorphine en continu dans l’eau potable avec le même dosage : 6 mL de buprénorphine 0,3 mg/mL, 360 mL d’eau potable, 10 mL de glucose à 5 %.
- Dans la phase postopératoire immédiate, hébergez chaque animal dans une seule cage pour la protéger. Regrouper les animaux après 24 h.
- Si un rat montre un comportement angoissé ou agressif après l’injection de SC, administrer de la buprénorphine dans l’eau potable pendant la journée.
- Fournir des aliments mous sur le sol de la cage pour soutenir l’alimentation et la récupération postopératoire.
- Observez et prenez soin de tous les animaux en fonction de la feuille de score de bien-être et de douleur.
- Administrer une analgésie de secours SC (méloxicam 1 mg/kg et 0,05 mg/kg de buprénorphine) au besoin.
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Representative Results
Au total, 31 animaux ont été inclus en laboratoire : 27 rats ont été inclus dans l’analyse statistique finale; 4 rats sont morts prématurément (taux de mortalité de 12,9%). En peropératoire, la distension respiratoire a été significativement réduite (p = 0,03) chez les rats stent( 12,9 μm ± 0,7) par rapport aux rats traités par bobine (13,5 μm ± 0,6). Une angiographie par fluorescence a été réalisée pour chaque rat à la fin de l’UF finale. La reperfusion a été indiquée chez les 6 animaux traités en bobine, tandis que la reperfusion n’a été observée que chez 12,5 % des 8 animaux traités par stent.
Les volumes d’anévrisme de base regroupés pour les jours 7 et 21 ne différaient pas de manière significative (ni pour les anévrismes décellularisés (p = 0,9) ni vitaux (p = 0,1)) entre les groupes de traitement par bobine ou par stent (figure 3). Les volumes de FU regroupés pour les anévrismes décellularisés ont montré une croissance non significative de l’anévrisme enroulé par rapport aux anévrismes stentés (p = 0,28), significativement plus élevée dans le groupe enroulé vital que dans le groupe stenté (60,1 mm3 ± 31,1 mm3 vs 20,5 mm3 ± 20,6 mm3; p = 0,002).
Les quantités de cellules cell-tracer-positives dans le néointame des anévrismes décellularisés ne différaient pas significativement entre les groupes traités par stent ou bobine au jour 7 FU (p = 0,8), mais étaient significativement plus élevées chez les rats stentés au jour 21 FU (Figure 4; p = 0,04). Chez les rats suturés à un anévrisme vital, aucune différence significative n’a été notée à 7 jours (p = 1,0) ou à 21 jours (figure 5) FU (p = 0,66). Dans les anévrismes décellularisés à 7 jours FU, significativement plus de cellules cell-tracer-positives sont restées dans le thrombus du stent traité par rapport au groupe traité par bobine (p = 0,01). Cette différence n’a pas été observée dans les anévrismes vitaux à 7 jours FU. Voir le tableau 1 pour la proportion de cellules cell-tracer-positives pour les anévrismes décellularisés, ainsi que pour les anévrismes enroulés et stentés vitaux pour les jours 7 et 21 FU. Une contre-coloration du facteur de von Willebrand (F8) a été effectuée dans les cellules endothéliales du néointame de chaque rat (Figure 6).
La durée moyenne de l’intervention chirurgicale était de 119,1 ± 21,3 min pour le groupe d’enroulement contre 154,1 ± 30,2 min pour le groupe stent (p = 0,001). Le nombre de points de suture pour les sutures d’anévrisme différait également de manière significative (p = 0,000002) pour la bobine (15,6 ± 2,9 points de suture) et les groupes stent (11,3 ± 1,1).
