Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

En gris perinatal asfyksi modell for å studere hjerteskade og hemodynamikk etter hjertestans, gjenopplivning, og retur av spontan sirkulasjon

Published: January 13, 2023 doi: 10.3791/64788
Automatic Translation
1,2, 2, 3, 3,4, 5, 6,7, 6,7, 8,9, 10,11, 1,2, 2
1Institute of Clinical Medicine, Faculty of Medicine, University of Oslo, 2Department of Neonatal Intensive Care, Division of Pediatric and Adolescent Medicine, Oslo University Hospital Rikshospitalet, 3Department of Pediatric Research, Division of Paediatric and Adolescent Medicine, Oslo University Hospital Rikshospitalet, 4Department of Pediatrics, Vestfold Hospital Trust, 5Department of Anesthesiology, Oslo University Hospital Rikshospitalet, 6Department of Pediatrics, Faculty of Medicine and Dentistry, University of Alberta, 7Centre for the Studies of Asphyxia and Resuscitation, Neonatal Research Unit, Royal Alexandra Hospital, 8Division of Paediatric and Adolescent Medicine, Institute of Clinical Medicine, University of Oslo, 9Department of Paediatrics and Adolescent Health, University of Botswana, 10Department of Pediatric Research, Oslo University Hospital, University of Oslo, 11Department of Pediatrics, Robert H Lurie Medical Research Center, Northwestern University Chicago

Summary

Denne grisemodellen innebærer kirurgisk instrumentering, kvelning til hjertestans, gjenopplivning og observasjon etter gjenopplivning. Modellen åpner for multippel prøvetaking per dyr, og ved bruk av kontinuerlig invasivt arterielt blodtrykk, EKG og ikke-invasiv kardial utgangsovervåking gir den kunnskap om hemodynamikk og hjertepatofysiologi ved perinatal asfyksi og neonatal hjerte-lunge-redning.

Abstract

Nyfødte grisunger har blitt mye brukt som translasjonsmodeller for perinatal asfyksi. I 2007 tilpasset vi en veletablert grisasfyksimodell ved å innføre hjertestans. Dette gjorde det mulig å studere effekten av alvorlig asfyksi på viktige utfall, inkludert tiden det tar for retur av spontan sirkulasjon (ROSC), samt effekten av brystkompresjoner i henhold til alternative protokoller for hjerte-lunge-redning. På grunn av de anatomiske og fysiologiske likhetene mellom smågris og humane nyfødte, tjener grisungene som gode modeller i studier av kardiopulmonal gjenopplivning og hemodynamisk overvåking. Faktisk har denne hjertestansmodellen gitt bevis for retningslinjeutvikling gjennom forskning på gjenopplivingsprotokoller, patofysiologi, biomarkører og nye metoder for hemodynamisk overvåking. Spesielt kan det tilfeldige funnet at en betydelig brøkdel av grisene har pulsløs elektrisk aktivitet (PEA) under hjertestans, øke anvendeligheten av modellen (dvs. den kan brukes til å studere patofysiologi som strekker seg utover perinatalperioden). Modellgenereringen er imidlertid teknisk utfordrende og krever ulike ferdighetssett, dedikert personell og en fin balanse mellom tiltakene, inkludert kirurgiske protokoller og bruk av beroligende midler / smertestillende midler, for å sikre en rimelig overlevelse. I dette notatet er protokollen beskrevet i detalj, samt erfaringer med tilpasninger til protokollen gjennom årene.

Introduction

Perinatal asfyksi er forårsaket av kompromittert gassutveksling (hypoksemi og hyperkapni) før, under og / eller etter fødselen. Det resulterer i redusert blodstrøm (iskemi) til vitale organer og påfølgende blandet respiratorisk og metabolsk acidose. Perinatal asfyksi er en vanlig fødselskomplikasjon som årlig forårsaker 580 000 spedbarnsdødsfall over hele verden1. Å redusere dette tallet er avgjørende for å redusere dødsfall hos nyfødte og barn under 5 år, som angitt i FNs bærekraftsmål nummer 3.2 (dvs. neonatal dødelighet <12 per 1000 levendefødte og under 5 dødelighet <25 per 1000 levendefødte)2.

Klinisk presenterer asfyksi seg som hypoksisk-iskemisk encefalopati (HIE), respirasjonsdepresjon og sirkulasjonssvikt hos det nyfødte barnet3 (dvs. symptomer og tegn på vitalorganhypoksi-iskemi)4. Følgelig kan et kvalt spedbarn trenge behandling for encefalopati, inkludert anfall, og avansert respiratorisk og sirkulasjonsstøtte. Globalt trenger så mange som 10 millioner spedbarn hvert år en eller annen form for intervensjon, for eksempel taktil stimulering, og 6-7 millioner spedbarn trenger assistert ventilasjon ved fødselen5. Dermed setter perinatal asfyksi en stor belastning på helsevesenet, med tilhørende sosioøkonomiske implikasjoner. For å redusere den globale sykdomsbyrden som tilskrives perinatal asfyksi, mener våre forskningsgrupper at følgende fokusområder bør undersøkes i vitenskapelige studier: forebygging, inkludert forbedring av prenatal og obstetrisk omsorg og oppfølging; prognostiske biomarkører; og optimalisert gjenopplivning og stabilisering på fødestuen6.

Nyfødte grisunger og menneskelige spedbarn ved nær sikt svangerskap har lignende anatomi og patofysiologi7. Selv om ingen dyremodell av perinatal asfyksi og hjertestans kan skape hele aspektet av mislykket perinatal overgang som fører til asfyksi og hjertestans, er grisene gode translasjonsmodeller.

Allerede på 1970-tallet utviklet vi en hypoksimodell hos voksne griser8. Det ble vellykket raffinert av forskningsgrupper9, og ga dermed en grismodell av perinatal asfyksi 10,11,12,13,14,15,16,17,18. I 2007 ble de første forsøkene med hjertestans hos grisunger utført ved Institutt for kirurgisk forskning ved Oslo universitetssykehus11,13,15,16. Arrestasjonsmodellen har gitt bevis for retningslinjeutvikling 10,13,15,16,19,20, samt store muligheter for fysiologiske studier og testing av utstyr/diagnostiske verktøy 14,21, gjenopplivingsprotokoller (randomiserte kontrollerte studier)13,15,16,22, og blod og vev biomarkører 10,12,20. Dermed har modellen vist seg å være allsidig, og en enkelt eksperimentell serie har tradisjonelt blitt brukt til å svare på flere forskningsspørsmål. Dette er viktig og i samsvar med de tre R-ene (reduksjon, erstatning og forbedring) av eksperimentell dyreforskning23 (dvs. prinsippet om å redusere antall dyr som ofres for vitenskapelige formål).

I den følgende protokollen er smågrismodellen for perinatal asfyksi beskrevet i detalj, inkludert hvordan man induserer, definerer og fastslår hjertestans. Modellen har blitt raffinert for å minimere eksponering for beroligende midler og kirurgiske inngrep og inkluderer mekanisk ventilasjon, kvelning, gjenopplivning, observasjon etter gjenopplivning og innsamling av prøver av blod, urin og cerebrospinalvæske. Våre grupper samler også tradisjonelt vev fra vitale organer post mortem, men prosedyren for vevsinnsamling er ikke beskrevet i detalj i denne protokollen. Modellen simulerer en hypoksisk fornærmelse med blandet respiratorisk og metabolsk acidose, som gjenspeiler biokjemien til kvelte menneskelige nyfødte. Ved nøye overvåking av grisene med invasivt blodtrykk (BP) og hjertefrekvens (HR), pulsoksymetri (PO), elektrokardiogram (EKG), impedanskardiografi (ICG) og nær-infrarød spektroskopi (NIRS) vurderinger, kan fysiologien til perinatal asfyksi, med særlig fokus på hjertet, studeres i detalj.

Modellen er teknisk utfordrende, da en veldig fin balanse i medisiner, kirurgiske inngrep og metoden for å indusere hjertestans er nødvendig for å sikre en rimelig overlevelse. Gjennomføring av forsøkene krever grundige forberedelser og et dedikert og velfungerende team. Utvalget av forsøksdyr ser også ut til å spille en viktig rolle for å sikre vellykkede forsøk. I denne artikkelen beskriver vi protokollen i detalj og våre erfaringer med den.

