Summary
Le présent protocole décrit une méthode d’injection d’embryons de tiques. L’injection d’embryons est la technique préférée de manipulation génétique pour générer des lignées transgéniques.
Abstract
Les tiques peuvent transmettre divers agents pathogènes viraux, bactériens et protozoaires et sont donc considérées comme des vecteurs d’importance médicale et vétérinaire. Malgré le fardeau croissant des maladies transmises par les tiques, la recherche sur les tiques a pris du retard par rapport aux insectes vecteurs de maladies en raison des défis liés à l’application des outils de transformation génétique pour les études fonctionnelles à la biologie unique des tiques. Les interventions génétiques ont attiré l’attention pour réduire les maladies transmises par les moustiques. Cependant, le développement de telles interventions nécessite une transformation germinale stable par injection d’embryons. Une telle technique d’injection d’embryons fait défaut pour les chélicérates, y compris les tiques. Plusieurs facteurs, tels qu’une épaisse couche de cire externe sur les embryons de tiques, un chorion dur et une pression intra-ovale élevée, sont des obstacles qui empêchaient auparavant le développement du protocole d’injection d’embryons chez les tiques. Le présent travail a surmonté ces obstacles, et une technique d’injection d’embryons pour la tique à pattes noires, Ixodes scapularis, est décrite ici. Cette technique peut être utilisée pour fournir des composants, tels que CRISPR / Cas9, pour des transformations germinales stables.
Introduction
Les tiques sont des vecteurs d’importance médicale et vétérinaire, capables de transmettre une variété d’agents pathogènes viraux, bactériens, protozoaires et nématodes 1,2. Dans l’est des États-Unis, la tique à pattes noires, Ixodes scapularis, est un vecteur important de l’agent pathogène de la maladie de Lyme (ML), le spirochète Borrelia burgdorferi. Plus de 400 000 cas de ML sont signalés chaque année aux États-Unis, ce qui en fait la principale maladie infectieuse à transmission vectorielle aux États-Unis1. En plus de B. burgdorferi, six autres microorganismes sont transmis par I. scapularis, dont quatre bactéries (Anaplasma phagocytophilum, B. mayonii, B. miyamotoi et Ehrlichia muris eauclarensis), un parasite protozoaire (Babesia microti) et un virus (virus Powassan), faisant de cette espèce de tique un problème majeur de santé publique3 . Alors que les maladies transmises par les tiques sont devenues plus répandues ces dernières années, la recherche sur les tiques a pris du retard par rapport à d’autres arthropodes vecteurs, tels que les moustiques, en raison de la biologie unique des tiques et des défis associés à l’application d’outils génétiques et génomiques fonctionnels 4,5.
Les techniques d’édition de gènes, en particulier CRISPR / Cas9, ont maintenant rendu les études de génomique fonctionnelle réalisables dans des organismes non modèles. Pour créer des mutations héréditaires dans un organisme, l’injection d’embryons reste la méthode préférée pour délivrer des constructions permettant de modifier la lignée germinale 6,7,8,9. Cependant, jusqu’à récemment4, les œufs de tiques étaient considérés comme trop difficiles ou même impossibles à injecter sans tuer l’embryon10,11. Une épaisse couche de cire sur les œufs, un chorion dur et une pression intra-ovale élevée étaient quelques-uns des principaux obstacles qui empêchaient l’injection d’embryons chez les tiques. I. scapularis adulte nourri au sang dépose une seule couvée de jusqu’à 2 000 œufs12 sur 3-4 semaines (environ 100 œufs / jour). Les œufs sont pondus individuellement, et chaque œuf est enrobé de cire sécrétée par les protubérances ou « cornes » de l’organe glandulaire de Gené13,14,15 de la mère. Cette cire protège les œufs de la dessiccation et contient des composés antimicrobiens15. Pour injecter avec succès des œufs de tiques, il est important d’enlever la couche de cire, de ramollir le chorion et de dessécher les œufs pour diminuer la pression intraovale afin que l’injection n’endommage pas irréversiblement l’œuf. Comprenant l’importance cruciale des injections d’embryons pour la transformation réussie de la lignée germinale, un protocole pour I. scapularis est développé, qui peut être utilisé pour délivrer une construction CRISPR / Cas9 et générer des mutations germinales stables4. En plus de sa contribution à la recherche sur I. scapularis, ce protocole pourrait également être optimisé pour d’autres espèces de tiques.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Les adultes d’Ixodes scapularis ont été achetés à l’Université d’État de l’Oklahoma (OSU) ou élevés à l’Université du Nevada, Reno (UNR) (protocole IACUC #21-001-1118).