Figure 1 : Organigramme du cadre expérimental. Au total, 35 animaux ont été opérés et randomisés dans des groupes d’enroulement ou de stent. Deux animaux du groupe d’endoprothèses sont morts dans l’immédiat postopératoire. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Photographies peropératoires d’anévrismes lors de l’embolisation de la bobine et de l’endoprothèse. (A) représente un anévrisme de la paroi latérale (#), suturé sur l’aorte abdominale du rat (*). Notez le dispositif de bobine introduit dans l’anévrisme avant d’effectuer le dernier point unique pour compléter la suture de l’anévrisme. Notez la coloration rosâtre (flèche) sur le côté gauche de l’artériotomie, indiquant la distribution correcte du traceur cellulaire. (B) Le même réglage que dans A, montrant le dispositif d’endoprothèse déjà in situ. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Mesures post-mortem macroscopiques chez 31 animaux. Les volumes d’anévrisme (mm3) ont été documentés avant l’implantation et au suivi, représentés le long de l’axe y. (A) Baseline (décellularisé), (B) suivi (décellularisé), (C) baseline (vital), (D) suivi (vital). Les données des jours 7 et 21 sont regroupées. ** p < 0,01. Les valeurs sont exprimées sous forme de médianes avec des intervalles interquartiles. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Image exemplaire d’un anévrisme décellularisé traité par stent au jour 21. À droite, l’image d’un antiα-SMA monoclonal, anévrisme appauvri en cellules (grossissement 2 fois) est montrée; barre d’échelle = 150 μm. À gauche, contre-taché avec DAPI; les globules rouges sont des cellules cellulaires-traceurs positifs (A) dans la paroi de l’anévrisme, (B) dans le thrombus, (C) des cellules résiduelles colorées mais fanées-traceurs-cellules positives dans le néoinntima, et (D) dans le complexe vasculaire adjacent. Barres d’échelle = 100 μm (A-D). Une flèche simple marque la paroi de l’anévrisme, une double flèche l’artère parente. Abréviations : DAPI = 4',6-diamidino-2-phénylindole ; α-SMA = actine musculaire α-lisse. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Image exemplaire d’un anévrisme vital traité en bobine au jour 21. À droite, l’image d’un antiα-SMA monoclonal, anévrisme riche en cellules (grossissement 2 fois) est montrée; barre d’échelle = 150 μm. Côté gauche, contre-taché avec DAPI; les globules rouges sont des cellules-traceurs-positifs (A) dans la paroi de l’anévrisme, (B) dans le thrombus, (C) plusieurs cellules positives dans le néoinntima et (D) dans le complexe de vaisseaux adjacent. Barres d’échelle = 100 μm (A-D). Une flèche simple marque la paroi de l’anévrisme, une double flèche l’artère parente. Abréviations : DAPI = 4',6-diamidino-2-phénylindole ; α-SMA = actine musculaire α-lisse. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Grossissement de 40 fois par coloration F8. # représente la formation de thrombus, * la néoointima, et § la face endoluminale sous l’orifice de l’anévrisme. Notez la stratification endothéliale représentée sous forme de coloration violette dans la couche endoluminale du néo-diène. Barre d’échelle = 175 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Colorant DAPI/CM-Dil (%) | Enrouler | Stent | |||
| Jour 7 | Jour 21 | Jour 7 | Jour 21 | ||
| Poches décellularisées | Néointame | 68.00% | 7.70% | 72.20% | 34.30% |
| Artère parentale | 75.50% | 10.50% | 76.50% | 35.60% | |
| Thrombus | 7.50% | 5.50% | 25.20% | 8.30% | |
| Mur d’anévrisme | 12.20% | 8.50% | 11.70% | 9% | |
| Sachets vitaux | Néointame | 56.70% | 11.50% | 58.20% | 15.00% |
| Artère parentale | 60.00% | 24.20% | 81.50% | 26.00% | |
| Thrombus | 62.00% | 26.20% | 71.20% | 23.70% | |
| Mur d’anévrisme | 13.20% | 10.20% | 13.50% | 11.60% |
Tableau 1 : Proportion de cellules positives à traceur cellulaire dans le néoinntima, l’artère mère, le thrombus et la paroi de l’anévrisme. Les valeurs sont représentées sous forme de pourcentages pour les poches décellularisées et vitales pour le traitement des bobines et des stents pour les jours 7 et 21. Abréviation : DAPI = 4',6-diamidino-2-phénylindole.
Vidéo 1: Injection de traceur cellulaire dans la partie abdominale de l’aorte du rat. Cette technique est réalisée à l’aide d’une injection en un point dans l’aorte du rat serrée. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.