Protocol

Protokollen ble godkjent av Mattilsynet (godkjenningsnr. 25030), og forsøkene ble gjennomført i henhold til europeiske, norske og institusjonelle forskrifter. Replikering av denne modellen krever etisk godkjenning for dyreforsøkene i tråd med institusjonelle og nasjonale forskrifter og sørge for å gjennomføre forsøkene i henhold til de tre Rs23. Alt personell som håndterer dyrene må være sertifisert med funksjon A, B og D i samsvar med artikkel 23 og artikkel 24 i EU-direktiv 2010/63/EU24, eller tilsvarende. Overvåk dyrene nøye under hele forsøket, og juster anestesi, ventilatorinnstillinger, temperatur og dyreposisjonering for å sikre dyrenes velvære. Vurder kritisk modellen og dens anvendelse regelmessig, og finjuster etter behov og mulig.

MERK: Grisungene som ble brukt i denne studien var i alderen 12-36 timer, veide 1,7-2,3 kg, hadde lik kjønnsfordeling, var av blandet norsk landrase, Duroc og Yorkshire-rase, og var genetisk umodifiserte. Trinn 1 og trinn 2 i protokollen inkluderer generell anestesi og dataprøvetakingsprosedyrer som gjelder gjennom hele forsøket, og trinn 3-10 beskriver eksperimentelle prosedyrer, inkludert forberedelse av dyrene, kirurgisk inngrep, kvelning til hjertestans, gjenopplivning og observasjon etter gjenopplivning.

1. Anestesiprotokoll (TIME: gjelder hele eksperimentet)

  1. Indusere anestesi med en bolus av IV fentanyl (50 μg / kg) og pentobarbital (15-20 mg / kg) i et perifert venekateter i en ørevene.
    FORSIKTIG: Fentanyl er skadelig ved innånding eller inntak og irriterer øyne og hud. Det er også et begrenset stoff. Tilførsel og bruk bør overvåkes og reguleres i henhold til forskrifter for begrensede stoffer. Pentobarbital er skadelig ved inntak og irriterer øynene og huden.
  2. Oppretthold anestesi med i.v. fentanyl (50 μg/kg/time) til kvelning, og stopp deretter ved asfyksi, og gjenoppta ved 25 μg/kg/time etter retur av spontan sirkulasjon (ROSC).
    MERK: Høydose fentanylbedøvelse som brukes i denne modellen stammer fra titalls år med raffinering av modellen i et samarbeid som involverer neonatologer og pediatriske anestesiologer. Høydose fentanylanestesi er assosiert med kardiovaskulær og hemodynamisk stabilitet25,26 hos voksne mennesker og nyfødte. En studie hos nyfødte grisunger viste imidlertid at bruk av fentanyl var assosiert med redusert HR og hjerteminuttvolum (CO) og økt gjennomsnittlig arterielt trykk (MAP), endediastolisk trykk i venstre ventrikkel og total perifer motstandsindeks27.
  3. Overvåk grisens velvære gjennom hele forsøket. Kontroller muskeltonen og vurder vitaliteten for å sikre at grisen er grundig bedøvet. Hvis grisungen viser tegn på nød, administrer ytterligere IV fentanyl eller IV pentobarbital i henhold til klinisk vurdering.

2. Datautvalg og registreringer (TID: gjelder hele eksperimentet)

  1. Skriv ut et registreringsskjema for papirsaker (CRF) for hver grisunge. CRF inneholder informasjon om HR, BP (inkludert MAP), oksygenmetning (SpO2), regional cerebral oksygenmetning (NIRS), temperatur, ekstra medisiner gitt og skjelving.
  2. På CRF, gi grisen et ID-nummer, og registrer grisens vekt og kjønn på forsiden.
  3. Gjør registreringene hvert 5. minutt i stabiliseringsperioden og like før induksjon av asfyksi. Etter induksjon av asfyksi, gjør den første registreringen etter 10 minutter og deretter hvert 5. minutt til hjertestans. Hvis ROSC oppnås, gjør registreringene så snart som mulig etter ROSC, hvert 5. minutt for den første timen etter ROSC, og deretter hvert 30. minutt i resten av observasjonsperioden.
  4. På CRF, oppgi når du skal samle de forskjellige prøvene.
    1. Samle full blod og plasma ved oppstart av stabiliseringen, like før induksjon av asfyksi, ved hjertestans, ved ROSC, 30 min, 60 min, 120 min, 240 min og 540 min etter ROSC, og ved slutten av studien (570 min).
      MERK: Det er viktig å beregne hvor mye blod som kan trekkes fra hver gris. Som et eksempel kan mindre blod trekkes fra mindre gris, ustabile gris og gris som har hatt noe blodtap fra nakkeoperasjonen. Det er også viktig å se hemoglobin (Hb) fra syrebasestatusen gjennom hele forsøket. I denne studien ble smågris med Hb <6 g/dl ekskludert.
    2. Samle urin 240 minutter etter ROSC og ved slutten av studien (570 min).
    3. Ta syrebasestatusen ved starten av stabiliseringen, like før induksjon av asfyksi, 10 minutter etter induksjon av asfyksi, og deretter hvert 5. minutt til hjertestans. Ta syre-base-status ved hjertestans, ved ROSC, 5 min, 15 min, 30 min, 60 min, 120 min, 240 min og 540 min post ROSC, og ved slutten av studien (570 min).
    4. Samle cerebrospinalvæske (CSF) på slutten av studien (570 min).
  5. Samle full blod og plasma fra det sentrale arterielle kateteret.
    1. Trekk 2 ml blod fra det sentrale arterielle kateteret inn i en heparinisert sprøyte, og legg til siden.
    2. Deretter trekkes 2,5 ml blod opp i en ny heparinisert sprøyte. Plasser 0,5 ml av det sist trukket fullblod i et mikrosentrifugerør, og snap-fryse i flytende nitrogen.
    3. Plasser de resterende 2 ml i et passende stort EDTA-hetteglass, og sentrifuger ved 1 700 x g ved 4 °C i 10 minutter. Pipetter plasmaet (som skiller seg fra buffy coat og erytrocytter som topplaget) i mikrosentrifugerør, og snap-fryse i flytende nitrogen.
    4. Trekk ut ytterligere 0,2 ml blod fra det sentrale arterielle kateteret til en ny heparinisert sprøyte. Plasser sprøyten i syrebasemaskinen (se materialfortegnelse), og fyll ut relevant informasjon (ID, tidspunkt og smågrisens temperatur).
    5. Skyv blodet som ble trukket inn i den første hepariniserte sprøyten tilbake i arteriekateteret. Skyll det arterielle kateteret med heparinisert normalt saltvann for å sikre at alt blodet returneres til grisens sirkulasjon.
  6. Samle urin ved suprapubisk aspirasjon av urin.
    1. Finn landemerkene: området mellom det tredje laveste og nest laveste brystvorteparet, omtrent 2 cm under navlen, og noen få millimeter lateralt til midtlinjen.
    2. Bruk en 10 ml sprøyte med 23 G kanyle. Flytt kanylen vertikalt ca. 1 cm, og aspirer til sprøyten fylles med urin. Sett urinen i et kryogenrør, og snap-fryse i flytende nitrogen.
  7. Samle CSF ved en lumbal punktering.
    1. Legg smågrisen på siden, og trekk bakbenene opp mot brystet. Finn landemerkene: mellom ryggradsmerkene på nivå med grisens hoftekam.
    2. Flytt en 21 G kanyle litt kranialt mellom ryggmargsmerkene til CSF kommer frem. Sett CSF i mikrosentrifugerør, og snap-fryse i flytende nitrogen.
    3. Samle kontinuerlig EKG og invasive arterielle BP-data (se trinn 6 og trinn 7) ved hjelp av et datainnsamlings- og analyseprogram (se Materialfortegnelse). Utfør NIRS (se steg 7) med en kommersielt tilgjengelig NIRS-maskin (se Materialfortegnelse).