1. Préparation des tiques femelles pour la collecte d’embryons
REMARQUE: Pour collecter des œufs d’âge approprié, il est important de synchroniser la ponte. Bien que les indices de ponte chez les tiques restent incertains, dans les conditions insectaires standard (température de 27 °C et humidité relative (HR) de >90 %), les femelles d’I. scapularis commencent à pondre environ 8 jours après le détachement de l’hôte. Cette période peut être allongée en stockant les femelles remplies à 4 °C. Nous avons stocké des femelles nourries de sang entre 4 °C et 8 semaines sans aucun effet négatif sur la ponte. Ces conditions peuvent devoir être modifiées pour chaque insecte.
- Conservez toutes les femelles remplies à 4 °C avec >90 % HR dans une boîte en plastique de 6 litres tapissée de papier filtre humide jusqu’à ce qu’elles soient utilisées pour les micro-injections.
- Une semaine avant les injections, transférer les femelles de 4 °C vers un incubateur à 27 °C pour l’initiation de la ponte.
- Lorsque les femelles commencent à pondre (3-4 jours après les avoir déplacés à 27 °C), retirez les œufs à l’aide d’un pinceau à pointe fine et préparez les femelles à l’ablation de l’organe (glande de cire) de Gené.
NOTE: L’organe du Gené s’étend de la zone située entre le scutum et le capitule (base dorsale des pièces buccales), les pièces buccales se plient sur la surface du corps ventral (parallèle à la surface) et l’organe étendu de Gene recouvre les œufs dès que les œufs sont pondus (Figure 1). Les œufs pondus avant le prélèvement d’organes de la Gené ou la vidange de la cire auront un enrobage de cire et ne conviennent pas aux injections et doivent être jetés. - Pour enlever ou vider l’organe du Gené, utiliser de l’argile pour positionner la femelle engorgée sur une lame de verre sous un microscope orienté de manière à ce que les pièces buccales soient visibles sur les côtés ventral et dorsal (Figure 1B,C).
- Piquez soigneusement la zone exactement entre le scutum et les pièces buccales à l’aide de pinces fines et d’aiguilles en tungstène fabriquées en laboratoire à l’aide de fil de tungstène en suivant un protocole16 publié précédemment (les aiguilles peuvent également être achetées dans le commerce et attachées à une microsonde de dissection, voir le tableau des matériaux).
- En travaillant à l’intérieur avec l’aiguille en tungstène, retirez la glande de cire (Figure 1D,E). L’ablation de la glande peut prendre plusieurs minutes. Essuyez toute sécrétion de cire liquide à l’aide de lingettes de laboratoire.
REMARQUE: La glande peut également être retirée de la face ventrale juste en dessous des pièces buccales; en tendant la main dans le dos vers le scutum avec une aiguille et une pince. L’application de colle de silicium autour des pièces buccales bloque également l’éversion des organes de Gene et peut être utilisée au lieu d’enlever ou de vider la cire (communication personnelle avec le Dr Ladislav Simo, INRAE, France). Les tiques engorgées ne resteront pas sur du ruban adhésif double face. L’utilisation d’argile pour « emmailloter » la tique aide à les maintenir en place pendant la manipulation. Utilisez une pince pour tenir la tique et l’aiguille en tungstène pour la dissection. La partie ventrale est plus facile à percer avec une aiguille et préférée par les auteurs.
- Pour vider la glande, disposez la tique gravide comme mentionné à l’étape 1.4. Percez soigneusement la zone située derrière les pièces buccales du côté dorsal et appliquez une pression sur la face ventrale à l’aide d’une pince.
REMARQUE: Alternativement, il n’est pas nécessaire d’enlever la glande de cire; Vider la glande de cire durera plusieurs jours. Les femelles pondeuses ont une zone blanche autour des pièces buccales qui indique l’emplacement de la glande de cire et peut être utilisée comme référence.- Placez le bord d’une lingette de laboratoire non pelucheuse et retirez la cire liquide sortant du site de ponction. Assurez-vous d’éviter la sécrétion d’hémolymphe, qui est un liquide clair par rapport à la cire visqueuse légèrement jaunâtre. Cela peut prendre 5-10 minutes jusqu’à ce que la majeure partie de la cire soit enlevée.