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Discussion
Cette étude démontre que la formation de néointame est médiée par des cellules endothéliales provenant de l’artère mère du complexe anévrisme, mais est soutenue par le recrutement de cellules dérivées de la paroi de l’anévrisme dans les anévrismes vitaux. Néanmoins, le rôle des cellules progénitrices circulantes dans la guérison de l’anévrisme reste controversé12,13. Dans l’ensemble, 31 rats Lewis mâles ont été inclus dans cette enquête; seulement 4 sont morts prématurément (12,9% de mortalité).
Contrairement à la coupure chirurgicale, qui favorise le contact ultérieur entre l’endothélium et l’endothélium, le succès du traitement endovasculaire repose sur des réponses biologiques retardées. Les techniques nouvellement développées, telles que le détournement de flux, les dispositifs endovasculaires bioactifs ou les thérapies à base de cellules intraluminales, sont remarquables en ce qui concerne les dispositifs de traitement endovasculaire14,15. Dans ce contexte, les preuves montrent que le succès du traitement dans l’éradication réussie de l’anévrisme est associé de manière additive à la réponse biologique de la paroi de l’anévrisme elle-même 5,16,17.
Des études récentes ont suggéré que l’organisation du thrombus et la formation de néoinntima sont des processus concomitants dans la guérison de l’anévrisme après des traitements endovasculaires. Les deux processus impliqués dans la guérison de l’anévrisme reposent sur le déplacement des cellules du vaisseau adjacent du complexe d’anévrisme et de la paroi de l’anévrisme elle-même. En outre, les deux processus sont facilités par la présence de dispositifs endovasculaires tels que des bobines ou des stents. Comme Grüter et al. l’ont démontré,5 les cellules organisatrices de thrombus proviennent principalement du vaisseau adjacent pour les deux types d’approches de traitement endovasculaire. Ici, la formation de néointames dans les anévrismes traités en bobine repose principalement sur la migration cellulaire de la paroi du vaisseau, tandis que le vaisseau adjacent a servi de donneur principal dans les anévrismes traités par stent.
Un fil conducteur dans l’établissement et l’expansion des questions de recherche à l’aide du modèle d’anévrisme microchirurgical des parois latérales du rat d’Helsinki a pu être observé au fil des ans. Tout d’abord, les anévrismes décellularisés et, par conséquent, dégénérés sont plus sujets à la croissance et à la rupture que les anévrismes vitaux riches en cellules9. En outre, le traitement par bobine a montré plus de succès dans le traitement de l’anévrisme avec des poches vitales que les poches très dégénérées8. De plus, la transplantation cellulaire a fourni une guérison suffisante de l’anévrisme même dans les anévrismes hautement dégénérés14. En comparant différents dispositifs endovasculaires dans ce modèle d’anévrisme, le traitement par stent était clairement supérieur au traitement par bobine seul11. Ainsi, en appréciant les différents modes de recrutement cellulaire dans les anévrismes enroulés et stentés de l’artère mère et de la paroi de l’anévrisme5, la question majeure reste de savoir si la formation de néoinntima est principalement déclenchée par des cellules endothéliales de l’artère mère, des cellules de la paroi de l’anévrisme, ou même des cellules progénitrices circulantes. Les découvertes récentes sur les cellules progénitrices circulantes déclenchant la formation de néoinntima sont controversées 12,13,15,18.
Seuls les rats mâles ont été inclus dans cette série pour éviter les effets confondants de l’œstrogène sur la croissance de l’anévrisme, la formation de thrombus et l’inflammation de la paroi, comme indiqué précédemment19. En plus de la surveillance multimodale sophistiquée avec angiographie par fluorescence20 et surveillance des signes vitaux, nous avons utilisé un traceur cellulaire spécifique pour marquer l’artère mère afin de différencier les cellules dérivées des cellules circulantes dans la circulation sanguine de celles dérivées de la véritable migration des cellules voisines. Néanmoins, nous ne pouvons pas exclure une légère décoloration de l’intensité du signal des cellules endothéliales avec le temps et la division cellulaire, bien que des études aient montré une forte intensité de signal des myofibroblastes à ces points temporels (jour 7 et jour 21)14. Enfin, ce modèle d’anévrisme a utilisé l’hémodynamique et les processus biologiques ultérieurs, tels que le taux de thrombose spontanée ou de guérison de l’anévrisme, qui sont fortement influencés par la constellation de parois latérales de l’anévrisme21.