3. Forberedelse (TID: uker til måneder, så lenge som nødvendig)

  1. Få etisk godkjenning for dyreforsøkene.
  2. Kontakt en bonde, og organiser valg av smågris (alder: 12-36 timer, lik kjønnsfordeling, vekt: 1,7-2,3 kg), leveringsdato og transportordninger.
    MERK: Å velge smågris fra samme rase (i denne studien, en blanding av Norwegian Landrace, Duroc og Yorkshire) og gård, ideelt sett fra samme kull og innenfor et smalt aldersområde, er viktig for å redusere biologisk og fysiologisk varians.
  3. Sørg for at personell er tilgjengelig på de fastsatte datoene.
  4. Sjekk at alt nødvendig utstyr er tilgjengelig og at alle instrumenter og observasjonsverktøy fungerer. Kontroller utløpsdatoen for asfyksigassen (8% O2,92% N2) og at den ikke er tom.
  5. Sett opp laboratoriet og alt utstyret slik at det er klart for mottak av grisene. Kalibrer alt nødvendig utstyr.
  6. Utfør estimering av prøvestørrelse i tilfelle en randomisert kontrollert studie, og forbered randomiseringen av grisene.

4. Mottak av smågris (TID: fra 10 min til 2 timer, avhengig av antall gris)

  1. Organiser transporten av de innenlandske grisene fra gården til det kirurgiske anlegget på forsøksdagen. Dekk beholderens "gulv" med fine flis og varmeflasker for å opprettholde grisens temperatur. Lag burr hull i beholderen for å sikre sirkulasjon av luft.
  2. Få informasjon fra bonden om alder og vekt av grisene. Bekreft vekten ved ankomst.
  3. Mål SpO2 og HR ved å plassere en pulsoksymeter (PO) sonde (se materialfortegnelse) på grisens baklem mens grisungen er rolig og rolig i beholderen.
  4. Forbered alle instrumentene, og slå på varmen på de elektriske varmemadrassene på operasjonsbordet.
  5. La grisene hvile i beholderen til alle i teamet er klare for induksjon av anestesi og kirurgisk inngrep.

5. Induksjon av anestesi, intubasjon og mekanisk ventilasjon (TID: 15 min)

  1. Forbered utstyret for IV-tilgang og intubasjon.
  2. Påfør PO-sonden på en baklem for overvåking av oksygenering og HR under induksjon av anestesi og intubasjon.
  3. Sørg for at personen holder den svøpte grisungen stille og rolig. Sørg for at person to setter inn et perifert intravenøst kateter i en ørevene. Skyll kateteret med ca. 1 ml vanlig saltvann for å bekrefte plassering. Fest kateteret med tape.
  4. Injiser en bolusdose fentanyl og pentobarbital i ørevenen (som beskrevet i trinn 1.1). Skyll kateteret med 1 ml vanlig saltvann. Sjekk at smågrisen er bedøvet ved å vurdere abstinensrefleksene.
  5. Sørg for at personen plasserer smågrisen i den bakre posisjonen. Åpne munnen, og trekk tungen ut med en 10 cm x 10 cm gasbindpinne. Hold strupehodet i en rett linje.
  6. Sørg for at person to bruker laryngoskopet (se materialfortegnelse) for å løfte tungen. Advance laryngoskopet for å løfte epiglottis og visualisere stemmebåndene. Før endotrakealrøret (ETT, se materialfortegnelse) gjennom stemmebåndene.
    MERK: Bruk av en ETT med håndjern kan gjøre fremgangen til ETT gjennom stemmebåndene mer utfordrende. Hvis intubasjon er vanskelig, er det spesielt viktig å se grisens vitale tegn. Hvis vitalitetene faller, legg en maske over grisens snute, koble masken til en selvoppblåsende pose og ventiler grisen manuelt til vitalitetene normaliserer. Prøv deretter å intubere igjen. Hvis det fortsatt er utfordrende, bør du vurdere å gi en ekstra dose pentobarbital. I sjeldne tilfeller (f.eks. øvre luftveisanomali) bør trakeostomi utføres. Men med erfarne medarbeidere er intubasjon vanligvis lett utført.
  7. Koble ETT til en selvoppblåsende pose (se materialfortegnelse), og start den manuelle ventilasjonen.
  8. Bekreft korrekt ETT-plassering ved 1) bilateral og symmetrisk bryststigning ved ventilasjon, 2) bilaterale og symmetriske pustelyder over lungefeltene uten lyd av luftinngang over epigastriet, 3) SpO2 - og HR-responser og 4) kondensering inne i ETT. Den utgåtte CO2 kan også måles (semi) kvantitativt hvis du er i tvil.
  9. Blås opp ETT-mansjetten. Fest ETT på en dybde på 12-13 cm (for en 2 kg gris) med tape som er delt i lengderetningen i to. Draper båndet rundt den delen av ETT umiddelbart distalt til fortennene, og fortsett rundt snuten.
  10. Fortsett å ventilere smågrisen manuelt til den overføres til det kirurgiske inngrepsbordet der den er koblet til en mekanisk ventilator. På bordet kobler du ETT til den mekaniske ventilatoren (se materialfortegnelse) med følgende innstillinger: P Insp = 15-20 cm H 2 O, Peep = 5,0 cmH2O, Flow Insp = 8,0 L/min, Frekvens = 30 bpm og TInsp = 0,34 s.
    MERK: Hvis smågrisen har SpO 2 <90%, kan PInsp og frekvensen økes til SpO2 er ≥90%. Ekstra oksygen kan brukes hvis gjenopplivingsprotokollen ikke innebærer sammenligning av forskjellige FiO2-er.
  11. Plasser et rektalt termometer, og fest det med kirurgisk tape rundt grisens hale.
  12. Oppretthold grisungens temperatur (38,5-39,0 °C) med varme tepper/håndklær drapert rundt grisungen som et rede, ved å justere temperaturen på varmemadrassen under grisungen og/eller ved å fylle gummihansker / latexhansker med varmt vann fra springen og plassere dem i håndklærne rundt smågrisen. Se temperaturen på smågrisen under det kirurgiske inngrepet, og utfør temperaturstabiliserende tiltak etter behov.

6. Kirurgisk inngrep (TID: 20 min)

  1. Klargjør alt nødvendig utstyr, og fyll alle katetrene med vanlig saltvann (figur 1). Skriv ned tiden det kirurgiske inngrepet starter på CRF.
  2. Steriliser huden på den bedøvede grisungen med 5 mg / ml farget klorhexidin ved bruk av 3-5 kirurgiske svamper.
  3. Lag et 2,5 cm langt hudsnitt på høyre side av grisens nakke ved hjelp av en skalpell.
  4. Bruk øyelokkretraktorer for å trekke inn huden på begge sider av snittet.
  5. Bruk arterietang for å dissekere og eksponere vena jugularis interna (figur 2).
  6. Plasser to nylon 3-0 suturtråder under halsvenen for å holde den stabil.
  7. Hold en av suturene i den ene hånden og det sentrale venekateteret i den andre (figur 3). Sett inn det sentrale venekateteret, og trekk ut kanylen.
  8. Bind en av suturtrådene som ble brukt til å holde venen rundt venen (og kateteret) i området der kateteret er inne i venen (figur 4).
    MERK: Pass på at holdesuturen ikke er bundet for tett rundt kateteret, og at knuten er proksimal til kateterets distale spiss.
  9. Skyll med 1 ml vanlig saltvann for å bekrefte riktig plassering av kateteret.
  10. Lukk huden med absorberbare 4-0 suturer.
  11. Koble fentanyl 50 μg/kg/time og en balansert karbohydrat-elektrolyttløsning (10 mg/ml glukose, se materialtabell) til det sentrale venekateteret.
  12. Lag et 2,5 cm langt hudsnitt på venstre side av grisens nakke ved hjelp av en skalpell. Gjør snittet litt mer medialt enn snittet på høyre side av nakken.
  13. Bruk øyelokkretraktorer for å trekke inn huden på begge sider av snittet.
  14. Deretter bruker arterietang for å dissekere og eksponere arteria carotis communis (medialt til musculus sternocleidomastoid).
  15. Plasser to nylon 3-0 suturtråder under den felles halspulsåren for å holde den stabil.
  16. Hold en av suturene i den ene hånden og det sentrale arterielle kateteret i den andre. Sett inn det sentrale arterielle kateteret, og trekk ut nålen.
  17. Bind en av suturtrådene som ble brukt til å holde arterien rundt arterien (og kateteret) i området der kateteret er inne i arterien.
    MERK: Pass på at holdesuturen ikke er bundet for tett rundt kateteret, og at knuten er proksimal til kateterets distale spiss.
  18. Skyll med 1 ml vanlig saltvann for å bekrefte riktig plassering av kateteret.
  19. Bruk absorberbare 4-0 suturer for å feste katetervingene til huden og lukke huden.
  20. Koble til invasiv arteriell BP-overvåking (se materialfortegnelse), og start registreringen ved hjelp av datainnsamlings- og analyseprogramvaren.
    MERK: Forsikre deg om at den invasive arterielle BP-transduseren er kalibrert på hjertenivå for å få riktige BP-avlesninger.
  21. Dekk med en gjennomsiktig dressing. Nå er det sentrale arteriekateteret på plass.
  22. Skriv ned på CRF tiden operasjonen avsluttet.