- Après manipulation, placez les femelles dans un incubateur à 27 °C (>90% HR) et laissez-les récupérer pendant 1-2 jours.
REMARQUE : Les femelles traitées mettent habituellement 1 à 2 jours à se rétablir et à recommencer à pondre. - Lorsque les femelles recommencent à pondre, utilisez un pinceau fin pour recueillir les œufs fraîchement déposés (0 à 18 h après la ponte) et placez-les dans un tube microcentrifuge de 1,5 mL.
REMARQUE: Si vous utilisez des œufs de la même femelle au fil du temps, cette procédure doit être répétée après 4-5 jours de ponte si les glandes n’ont pas été enlevées.
2. Traitement embryonnaire pour micro-injections
- Ajouter ~200 μL (ou un volume suffisant pour couvrir les œufs, selon le nombre d’œufs) de chlorure de benzalkonium/eau à 5 % (poids/volume) (voir le tableau des matières) dans le tube contenant des œufs âgés de 0 à 18 h. Remuez doucement les œufs avec le pinceau pendant 5 minutes pour éviter qu’ils ne se déposent au fond du tube (pour plus de détails, voir Sharma et al.4). Retirer le surnageant à l’aide d’une micropipette en laissant les œufs dans un tube.
ATTENTION : Le chlorure de benzalkonium est corrosif pour la peau et les yeux, portez des gants et une protection oculaire. - Ajouter ~200 μL d’eau distillée (DI) dans le tube contenant les œufs, agiter avec un pinceau et retirer l’eau du tube de microcentrifugeuse à l’aide d’une micropipette. Répétez le lavage avec de l’eau DI une fois de plus.
- Après le lavage à l’eau DI, ajouter ~200 μL de chlorure de sodium (NaCl) à 5% (p/v) et agiter doucement avec un pinceau pendant 5 min. Retirer la solution du tube après 5 min et laver les œufs deux fois avec de l’eau DI.
- Ajouter ~100 μL de solution de NaCl à 1 % (p/v) dans le tube de microcentrifugation contenant des œufs. Conserver les œufs dans une solution de NaCl à 1 % (p/v) jusqu’à ce qu’ils soient utilisés pour des préparations injectables.
- Commencez les micro-injections après environ une heure. Cette chronologie aide à la dessiccation correcte des œufs et les empêche d’éclater.
NOTE: Les œufs peuvent être conservés dans une solution de NaCl à 1% (p / v) pendant 7-8 heures sans affecter significativement la survie. Si les œufs sont difficiles à injecter ou à éclater, ils ne sont pas suffisamment desséchés et peuvent être traités avec 5% (p/v) de NaCl pendant 5 minutes supplémentaires.
3. Préparation des aiguilles d’injection
- Insérez un verre capillaire aluminosilicate (avec filament, voir le tableau des matériaux) dans l’extracteur d’aiguille en suivant les instructions du fabricant.
- Ajustez l’extracteur d’aiguille aux réglages suivants : Chaleur : 575, Traction : 20, Vitesse : 50, Temps : 200 et Pression : 700.
- Activez la fonction de traction de l’extracteur d’aiguilles et répétez le processus pour des aiguilles supplémentaires.
- Conservez les aiguilles tirées en les collant dans des lignes d’argile de modeleur dans une boîte de Petri propre.
- Chargez l’aiguille avec le mélange d’injection à l’aide d’une pointe de microchargeur (voir le tableau des matériaux).
REMARQUE : La figure 2 présente la comparaison des aiguilles utilisées pour l’injection d’embryons de tiques et de moustiques.
4. Configuration des diapositives pour les micro-injections
- À l’aide de ruban adhésif double face, collez deux lames de microscope en verre ensemble, en laissant un espace d’environ 0,5 cm pour soutenir l’alignement des œufs et les empêcher de se retourner pendant les injections (figure 3A).