Comme démontré dans ces résultats, il reste évident que le vaisseau adjacent du complexe anévrisme sert de source importante de cellules pour former un néointame. Ces résultats sont tout à fait conformes aux résultats récemment publiés par Kallmes et al., montrant que l’épaisseur de la jambe de force est également un déterminant de l’apposition de la paroi dans les déviateurs d’écoulement, ce qui est un facteur important d’une endothélialisation efficace. Ici, l’augmentation de l’épaisseur de la jambe de force réduit la probabilité de malapposition, améliore le contact avec la paroi artérielle parente et, par conséquent, optimise la reconstruction cellulaire via des entretoises22. Chez les rats atteints d’anévrismes décellularisés, une quantité significativement plus élevée de cellules endothéliales cell-tracer-positives a été observée dans le groupe stent au jour 21 que dans le groupe enroulé au même moment (tableau 1).
Cette découverte pourrait être attribuée au fait que les stents, appliqués dans une région riche en cellules de l’artère mère même dans les anévrismes fortement dégénérés, servent de structures directrices pour les mouvements cellulaires, permettant une muqueuse endothéliale continue de la couche endoluminale du néoinntima et fournissant une guérison progressive de l’anévrisme. De manière additive, en comparant l’endoprothèse et l’enroulement au jour 7 FU, une quantité significativement plus élevée de cellules traçantes-positives a été observée dans le thrombus des animaux stentés que dans les cellules enroulées. Par conséquent, une explication raisonnable est que les entretoises d’endoprothèse facilitent facilement la migration cellulaire du vaisseau adjacent dans le thrombus. Dans les anévrismes vitaux comparant l’enroulement à l’endoprothèse, ni pour le néointame après 21 jours, ni pour la formation de thrombus au jour 7, des différences significatives dans les cellules positives du traceur cellulaire ont été observées. Conformément à une constatation précédente5, cela peut être attribué au soutien de la formation de néointames par le recrutement cellulaire dans les parois des vaisseaux sains.
L’absence de différences significatives dans les quantités de cellules cell-tracer-positives dans le thrombus après 21 jours dans les anévrismes enroulés et stentés décellularisés ou vitaux est due au fait que le néoinntima a été presque complètement scellé23. Par conséquent, même via des stents, la migration cellulaire dans le thrombus n’est plus possible. Les points critiques à prendre en compte lors de l’implantation d’un stent comprennent une rupture possible des vaisseaux iatrogènes lors de l’application d’un stent ou la formation de sténose critique dans la région de l’artériotomie, avec développement potentiel d’ischémie dans les membres inférieurs. Pour prévenir l’ischémie, choisissez le site d’artériotomie à côté de la bifurcation du vaisseau pour l’insertion de l’endoprothèse suffisamment petite pour éviter la sténose iatrogène après l’implantation de l’endoprothèse et l’artériotomie de suture. De plus, avant la fermeture, rincer cette région avec une solution saline héparinisée pour minimiser le transport distal de toute embolie potentielle due à la présence de tout composant thrombogénique.
Les matériaux nécessaires à ces procédures sont généralement extrêmement coûteux et rares, et leur disponibilité est cruciale pour les jeunes résidents en neurochirurgie24,25. Cependant, en plus de la richesse des informations obtenues à partir de ce modèle, la pratique de cette chirurgie aidera à améliorer les compétences chirurgicales.
Pour conclure, la réponse de guérison biologique des anévrismes traités endovasculairement dans le modèle d’anévrisme microchirurgical de la paroi latérale du rat d’Helsinki dépend de la migration cellulaire du complexe de vaisseaux adjacent. Il est en outre soutenu par le recrutement de cellules à partir d’une paroi d’anévrisme vitale et saine. Cependant, dans les anévrismes décellularisés et, par conséquent, très dégénérés, l’artère mère riche en cellules est la source la plus importante de cellules pour la formation d’un néoinntima, qui est facilitée par des dispositifs endovasculaires, tels que les stents, reliant les tissus riches en cellules adjacentes à l’orifice de l’anévrisme. Pour aider à traduire cette découverte en milieu clinique, des anévrismes hautement dégénérés pourraient être traités via des échafaudages placés dans des régions de vaisseaux sains riches en cellules. L’embolisation de la bobine seule pourrait être suffisante pour les anévrismes avec des parois de vaisseaux pour la plupart saines.