7. Stabilisering (TID: Minimum 1 time, men så lenge som nødvendig for å stabilisere grisungen etter operasjonen og for personalet å forberede seg på induksjon av asfyksi)

  1. Koble smågrisen til EKG-overvåkingsutstyret (se materialfortegnelse).
    1. Barber og fjern håret etter behov før du plasserer elektrodene. Plasser to elektroder på hver side av thorax-på mediale siden av hver øvre lem. Plasser den tredje elektroden på venstre side av navlestrengen.
    2. Koble ledningene til elektrodene, og start opptaket ved hjelp av datainnsamlings- og analyseprogramvaren.
  2. Koble smågrisen til en ikke-invasiv CO-overvåkingsenhet (se materialfortegnelse).
    1. Barber og fjern håret etter behov før du plasserer elektrodene (se materialfortegnelse). Plasser den første elektroden på toppen av grisens hode, like bak øynene, den andre på venstre side av nakken, den tredje på venstre side av magen, midaxillær på navlestrengens nivå og den fjerde elektroden på venstre lår.
    2. Fyll ut relevant informasjon på enheten, og start opptaket. På grunn av begrenset internminne, juster samplingsfrekvensen i henhold til eksperimentets varighet.
  3. Koble smågrisen til NIRS-overvåking.
    1. Barber og fjern håret etter behov før du plasserer elektrodene. Plasser NIRS-elektrodene (se materialfortegnelse) på toppen av grisens hode, bak den ikke-invasive CO-elektroden, og fest med ikke-gjennomsiktig tape for å beskytte mot lys.
  4. Koble smågrisen til ekstra overvåkingsutstyr hvis aktuelt, og utfør ekkokardiografi hvis dette er en del av den eksperimentelle protokollen.
  5. Plasser smågrisen i en komfortabel stilling, helst utsatt.
  6. Utfør målingene og registreringene, og registrer på CRF i stabiliseringsperioden (se trinn 2).
  7. Vær oppmerksom på smågrisen med hensyn til temperatur, SpO2, HR, BP og rystelser i stabiliseringsperioden. Juster mekaniske ventilatorinnstillinger og smågrisens temperatur, og gi ekstra anestesi etter behov.

8. Induksjon av asfyksi og hjertestans (TID: 15-60 min, varierer mellom grisene)

MERK: Alt involvert personell må kjenne sine roller før induksjon av asfyksi.

  1. Bestem deg for et tidspunkt for å starte asfyksien (basert på varigheten av stabilisering og tilgjengeligheten av personell), og skriv dette ned på CRF.
  2. Skriv ned de fysiologiske målingene av smågrisen på CRF, og ta blodprøver like før induksjon av asfyksi.
  3. Stopp fentanyl IV rett før starten av asfyksi.
  4. For å starte asfyksien, vri oksygenhjulet på den mekaniske ventilatoren til 100%, og bytt oksygenslangen på ventilatoren til asfyksigassen (8% O 2, 92% N2).
  5. Reduser respiratorfrekvensen med 10 oppblåsninger/min.
  6. Forsikre deg om at grisens SpO2 faller for å sikre at induksjonen er vellykket.
  7. Etter 10 min med asfyksi, reduser respiratorfrekvensen med ytterligere 10 oppblåsninger/min.
  8. Etter 10 min av asfyksi, og deretter hver 5. min, ta syrebasestatusen, og skriv ned de fysiologiske målingene av smågrisen på CRF. Fortsett til hjertestans.
  9. Etter 20 min asfyksi, reduser respiratorfrekvensen med ytterligere 10 oppblåsninger/min.
  10. Etter 30 minutter med asfyksi, klem ETT med arteriell tang.
  11. Når MAP faller under 20 mm Hg, starter kontinuerlig auskultasjon av hjertet.
    MERK: Hjertestans er definert som en ikke-hørbar hjerterytme ved auskultasjon og / eller tap av arteriell linjepulsasjon. Vær oppmerksom på at pulsløs elektrisk aktivitet (PEA) på EKG kan forekomme.
  12. Sørg for at personen en auskultates hjertet. Ring høyt når hjerteslagene ikke er hørbare lenger (hjertestans) mens du fjerner ETT-klemmen. Sørg for at person to bytter asfyksigasslangen på ventilatoren tilbake til oksygenutløpet. Registrer tidspunktet for hjertestans på CRF, og start en tidtaker.
  13. Sett FiO 2 som tildelt etter protokoll (i denne studien ble grisene randomisert til å motta en FiO2 på 0,21 eller 1,0). Still inn ventilatorinnstillingene som følger: P Insp = 30 cm H 2 O, Peep= 5,0 cmH2O, Flow Insp = 8,0 L/min, Frekvens = 40 bpm og TInsp = 0,34 s.
  14. Ta blodprøver fra tidspunktet for hjertestans, som beskrevet i trinn 2.5.

9. Hjerte-lunge-redning (HLR) (TID: 0-15 min)

MERK: HLR kan utføres i henhold til International Liaison Committee on Resuscitation (ILCOR) retningslinjer28, med et 3: 1 brystkompresjonsforhold til ventilasjonsforhold eller forskjellige forhold mellom brystkompresjoner og ventilasjoner avhengig av målet med studien.

  1. Hvis du bruker ILCOR-anbefalt 3:1 HLR, utfører du følgende trinn.
    1. Mekanisk ventilere grisen i 30 s etter hjertestans. Start deretter brystkompresjonene, og sikte på et 3: 1 brystkompresjons- til ventilasjonsforhold.
      MERK: Siden ventilatoren utfører ventilasjonene og ikke en person, kan brystkompresjonene og ventilasjonene noen ganger være samtidige/ukoordinerte.
    2. Komprimer brystet til en dybde på 1/3 av thoracic anteroposterior diameter, la full brystrekyl, og bruk to-tommelen omkransende hender teknikk. Ta sikte på å generere et systolisk arterielt trykk ≥20 mm Hg.
    3. Administrer adrenalin (0,02-0,03 mg / kg) IV etter 30 s brystkompresjoner og deretter hvert 3. minutt med HLR (maksimalt fire doser). Skyll med 1 ml vanlig saltvann etter hver adrenalinadministrasjon.
  2. Bestem ROSC ved å observere arterielle BP-sporinger og EKG, og bekreft ved hjerteauskultasjon. Definisjonen av ROSC er en stabil, uassistert HR ≥100 bpm.
  3. Fortsett gjenopplivingsarbeidet til ROSC eller i maksimalt 15 minutter. Hvis HLR ikke lykkes innen 15 minutter, stopp gjenopplivningsarbeidet, oppgi dødstidspunktet og registrer på CRF.
  4. Hvis gjenopplivingsarbeidet er vellykket, skriv ned på CRF tidspunktet for ROSC, varigheten av HLR i sekunder og antall administrerte adrenalindoser.
  5. Ta blodprøver og CRF-registreringer så snart etter ROSC som mulig, og fortsett registreringene som beskrevet i trinn 2 i ytterligere 9,5 timer (570 min).