- Appliquez un morceau de pansement transparent (voir Tableau des matériaux) sur le ruban adhésif double face dans l’espace entre les lames. Assurez-vous d’aligner parfaitement le pansement du film avec l’espace.
5. Microinjections d’embryons
- Alignez 8 à 10 œufs à la fois sur la configuration de la diapositive (ci-dessus) à l’aide d’un pinceau à poil unique.
REMARQUE : Les œufs alignés avec l’axe le plus long perpendiculaire (figure 3B) au bord de la lame sont plus faciles à injecter que les œufs dont l’axe longitudinal est aligné parallèlement au bord (figure 3C). Les œufs dans l’orientation perpendiculaire (figure 3B) peuvent mieux résister à l’injection, ce qui entraîne une survie plus élevée. - Placez la lame avec les œufs alignés sur la scène d’un microscope composé. Utilisez un morceau de lingette non pelucheuse pour retirer la solution de NaCl à 1% dans laquelle ils sont stockés.
- Fixez l’aiguille d’injection remplie à un micro-injecteur relié à un micromanipulateur (voir le tableau des matériaux).
- Ouvrez l’aiguille en la frottant doucement contre la surface de l’œuf à l’aide d’un réglage à haute pression sur le micro-injecteur (>5 000 hPa).
- Une fois l’aiguille ouverte, réduisez la pression (1 000 à 2 500 hPa) du micro-injecteur en fonction de l’ouverture de l’aiguille.
REMARQUE: Une petite ouverture nécessitera une pression comparativement plus élevée, tandis qu’une ouverture plus grande nécessitera une pression plus faible. Il s’agit de contrôler le volume de la construction injectée. Selon la taille de l’ouverture de l’aiguille, le volume d’injection variera de 1 à 5 pL. - Injectez tous les œufs sur la lame à un angle de 10°-15° le plus rapidement possible et déplacez immédiatement la lame dans des conditions d’humidité élevée dans une boîte de Petri tapissée de papier humide. Dès que les œufs sont injectés, ils commencent à se dessécher.
REMARQUE: L’injection d’un petit nombre d’ovules à la fois augmente le succès de l’injection et la probabilité de survie. Les aiguilles sont obstruées par le reflux embryonnaire. Si la pointe est encore tranchante, pour dégager les aiguilles obstruées, déplacez l’aiguille dans une petite gouttelette de NaCl à 1% ajoutée au bord de la lame. L’action capillaire va déloger le petit sabot. Si l’aiguille est déjà émoussée, changez-la.
6. Soins post-injection des embryons
- Placez la lame contenant les embryons injectés dans une grande boîte de Petri tapissée de papier filtre humide.
REMARQUE: Il est essentiel de ne pas déranger les œufs pendant au moins 5-6 heures. Cela permet à la plaie d’injection de sceller correctement. La plaie d’injection peut s’ouvrir lorsqu’elle est agitée et le cytoplasme peut commencer à suinter, entraînant la mortalité des œufs. - Après 5-6 h, ajouter une petite goutte d’eau DI au pansement transparent avec les embryons injectés attachés. À l’aide d’un pinceau, déplacez doucement les œufs. Transférer les œufs dans une petite boîte de Petri (10 cm) et les plonger dans de l’eau DI.
REMARQUE: Le pansement pelliculé permet de retirer facilement les ovules après les injections. Dès qu’une goutte d’eau est ajoutée au pansement du film, les œufs commencent à se déplacer avec l’eau. - Gardez les œufs immergés dans l’eau et placez la boîte de Petri dans une boîte en plastique de 6 litres dans un incubateur à 27 °C et >90% HR.
- Vérifiez les œufs régulièrement, quotidiennement pendant les premiers jours, puis tous les 3-4 jours jusqu’à ce que les larves commencent à éclore.
REMARQUE: Si un grand nombre d’œufs sont endommagés pendant les micro-injections, le drainage délicat de l’eau DI après une semaine empêchera la croissance fongique sur les œufs morts. - Lorsque les larves commencent à éclore des embryons injectés (21 à 25 jours après l’injection pour la configuration de laboratoire actuelle), vérifiez-les quotidiennement et transférez toutes les larves écloses dans des flacons en verre avec un écran sur le dessus. Les larves peuvent éclore sous l’eau et survivre pendant ~1-2 semaines.