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Disclosures
Les auteurs sont seuls responsables de la conception et de la conduite de l’étude présentée et ne déclarent aucun intérêt concurrent.
Acknowledgments
Les auteurs remercient Alessandra Bergadano, DVM, PhD, pour la supervision dédiée de la santé animale à long terme. Ce travail a été soutenu par les fonds de recherche du Conseil de la recherche, du Kantonsspital Aarau, Aarau, Suisse, et du Fonds national suisse de la recherche scientifique FNS (310030_182450).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3-0 resorbable suture | Ethicon Inc., USA | VCP428G | |
| 4-0 non-absorbable suture | B. Braun, Germany | G0762563 | |
| 6-0 non-absorbable suture | B. Braun, Germany | C0766070 | |
| 9-0 non-absorbable suture | B. Braun, Germany | G1111140 | |
| Atipamezol | Arovet AG, Switzerland | ||
| Bandpass filter blue | Thorlabs | FD1B | any other |
| Bandpass filter green | Thorlabs | FGV9 | any other |
| Bipolar forceps | any other | ||
| Bicycle spotlight | any other | ||
| Board (20 x 10 cm) | any other | ||
| Buprenorphine | Indivior, Switzerland | 1014197 | |
| Camera | Sony NEX-5R, Sony, Tokyo, Japan | ||
| Cannula (27-1/2 G) | any other | ||
| Cell count software | Image-J version 1.52n, U.S. National Institutes of Health, Bethesda, Maryland, USA, https://imagej.nih.gov/ij/ | ||
| CellTracker CM-Dil dye | ThermoFisher SCIENTIFIC, USA | C7000 | |
| Coil-Device | Styker, Kalamazoo, MI, USA | 2 cm of Target 360 TM Ultra, 2-mm diameter | |
| Desinfection | any other | ||
| Eye-lubricant | any other | ||
| Fentanyl | Sintetica, S.A., Switzerland | 98683 | any generic |
| Flumazenil | Labatec-Pharma, Switerzland | ||
| Fluoresceine | Curatis AG | 5030376 | any generic |
| Fluorescence microscope | Olympus BX51, Hamburg, Germany; Cell Sens Dimension Imaging software v1.8 | ||
| Foil mask | any other | ||
| Glucose (5%) | any other | ||
| Heating pad | Homeothermic Control Unit, Harvard, Edenbridge, England | any other | |
| Isotonic sodium chloride solution (0.9%) | Fresenius KABI | 336769 | any generic |
| Isoflurane | any generic | ||
| Longuettes | any other | ||
| Meloxicam | Boehringer Ingelheim | P7626406 | any generic |
| Medetomidine | Virbac, Switzerland | QN05CM91 | |
| Micro needle holder | any other | ||
| Midazolam | Roche, Switzerland | ||
| Monitoring-system | Starr Life Sciences Corp., 333 Allegheny Ave, Oakmont, PA 15139, United States | ||
| Needle holder | any other | ||
| O2-Face mask | any other | ||
| Operation microscope | OPMI, Carl Zeiss AG, Oberkochen, Germany | any other | |
| Oxygen | any other | ||
| Rectal temperature probe | any other | ||
| Scalpell | Swann-Morton | 210 | any other |
| Small animal shaver | any other | ||
| Smartphone | any other | ||
| Sodium dodecyl sulfate (0.1%) | Sigma-Aldrich | 11667289001 | |
| Soft feed | Emeraid Omnivore | any generic | |
| Soft tissue forceps | any other | ||
| Soft tissue spreader | any other | ||
| Stainless steel sponge bowls | any other | ||
| Stent-Device | Biotroni, Bülach, Switzerland | modified magmaris device, AMS with polymer coating, 6-mm length, 2-mm diameter | |
| Sterile micro swabs | any other | ||
| Straight and curved microforceps | any other | ||
| Straight and curved microscissors | any other | ||
| Straight and curved forceps | any other | ||
| Surgery drape | any other | ||
| Surgical scissors | any other | ||
| Syringes 1 mL, 2 mL, and 5 mL | any other | ||
| Tape | any other | ||
| Vascular clip applicator | B. Braun, Germany | FT495T | |
| Yasargil titan standard clip (2x) | B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland | FT242T | temporary |
References
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