10. Post-ROSC observasjon (TID: 9,5 timer)

  1. Gjenoppta fentanyl i.v. infusjon, initialt ved 25 mikrogram/kg/time, og titrer i henhold til kliniske effekter/krav.
    MERK: Under og etter asfyksi reduseres metabolismen, derav den lavere dosen av fentanyl IV. Noen grisunger kan imidlertid trenge høyere infusjonshastigheter, og det er derfor viktig å observere grisens vitalitet og reflekser.
  2. Overvåk forsiktig smågrisen i 9,5 timer. Juster de mekaniske ventilatorinnstillingene etter behov for å holde SpO 2 ≥90% og opprettholde normokapnia (temperaturjustert partialtrykk av CO 2 (pCO2) på 5-7,5 kPa).
  3. Hold smågrisens temperatur på 38,5-39,0 °C, og utfør temperaturkorrigerende tiltak som angitt.
    MERK: Grisungene har en tendens til å bli hypoterme under og etter asfyksi.
  4. Ta prøver og CRF-registreringer på forhåndsbestemte tidspunkter som diktert av CRF (trinn 2).
  5. Ved 9,5 timer etter ROSC-observasjon, avlive smågrisen (trinn 11).
    MERK: Noen grisunger overlever kanskje ikke hele 9,5 timer etter ROSC-observasjon. Hvis grisen viser tegn på betydelig nød og forverret tilstand, utfør eutanasi tidligere.

11. Eutanasi (TID: 10 min)

  1. Forbered disseksjonsbordet med nødvendig kirurgisk utstyr, hetteglass for å lagre vevsprøvene og flytende nitrogen for å snap-fryse prøvene.
  2. Samle inn prøvene på slutten av studien (570 min) som beskrevet i trinn 2.
  3. Administrer IV pentobarbital 150 mg / kg. Utfør disseksjon, plasser organprøvene i merkede kryogene rør og snap-frys i flytende nitrogen. Oppbevar en hjernehalvdel i formalin om ønskelig.
  4. Plasser prøvene fra forsøket (fullblods-, plasma-, urin-, CSF- og organprøver) i en fryser på −80 °C, eller oppbevar på annen måte som diktert av de planlagte analysene.

Figure 1
Figur 1 Sterilt bord med kirurgisk verktøy. De kirurgiske verktøyene tilberedes og oppbevares på et sterilt bord før nakkeoperasjonen starter. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2 Vena jugularis interna. Den indre halsvenen etter at den har blitt dissekert fri og eksponert. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3 Innsetting av sentralt venekateter. Suturtrådene holdes like før innsetting av det sentrale venekateteret. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 4
Figur 4 Suturer for sikring av sentralt venekateter. Suturene er bundet rundt venen (og kateteret) for å sikre kateteret inne i venen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Representative Results

Etter at smågrisene er instrumentert og stabilisert, samles EKG- og BP-målinger kontinuerlig inn ved hjelp av en datainnsamlings- og analyseprogramvare. De hemodynamiske forandringene under asfyksi kan lett sees i programvaren (figur 5). BP faller gradvis under asfyksi til hjertestans når BP = 0. Etter at ROSC er oppnådd, øker BP, og etter en tid normaliseres det igjen. BP- og EKG-dataene kan brukes til ulike typer analyser, for eksempel beregning av koronar perfusjonstrykk under HLR og endringer i BP- og EKG-rytme og morfologi før, under og/eller etter asfyksi.

Hjerteslagvolum og hjerteindeks overvåkes kontinuerlig med impedanskardiografi (en ikke-invasiv måling av hjertets utgangspunkt)21. For å studere hjerteskade måles myokardmarkører for oksidativt stress og anaerob metabolisme19. I tillegg kan hjerteenzymer, inkludert hjertetroponin T, måles i plasma (resultater ennå ikke publisert).

Asfyksien endrer grisens fysiologi. Figur 6 viser et eksempel på hvordan HR (figur 6A), MAP (figur 6B), pH (figur 6C), pCO2 (figur 6D), baseoverskudd (figur 6E) og laktat (figur 6F) endres gjennom hele eksperimentet. Som forventet reduseres MAP, pH og baseoverskudd under asfyksi, mens pCO2 og laktat øker (blandet respiratorisk og metabolsk acidose). Mot slutten av eksperimentet normaliseres verdiene.

Historisk ble eksperimenter utført med trakeostomiserte grisunger 11,13,15,16,19 (dvs. med lekkasjefrie luftveier). For å begrense kirurgisk stress ble grisungene endotrakealt intubert med ikke-håndjern i forsøk fra 2019. I disse forsøkene bledet observert 21 spesielt lavere ROSC-rater. I nyere eksperimenter sammenlignet vi derfor ROSC-priser ved bruk av uncuffed versus cuffed ETTs. Ved bruk av ETT uten håndjern oppnådde 7/19 grisunger ROSC, og ved bruk av ETT-er i håndjern oppnådde 5/5 grisunger ROSC (p = 0,012) (upubliserte resultater). Dette funnet støtter viktigheten av en lekkasjefri luftvei i denne modellen.

Figure 5
Figur 5: Kontinuerlig datasampling ved hjelp av datainnsamlings- og analyseprogramvaren. Et eksempel på hvordan kontinuerlig dataprøvetaking ser ut i datainnsamlings- og analyseprogramvaren. (A) BP for hele eksperimentet. (B) Beat-to-beat-komplekser av BP og EKG. Ulike deler av forsøket er markert i panel (A): 1) start av asfyksi, 2) hjertestans og HLR, 3) ROSC. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 6
Figur 6: Endringer i kardiovaskulære og metabolske variabler gjennom hele forsøket. En demonstrasjon av hvordan ulike variabler endres gjennom eksperimentet. De seks tidspunktene som vises er som følger: like før oppstart av hypoksi (baseline), 10 min hypoksi, hjertestans, ROSC, 120 min post ROSC og studieslutt (570 min post ROSC). (A) Hjertefrekvens (HR), (B) gjennomsnittlig arterielt trykk (MAP), (C) pH, (D) partialtrykk av CO 2 (pCO2), (E) baseoverskudd og (F) laktat. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Discussion

Denne smågrismodellen er tidkrevende og teknisk utfordrende, med flere kritiske trinn. En fin balanse i medisinene, kirurgiske inngrep og metoden for å indusere hjertestans er nødvendig for å sikre en rimelig overlevelse. Siden protokollen er av relativt lang varighet og inneholder flere kritiske trinn, krever gjennomføringen av forsøkene grundig forberedelse og et dedikert og velfungerende team, og forsøkene bør gjennomføres i anlegg som har erfaring med stordyreforsøk. Våre forskerteam har utført eksperimenter på en til tre grisunger parallelt. Det anbefales å ha minst to personer til stede til enhver tid under forsøkene og minst tre personer hvis forsøkene skal gjennomføres med tre grisunger samtidig.

Spesielt kritiske og teknisk utfordrende deler av eksperimentene inkluderer følgende: 1) å sørge for at alt utstyr fungerer og at alle dataprøvetakingsverktøyene er tilgjengelige, fungerer og kalibreres; 2) god og tilfredsstillende mekanisk ventilasjon, spesielt før asfyksi og under HLR; 3) kirurgisk inngrep; 4) induksjon av asfyksi; 5) konstatere hjertestans; 6) HLR; og 7) prøvetaking av prøver, spesielt på tidskritiske punkter som hjertestans og ROSC. De mest kritiske trinnene i protokollen er induksjon av asfyksi og fastsettelse av hjertestans. I de første forsøkene ble CO2 tilsatt asfyksigassen for å etterligne den blandede respiratoriske og metabolske acidosen av perinatal asfyksi 10,11,13,14,15,16,20. I senere eksperimenter 7,21,22 hvor CO 2 -gass ikke var tilgjengelig, ble imidlertid reduksjonen av den mekaniske ventilasjonshastigheten etterfulgt av klemming av ETT etter 20-30 minutter også observert å resultere i blandet respiratorisk og metabolsk acidose. Høye CO2 -nivåer ved hjertestans er ikke bare viktig for å etterligne den kliniske situasjonen, men kan også påvirke ROSC. Årsaken til dette kan være at hjertestans ser ut til å oppstå ved en spesifikk pH, og pH er avhengig av både laktat og CO2. Siden hyperkapnia lettere reverseres enn melkesyreacidose, kan overveiende respiratorisk versus metabolsk acidose bestemme hvor raskt grisene gjenoppretter fra asfyksien. Andre grismodeller av perinatal asfyksi eller HIE starter ofte reoksygenering/gjenopplivning før hjertestans, vanligvis i henhold til MAP-verdier eller varigheten av asfyksi (f.eks. 45 min asfyksi 29, 2t asfyksi 30, MAP på 20 mmHg31, MAP på 30-35 mmHg 30, MAP 70% under baseline29,32). Fordelen med denne modellen er at ved å indusere hjertestans er det mulig å studere neonatal HLR og prøvedata før, under og rett etter hjertestans. Spesielt kan det tilfeldige funnet at en betydelig andel av grisene har PEA 7,33 under hjertestans, øke anvendeligheten av modellen utover perinatologifeltet 34.