- Cribler les larves4 si les œufs ont été injectés avec une construction qui peut entraîner un phénotype visible.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Un protocole d’injection embryonnaire efficace pour I. scapularis est décrit dans cet article. Les femelles pondeuses ont été maintenues à une humidité élevée pour éviter la dessiccation des œufs partiellement cirés. La couche de cire a été retirée pour injecter des embryons de tiques en ablant l’organe du gène (glande de cire) de la femelle gravide (Figure 1A-E). Nous avons utilisé des aiguilles en verre aluminosilicate avec un col plus court (Figure 2). Cette forme était idéale pour l’injection d’œufs de tiques car elle pouvait mieux tolérer la pression que l’aiguille à long cou (effilée) utilisée pour les injections d’œufs d’insectes. La forme sphérique des œufs de tiques nécessite une plate-forme coulissante dans les coulisses (figure 3A) pour éviter de rouler l’œuf hors de la lame pendant l’insertion de l’aiguille. Le développement embryonnaire précoce d’I. scapularis est inconnu, de sorte que le moment et le lieu de formation des cellules germinales sont également inconnus. Par conséquent, nous avons choisi d’injecter des œufs tôt dans le développement (âgés de 12 à 18 heures) et avons constaté que l’alignement de l’axe le plus long de l’œuf perpendiculaire au bord de la lame entraîne une survie plus élevée (Figure 3B,C). En utilisant ce protocole, plusieurs milliers d’œufs ont été injectés. Parmi ces œufs injectés, jusqu’à 8,5 % ont survécu et les larves ont éclos (tableau 1). Les œufs traités mais non injectés avaient une survie beaucoup plus élevée (jusqu’à 70%), ce qui suggère que l’amélioration des injections (que ce soit par le moment, le site d’injection ou l’aiguille) peut améliorer la survie des œufs. Ce protocole a été développé pour l’injection d’ovules au début de l’embryogenèse (âgés de 12 à 18 heures); cependant, cela peut être utilisé pour les œufs jusqu’à 10 jours avec un traitement plus long avec NaCl et chlorure de benzalkonium.
Figure 1 : Manipulation de l’organe de I. scapularis Gené. (A) Schéma de l’organe de Gene. En haut : L’organe de Gene sous le scutum. En bas: glande émise et pièces buccales repliées. (B) Une femelle remplie au microscope fixée par de l’argile. (C) Une femelle déplace ses pièces buccales sur la surface ventrale pendant la ponte pour étendre l’organe de Gene. Les flèches jaunes montrent des taches blanches et peuvent être utilisées comme référence pour l’emplacement de l’organe de Gene. Ces zones sont visibles chez les femelles pondant des œufs pendant 2-3 semaines. (D, E) L’organe de Gene (une petite bulle en D et étendue en E) est visible entre le scutum et le capitule. Les cornes de l’orgue de la Gené s’étendent lorsque les pièces buccales se courbent vers le bas (E). La flèche bleue indique l’emplacement où insérer une aiguille en tungstène pour retirer la glande. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Comparaison de la forme des aiguilles d’injection de verre. Celui du milieu est utilisé pour les embryons de tiques. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Alignement des ovules pour les injections. (A) Configuration de lame de verre utilisée pour les injections d’embryons. Des lames de verre de microscope sont fixées, laissant un espace à l’aide de ruban adhésif double face, et le pansement de film transparent est placé sur le ruban. Les œufs sont alignés sur le bord de la glissière. (B) Alignement optimal des oeufs avec un axe long perpendiculaire au bord de la lame. (C) Alignement moins efficace des œufs avec l’axe long parallèle au bord de la glissière. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Construire injecté | Temps après la ponte | Nombre d’ovules injectés | Nombre de larves écloses | Pourcentage de survie |
| ARNg + Cas9 | ≤12 h | 2,396 | 147 | 6.14 |
| Gène 1 | ||||
| sgRNA + Cas94 | ≤12 h | 3, 135 | 269 | 8.58 |
| Gène 2 | ||||
| sgRNA + Cas94 | ≤12 h | 2, 460 | 139 | 5.65 |
| Gène 3 | ||||
| Wolbachia | ≥ 24 h (24-36 h) | 1, 765 | 72 | 4.08 |
| ARNg + Cas9 | 48-60 h | 191 | 5 | 2.62 |
| Gène 2 |
Tableau 1 : Injection d’œufs réussie et éclosion des larves chez Ixodes scapularis.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Il s’agit du premier protocole développé pour injecter avec succès des embryons précoces de tiques. Un taux de survie de ~4%-8% a été atteint, ce qui est comparable à l’injection d’embryons dans d’autres modèles d’insectes bien établis5.