Gjennom årene har modellen blitt raffinert for å minimere smågriseksponering for beroligende midler og kirurgisk inngrep og forbedre dataprøvetaking og registreringer. Tidligere protokoller 10,11,13,14,15,16,20 inkluderte induksjon av anestesi med sevofluran. Dette er nå forlatt, da den nåværende protokollen innebærer direkte etablering av IV-tilgang gjennom en ørevene og IV-medisiner. Dette er mulig da smågrisplager unngås ganske enkelt ved å svøpe grisungen i et håndkle før perifert intravenøs kateterinnsetting av en utdannet leverandør. Midazolam ble også brukt i de første eksperimentelle protokollene; Den subjektive vurderingen til forskeren (R.S.) som utførte de aller fleste obduksjonene, var imidlertid at hjernen var i dårligere tilstand under obduksjonen dersom midazolam ble brukt som kontinuerlig infusjon. Derfor bruker vi nå bare fentanyl IV for å opprettholde anestesi. Midazolam kan brukes i bolusdoser hvis grisungen viser tegn til ubehag og fentanyl og/eller pentobarbital ikke viser noen effekt. Men vi har nesten aldri måttet administrere den.

Når det gjelder andre forbedringer, ble grisene i tidligere eksperimenter trakeostomisert med et tett sikret endotrakealrør plassert gjennom et subglottisk snitt. Denne prosedyren gir en lekkasjefri luftvei, men forårsaker kirurgisk stress for grisen. På den annen side, på grunn av grisens større øvre luftveier, er endotrakeal intubasjon forbundet med betydelig lekkasje ved bruk av ikke-håndjern ETT. Derfor har vi begynt å bruke mansjettjern ETT, noe som har resultert i null lekkasje og betydelig høyere ROSC-rater, sammenlignbare med forsøk med trakeostomiserte grisunger. Videre er det gjort noen justeringer med hensyn til datautvalg. Noen av de tidligere forsøkene 7,19,22,33,35,36 involverte bruk av en strømningssonde plassert rundt venstre arteria carotis communis. Denne strømningssonden har ikke vært lett tilgjengelig ved vårt institutt i Oslo de siste årene. Vårt laboratorium i Edmonton bruker fortsatt en carotisstrømningssonde, og bruken av den kan gi verdifulle ytterligere hemodynamiske data til modellen. Noen få tidligere eksperimenter involverte også bruk av et trykkvolumkateter plassert i venstre ventrikkel ved å føre det gjennom en av karottidene. Administrering av brystkompresjoner forvirret trykkvolumkateterregistreringene og forårsaket i noen tilfeller til og med katetersvikt og brudd. Dermed ble bruken forlatt i arrestasjonsmodellen. Nylig har ikke-invasive CO-monitorer blitt lagt til protokollen, og vi fokuserer på å optimalisere EKG-signalene ved hjertestans og HLR, da de kan gi verdifull informasjon om EKG-morfologi og PEA. Endelig har observasjonstiden etter ROSC blitt utvidet fra 4 timer til 9,5 timer, fordi 4 timer er for kort til å kunne oppdage histopatologiske forandringer, celledød og endringer i noen biomarkører.

En av de viktigste begrensningene i denne modellen, og bruken av smågris generelt som translasjonsmodell, er at i motsetning til HLR på fødestuen, har den postnatale hjerte-lungeovergangen allerede funnet sted hos grisene. Det er usannsynlig at grisungene har åpne fosterets kardiovaskulære shunter og høyt lungetrykk, slik tilfellet ville være hos en kvalt nyfødt. Selv om en studie av Fugelseth et al.37, som brukte en tidligere versjon av denne grisasfyksimodellen (ikke hjertestans), viste at vaskulære shunter sannsynligvis vil gjenåpne i grisene under asfyksi, kan deres respons på ventilasjon og hemodynamisk støtte variere. Derfor kan fysiologiske målinger ikke alltid være representative for en overgang menneskelig nyfødt. Noen anatomiske forskjeller mellom smågris og nyfødt er også til stede, for eksempel de større øvre luftveiene i grisene, som forårsaker ETT-lekkasje (noe som betyr at det er viktig å bruke mansjetterte ETT) og høyere basaltemperatur.

Til tross for disse begrensningene er det en lang tradisjon i det globale forskningsmiljøet for å bruke smågris som en translasjonsmodell for perinatal asfyksi. Grisen ligner på mennesker når det gjelder anatomi, fysiologi, histologi, biokjemi og betennelse38, og bortsett fra lavere fødselsvekter ved termin (1,5-2,5 kg), har den nyfødte grisen ganske lik størrelse som den menneskelige nyfødte. Størrelsen og anatomien muliggjør instrumentering, overvåking, avbildning og innsamling av biologiske prøver som kan sammenlignes med den menneskelige nyfødte. Denne modellen tillater også gjenopplivningsstudier, da brystkompresjoner er relativt enkle å utføre på samme måte som hos nyfødte mennesker, og griser har hjerteanatomi og fysiologi som ligner på mennesker39, inkludert koronar blodfordeling, blodtilførsel til ledningssystemet, myokardets histologiske utseende og biokjemiske og metabolske responser på iskemisk skade40. En annen viktig faktor er at den nyfødte grisungen har sammenlignbar perinatal hjerneutvikling til den menneskelige nyfødte41, og asfyksi resulterer i en biokjemisk respons med hyperkapnia og blandet respiratorisk og metabolsk acidose, som ligner den hos den kvalt nyfødte.

For å konkludere, er denne modellen av perinatal asfyksi teknisk utfordrende og tidkrevende. Det gir imidlertid verdifull informasjon om de fysiologiske og hemodynamiske endringene under perinatal asfyksi, muliggjør neonatale gjenopplivningsstudier, og gir verdifull informasjon om de fysiologiske endringene før, under og etter hjertestans, som også kan være av interesse for andre forskningsområder i medisin bortsett fra perinatologi.

Disclosures

Forfatterne har ingen interessekonflikter som er relevante for denne artikkelen å opplyse.

Acknowledgments

Vi vil gjerne takke alle stipendiater og forskere som har bidratt til å etablere, utvikle og foredle denne smågrismodellen for perinatal asfyksi og hjertestans i våre anlegg. Vi takker de ansatte ved dyreforsøksfasilitetene ved Institutt for kirurgisk forskning og Institutt for komparativ medisin, Universitetet i Oslo, Norge, og forskningsteknikere ved University of Alberta, Edmonton, Canada, for samarbeidet gjennom årene. Vi takker Forskerlinjen ved Universitetet i Oslo, Norges forskningsråd og Norsk selskap for krybbedød og dødfødsel for økonomisk støtte til denne publikasjonen.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Acid-base machine (ABL 800 Flex) Radiometer Medical ApS, Brønshøj, Denmark 989-963
AcqKnowledge 4.0 software for PC Biopac Systems Inc., Goleta, CA, USA ACK100W
Adhesive aperture drape OneMed Group Oy, Helsinki, Finland 1505-01
Adrenaline (1 mg/mL) Takeda AS, Asker, Norway Vnr 00 58 50 Dilute 1:10 in normal saline to 0.1 mg/mL
Arterial cannula 20 G 1,10 mm x 45 mm Becton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Sweden 682245
Arterial forceps Any
Asphyxia gas, 8% oxygen in nitrogen Linde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norway 110093
Benelyte, 500 mL Fresenius Kabi, Norge AS, Halden, Norway 79011
Biopac ECG and invasive blood pressure modules, Model MP 150 Biopac Systems Inc., Goleta, CA 93117, USA ECG100C, MP150WSW
Box of cardboard for sample storage Syhehuspartner HF, Oslo, Norway 2000076
Cannula , 23G x 1 1/4"- Nr.14 Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain 300700
Cannula, 18G x 2" Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain 301900
Cannula, 21G x 1 1/2"- Nr.2 Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain 304432
Centrifuge (Megafuge 1.0R)  Heraeus instruments, Kendro Laboratory Products GmbH, Hanau, Germany 75003060
Chlorhexidin colored 5 mg/mL Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway 00 73 24
Combi-Stopper B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4495101
CRF form Self-made
Desmarres eyelid retractor 13 cm x 18 mm Any
Digital Thermometer ama-digit ad 15 th Amarell, Kreuzwertheim, Germany 9243101
ECG electrodes, Skintact Leonhard Lang, Innsbruck, Austria FS-TC1 /10
Electric heating mattress Any
Extension set Codan Medizinische Geräte GmbH & Co KG, Lensahn, Germany 71.4021
Fentanyl (50 µg/mL) Hameln, Saksa, Germany 00 70 16
Fine wood chips Any
Finnpipette F1, 100-1000 µL VWR, PA, USA 613-5550
Fully equipped surgical room
Gas hose Any
Gauze swabs 5 cm x 5 cm Bastos Viegas,.a., Penafiel, Portugal
Heparin, heparinnatium 5000 IE/a.e./mL LEO Pharma AS, Ballerup, Denmark 46 43 27
HighClean Nonwoven Swabs, 10 cm x 10 cm Selefa, OneMed Group Ay, Helsinki, Finland 223003
ICON  Osypka Medical GmbH, Berlin, Germany Portable non-invasive cardiometer
ICON electrodes/ECG electrodes, Ambu WhiteSensor WSP25 Ambu A/S, Ballerup, Denmark WsP25-00-S/50
Infusomat Space medical pump B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 8713050
Invasive blood pressure monitoring system Codan pvb Critical Care GmbH, Forstinning, Germany 74.6604
Laryngoscope SunMed Greenlinen blade No 2  KaWe Medical, Asperg, Germany
Leoni plus mechanical ventilator  Löwenstein Medical SE & Co. KG, Bad Ems, Germany
Liquid nitrogen 230 L Linde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norway 102730
Microcentrifuge tubes, 1.5 ml Forsyningssenteret, Trondheim, Norway 72.690.001
Microcuff endotracheal tube, size 3.5 Avanos, GA, USA 35162
Needle holder Any
Neoflon, peripheral venous catheter, 24 G 0.7 mm x 19 mm Becton Dickinson Infusion Therapy AB, Helsingborg, Sweden 391350
Neonatal piglets 12-36 h of age As young as possible
NIRS electrodes, FORE-SIGHT Single Non-Adhesive Sensor Kit Small Cas Medical systems Inc., Branford Connecticut, USA 01-07-2000
NIRS machine, FORE-SIGHT Universal, Cerebral Oximeter MC-202, Benchtop regional oximeter FORE-SIGHT Cas Medical systems Inc., Branford Connecticut, USA 01-06-2020 May also use INVOS, Covidien
Normal saline, NaCl 9 mg/mL, 500 mL. Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway Vare nr. 141387 Unmixed
Normal saline, NaCl 9 mg/mL, 500 mL. Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway 141388 For IV blood pressure monitoring, add heparin (0.2 ml heparin 5000 IE/a.e./mL in 500 mL of 0.9% NaCl)
Nunc Cryogenic Tubes 1.8 mL VWR, PA, USA 479-6847
Original Perfusor Line, I Standard PE B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 8723060
Oxygen saturation monitor, MasimoSET, Rad 5 Masimo, Neuchâtel, Switzerland 9196
Oxygen saturation monitor, OxiMax N-65 Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA N65-PDN1
Pentobarbital (100 mg/mL) Norges Apotekerforening, Oslo, Norway Pnr 811602
Pipette tips VWR, PA, USA 732-2383
Plastic container with holes Any Has to allow for circulation of air
Printer labels B-492, hvit, 25 mm x 9 mm, 3000 labels VWR, PA, USA BRDY805911 For nunc tubes
Razor, single use disposable Any
Rubber gloves Any
Rubber hot water bottles Any
Self-inflating silicone pediatric bag 500 ml Laerdal Medical, Stavanger, Norway 86005000
Smallbore T-Port Extension Set B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 471954
Sterile surgical gloves latex, Sempermed supreme Semperit Technische Produkte Ges.m.b.H., Vienna, Austria size 7: 822751701 Different sizes
Stethoscope  Any
Stopcocks, 3-way, Discofix B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 16494C
Stylet size 3.5  Any
SunMed Greenlinen laryngoscope blade No 2  KaWe Medical, Asperg, Germany
Surgical blade, size 15 Swann Morton LTD, Sheffield England 205
Surgical forceps Any
Surgical scissors Any
Surgical sponges, sterile Mölnlycke Health Care, Göteborg, Sweden C0130-3025
Surgical swabs Mölnlycke Health Care, Göteborg, Sweden 159860-00
Surgical tape Micropore 2.5 cm x 9.1 m  3M Norge AS, Lillestrøm, Norway 153.5
Suture, Monsoft Monofilament Nylon 3-0 Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA SN653
Suture, Polysorb Braided Absorbable Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA GL884
Syringe 0.01-1 mL Omnifix F Luer Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 9161406V Used for acid base blood sampling. Flush with heparin
Syringe 10 mL Omnifix Luer Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4616103V
Syringe 2.5 mL BD Plastipak Beckton Dickinson S.A., Madrid, Spain 300185 Used for blood sampling. Flush with heparinized NaCl
Syringe 20 mL Omnifix Luer Loc Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4617207V
Syringe 20 mL Omnifix Luer Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4616200V
Syringe 5 mL Omnifix Luer Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4616057V
Syringe 50 mL Omnifix Luer Lock Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4617509F
Syringe 50 mL Omnifix Luer Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4616502F
Table drape sheet, asap drytop Asap Norway AS, Skien, Norway 83010705
Tape Tensoplast 2.5 cm x 4.5 m  BSN Medical, Essity Medical Solutions, Charlotte, NC, USA 66005305, 72067-00
Timer Any
Towels Any
Transparent IV-fixation Mediplast AB, Malmö, Sweden 60902106
Ultrasound gel Optimu Medical Solutions Ltd. Leeds, UK 1157
Ultrasound machine, LOGIQ e GE Healthcare, GE Medical Systems, WI, USA 5417728-100
Utility drape, sterile OneMed Group Oy, Helsinki, Finland 1415-01
Vacuette K3E K3EEDTA 2mL Greiner Bio-One GmbH, Kremsmünster, Austria 454222
Venflon Pro Safety 22 G 0.9 mm x 25 mm Becton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Sweden 393222
Ventilation mask made to fit tightly around a piglet snout Any Typically cone shaped
Weight Any