Comme il s’agit du protocole initial, on s’attend à ce que ce protocole soit affiné et spécialisé pour chaque espèce de tique. En particulier, le moment de l’injection variera d’une espèce à l’autre, en fonction de l’embryogenèse, en particulier du moment de la cellularisation. Les données préliminaires suggèrent que les œufs d’I. scapularis ne subissent pas de division nucléaire rapide dans les 24 premières heures après la ponte et que la cellularisation se produit quelques jours plus tard (données non publiées). Nous avons déjà utilisé ce protocole pour l’administration du plasmide4,l’élimination du gène 4 médiée par CRISPR et l’administration de bactéries (Wolbachia) (tableau 1). On s’attend à ce que ce protocole d’injection d’embryons offre des possibilités de générer des tiques transgéniques et rende possibles les études sur l’élimination et l’incrustation des gènes dans n’importe quel laboratoire. Cela s’avérera utile pour accélérer les études explorant la biologie des tiques et les interfaces tique-pathogène-hôte.
Étapes critiques du protocole
Il est important de prélever les œufs dans les 24 heures suivant la ponte, car ce protocole a été normalisé pour les embryons précoces. Si les œufs sont collectés après cette période, un traitement plus long au chlorure de benzalkonium et au NaCl est nécessaire, et la survie est plus faible dans les œufs plus âgés (tableau 1). Le chorion durcit avec le temps, ce qui rend difficile la dessiccation contrôlée pour les micro-injections dans les œufs âgés de plus de 24 h. Il a été remarqué que l’injection de moins d’œufs à la fois aide à la survie parce que les œufs traités ont tendance à se dessécher rapidement lorsqu’ils sont retirés de la solution de NaCl à 1%. Si les ovules se dessèchent trop, ils mourront, mais ils éclateront pendant la micro-injection s’ils ne sont pas desséchés de manière appropriée. Par conséquent, il est nécessaire d’optimiser le temps de dessiccation approprié pour différentes espèces ou souches de tiques. De plus, il est essentiel de garder les œufs intacts après les micro-injections dans des conditions d’humidité élevée.
Limites et orientations futures
Une fois que les embryons sont déparaffinés, ils ont tendance à se dessécher rapidement, de sorte que le processus d’alignement sur la lame et d’injection doit être mené rapidement. L’amélioration rapide de la vitesse et de la précision ne peut être obtenue que par une pratique et une patience constantes. Nos travaux futurs seront axés sur l’amélioration du pourcentage de survie des embryons après injection et l’identification du moment de la formation des cellules germinales pour assurer des mutations héréditaires.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Les auteurs remercient Channa Aluvihare et Yonus Gebermicale, ITF, UMD, pour leur perspicacité et leur soutien au cours de la phase initiale de développement du protocole. Les aiguilles en tungstène ont été généreusement offertes par David O’Brochta, ITF, UMD. Nous remercions le Dr Ladislav Simo d’avoir testé ce protocole dans I. ricinus et d’avoir eu des discussions perspicaces. Ce projet a été financé par NIH-NIAID R21AI128393 et Plymouth Hill Foundation, NY à MG-N, des fonds de démarrage de l’Université du Nevada à AN, la subvention n ° 2019609 de la National Science Foundation à MG-N et AN, et une subvention entre pairs de l’IGTRCN à AS.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aluminum silicate capillaries, with filament | Sutter instruments | AF100-64-10 | Embryo injection |
| Benzalkonium chloride 50% in water, 25 g | TCI-America | B0414 | Embryo treatment, 25 g is approximately 25 mL |
| Filter paper | Whatman | 1001-090 | Post-injection care |
| Forceps | Thomas Scientific | 300-101 | Gene`s organ manipulation |
| Lab Wipes | Genesee Scientific | 88-115 | |
| Microloader tips | Eppendorf | 930001007 | Loading the pulled needles |
| Micromanipulator | Sutter instruments | ROE-200 | Embryo injection |
| Microscopic slides- plain, ground edges | Genesee Scientific | 29-100 | Embryo alignment, ground edges are preferred, beveled edges could obscure the eggs from view |
| NaCl | Research Products International | S23020-500.0 | Embryo treatment |
| Needle Puller | Sutter Instruments | P-1000 | |
| Permanent Double sided tape | Scotch | 34-8716-3417-5 | Embryo alignment |
| Petri plates | Genesee Scientific | 32-107G | Post-injection care |
| Tegaderm/ Transparent film dressing | 3M Healthcare | 1628 | Embryo alignment |
| Tungsten needles | Fine Science Tools | 10130-10 | Gene`s organ manipulation |
| Tungsten Wire | Amazon | B08DNT7ZK3 | Gene`s organ manipulation |
| XenoWorks Digital Microinjector | Sutter instruments | MPC-200 | Embryo injection |
References
- Hinckley, A. F. et al. Lyme disease testing by large commercial laboratories in the United States. Clinical Infectious Diseases: An Official Publication of the Infectious Diseases Society of America. 59 (5), 676-681 (2014).
- Jongejan, F., Uilenberg, G. The global importance of ticks. Parasitology. 129 Suppl, S3-14 (2004).
- Eisen, R. J., Eisen, L. The blacklegged tick, Ixodes scapularis: An increasing public health concern. Trends in Parasitology. 34 (4), 295-309 (2018).
- Sharma, A. et al. Cas9-mediated gene editing in the black-legged tick, Ixodes scapularis, by embryo injection and ReMOT Control. iScience. 25 (3), 103781 (2022).
- Nuss, A., Sharma, A., Gulia-Nuss, M. Genetic manipulation of ticks: A paradigm shift in tick and tick-borne diseases research. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 11, 678037 (2021).
- Heinze, S. D. et al. CRISPR-Cas9 targeted disruption of the yellow ortholog in the housefly identifies the brown body locus. Scientific Reports. 7 (1), 4582 (2017).
- Kistler, K. E., Vosshall, L. B., Matthews, B. J. Genome engineering with CRISPR-Cas9 in the mosquito Aedes aegypti. Cell Reports. 11 (1), 51-60 (2015).
- Criscione, F., O'Brochta, D. A., Reid, W. Genetic technologies for disease vectors. Current Opinion in Insect Science. 10, 90-97 (2015).
- Jasinskiene, N. et al. Stable transformation of the yellow fever mosquito, Aedes aegypti, with the Hermes element from the housefly. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (7), 3743-3747 (1998).
- Dermauw, W. et al. Targeted mutagenesis using CRISPR-Cas9 in the chelicerate herbivore Tetranychus urticae. Insect Biochemistry and Molecular Biology. 120, 103347 (2020).
- Santos, V. T. et al. The embryogenesis of the tick Rhipicephalus (Boophilus) microplus: the establishment of a new chelicerate model system. Genesis (New York, N.Y. 2000). 51 (12), 803-818 (2013).
- Ginsberg, H. S., Lee, C., Volson, B., Dyer, M. C., Lebrun, R. A. Relationships between maternal engorgement weight and the number, size, and fat content of larval Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae). Journal of Medical Entomology. 54 (2), 275-280 (2017).
- Feldman-Muhsam, B., Havivi, Y. Accessory glands of Gene's organ in ticks. Nature. 187 (4741), 964 (1960).
- Kakuda, H., Koga, T., Mori, T., Shiraishi, S. Ultrastructure of the tubular accessory gland in Haemaphysalis longicornis (Acari: Ixodidae). Journal of Morphology. 221 (1), 65-74 (1994).
- Booth, T. F. Wax lipid secretion and ultrastructural development in the egg-waxing (Gené's) organ in ixodid ticks. Tissue & Cell. 21 (1), 113-122 (1989).
- Arrieta, M. C., Leskiw, B. K., Kaufman, W. R. Antimicrobial activity in the egg wax of the African cattle tick Amblyomma hebraeum (Acari: Ixodidae). Experimental & Applied Acarology. 39 (3-4), 297-313 (2006).
- Brady, J. A simple technique for making very fine, durable dissecting needles by sharpening tungsten wire electrolytically. Bulletin of the World Health Organization. 32 (1), 143-144 (1965).