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Perin, J., et al. regional, and national causes of under-5 mortality in 2000-19: An updated systematic analysis with implications for the Sustainable Development Goals. The Lancet Child & Adolescent Health. 6 (2), 106-115 (2022).
  2. United Nations. Transforming our World: The 2030 Agenda for Sustainable Development. United Nations. , Geneva, Switzerland. (2015).
  3. Sarnat, H. B., Sarnat, M. S. Neonatal encephalopathy following fetal distress. A clinical and electroencephalographic study. Archives of Neurology. 33 (10), 696-705 (1976).
  4. Volpe, J. J. Neonatal encephalopathy: An inadequate term for hypoxic-ischemic encephalopathy. Annals of Neurology. 72 (2), 156-166 (2012).
  5. Lee, A. C., et al. Neonatal resuscitation and immediate newborn assessment and stimulation for the prevention of neonatal deaths: a systematic review, meta-analysis and Delphi estimation of mortality effect. BMC Public Health. 11, Suppl 3 12 (2011).
  6. Saugstad, O. D. Reducing global neonatal mortality is possible. Neonatology. 99 (4), 250-257 (2011).
  7. Solevåg, A. L., et al. Non-perfusing cardiac rhythms in asphyxiated newborn piglets. PLoS One. 14 (4), 0214506 (2019).
  8. Saugstad, O. D., Aasen, A. O., Hetland, O. Plasma hypoxanthine levels in pigs during acute hypoxemia. A correlation between lactate and base deficit concentrations. European Surgical Research. 10 (5), 314-321 (1978).
  9. Rootwelt, T., Løberg, E. M., Moen, A., Øyasæter, S., Saugstad, O. D. Hypoxemia and reoxygenation with 21% or 100% oxygen in newborn pigs: Changes in blood pressure, base deficit, and hypoxanthine and brain morphology. Pediatric Research. 32 (1), 107-113 (1992).
  10. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Sonerud, T., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Brain inflammation induced by severe asphyxia in newborn pigs and the impact of alternative resuscitation strategies on the newborn central nervous system. Pediatric Research. 73 (2), 163-170 (2013).
  11. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Delayed onset of cardiac compressions in cardiopulmonary resuscitation of newborn pigs with asphyctic cardiac arrest. Neonatology. 99 (2), 153-162 (2011).
  12. Sachse, D., Solevåg, A. L., Berg, J. P., Nakstad, B. The role of plasma and urine metabolomics in identifying new biomarkers in severe newborn asphyxia: A study of asphyxiated newborn pigs following cardiopulmonary resuscitation. PLoS One. 11 (8), 0161123 (2016).
  13. Solevag, A. L., Dannevig, I., Nakstad, B., Saugstad, O. D. Resuscitation of severely asphyctic newborn pigs with cardiac arrest by using 21% or 100% oxygen. Neonatology. 98 (1), 64-72 (2010).
  14. Solevåg, A. L., Dannevig, I., Šaltytė-Benth, J., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Reliability of pulse oximetry in hypoxic newborn pigs. The Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 27 (8), 833-838 (2014).
  15. Solevåg, A. L., Dannevig, I., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Extended series of cardiac compressions during CPR in a swine model of perinatal asphyxia. Resuscitation. 81 (11), 1571-1576 (2010).
  16. Solevag, A. L., Dannevig, I., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Return of spontaneous circulation with a compression:ventilation ratio of 15:2 versus 3:1 in newborn pigs with cardiac arrest due to asphyxia. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 96 (6), 417-421 (2011).
  17. Dotinga, B. M., Solberg, R., Saugstad, O. D., Bos, A. F., Kooi, E. M. W. Splanchnic oxygen saturation during reoxygenation with 21% or 100% O2 in newborn piglets. Pediatric Research. 92 (2), 445-452 (2021).
  18. Solberg, R., et al. Resuscitation with supplementary oxygen induces oxidative injury in the cerebral cortex. Free Radical Biology and Medicine. 53 (5), 1061-1067 (2012).
  19. Solevåg, A. L., et al. Myocardial perfusion and oxidative stress after 21% vs. 100% oxygen ventilation and uninterrupted chest compressions in severely asphyxiated piglets. Resuscitation. 106, 7-13 (2016).
  20. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Lung injury in asphyxiated newborn pigs resuscitated from cardiac arrest - The impact of supplementary oxygen, longer ventilation intervals and chest compressions at different compression-to-ventilation ratios. The Open Respiratory Medicine Journal. 6 (1), 89-96 (2012).
  21. Berisha, G., Solberg, R., Klingenberg, C., Solevag, A. L. Neonatal impedance cardiography in asphyxiated piglets-A feasibility study. Frontiers in Pediatrics. 10, 804353 (2022).
  22. Solevåg, A. L., et al. Ventilation with 18, 21, or 100% oxygen during cardiopulmonary resuscitation of asphyxiated piglets: A randomized controlled animal trial. Neonatology. 117 (1), 102-110 (2020).
  23. The Three Rs. Norecopa. , Available from: https://norecopa.no/alternatives/the-three-rs (2022).
  24. Directive 2010/63/EU of the European Parliament and of the Council of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes. Official Journal of the European Union. , Available from: https://eur-lex.europa.eu/legal-content/EN/TXT/?uri=CELEX:32010L0063 (2010).
  25. Bovill, J. G., Sebel, P. S., Stanley, T. H. Opioid analgesics in anesthesia: With special reference to their use in cardiovascular anesthesia. Anesthesiology. 61 (6), 731-755 (1984).
  26. Hansen, D. D., Hickey, P. R. Anesthesia for hypoplastic left heart syndrome: Use of high-dose fentanyl in 30 neonates. Anesthesia & Analgesia. 65 (2), 127-132 (1986).
  27. Schieber, R. A., Stiller, R. L., Cook, D. R. Cardiovascular and pharmacodynamic effects of high-dose fentanyl in newborn piglets. Anesthesiology. 63 (2), 166-171 (1985).
  28. Wyckoff, M. H., et al. 2021 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations: Summary from the Basic Life Support; Advanced Life Support; Neonatal Life Support; Education, Implementation, and Teams; First Aid Task Forces; and the COVID-19 Working Group. Circulation. 145 (9), 645-721 (2022).
  29. Kyng, K. J., et al. A piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy. Journal of Visualized Experiments. (99), e52454 (2015).
  30. Cheung, P. Y., Gill, R. S., Bigam, D. L. A swine model of neonatal asphyxia. Journal of Visualized Experiments. (56), e3166 (2011).
  31. Manueldas, S., et al. Temporal patterns of circulating cell-free DNA (cfDNA) in a newborn piglet model of perinatal asphyxia. PLoS One. 13 (11), 0206601 (2018).
  32. Foster, K. A., et al. An improved survival model of hypoxia/ischaemia in the piglet suitable for neuroprotection studies. Brain Research. 919 (1), 122-131 (2001).
  33. Patel, S., et al. Pulseless electrical activity: A misdiagnosed entity during asphyxia in newborn infants. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 104 (2), 215-217 (2019).
  34. Best, K., Wyckoff, M. H., Huang, R., Sandford, E., Ali, N. Pulseless electrical activity and asystolic cardiac arrest in infants: Identifying factors that influence outcomes. Journal of Perinatology. 42 (5), 574-579 (2022).
  35. Hidalgo, C. G., et al. Sustained inflation with 21% versus 100% oxygen during cardiopulmonary resuscitation of asphyxiated newborn piglets - A randomized controlled animal study. Resuscitation. 155, 39-47 (2020).
  36. Solevåg, A. L., Schmölzer, G. M., Nakstad, B., Saugstad, O. D., Cheung, P. Y. Association between brain and kidney near-infrared spectroscopy and early postresuscitation mortality in asphyxiated newborn piglets. Neonatology. 112 (1), 80-86 (2017).
  37. Fugelseth, D., Satas, S., Steen, P. A., Thoresen, M. Cardiac output, pulmonary artery pressure, and patent ductus arteriosus during therapeutic cooling after global hypoxia-ischaemia. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 88 (3), 223-228 (2003).
  38. Welsh, M. J., Rogers, C. S., Stoltz, D. A., Meyerholz, D. K., Prather, R. S. Development of a porcine model of cystic fibrosis. Transactions of the American Clinical and Climatological Association. 120, 149-162 (2009).
  39. Cameron, D. E., Tam, V. K. H., Cheng, W., Braxton, M. Studies in the physiology of cardiopulmonary bypass using a swine model. Swine as Models in Biomedical Research. Swindle, M. M., Moody, D. C., Phillips, L. C. , Iowa State University Press. Ames, Iowa. 187-197 (1992).
  40. Barouxis, D., Chalkias, A., Syggelou, A., Iacovidou, N., Xanthos, T. Research in human resuscitation: What we learn from animals. The Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 25, Suppl 5 44-46 (2012).
  41. Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Human Development. 3 (1), 79-83 (1979).

Tags

Medisin utgave 191
En gris perinatal asfyksi modell for å studere hjerteskade og hemodynamikk etter hjertestans, gjenopplivning, og retur av spontan sirkulasjon
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Stenersen, E. O., Olsen, A.,… More

Stenersen, E. O., Olsen, A., Melheim, M., Solberg, R., Dannevig, I., Schmölzer, G., Cheung, P. Y., Nakstad, B., Saugstad, O. D., Rønnestad, A., Solevåg, A. L. A Piglet Perinatal Asphyxia Model to Study Cardiac Injury and Hemodynamics after Cardiac Arrest, Resuscitation, and the Return of Spontaneous Circulation. J. Vis. Exp. (191), e64788, doi:10.3791/64788 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter