Summary

Visualizzazione in tempo reale e analisi di condrociti lesioni dovute a carichi meccanici in espianti di cartilagine murina completamente intatta

Published: January 07, 2019
doi:

Summary

Presentiamo un metodo per valutare l’estensione spaziale della lesione/morte delle cellule sulla superficie articolare delle articolazioni murini intatte dopo l’applicazione di carichi meccanici controllati o impatti. Questo metodo può essere utilizzato per studiare come osteoartrite, fattori genetici e/o i regimi differenti di carico influenzano la vulnerabilità dei condrociti in situ .

Abstract

Omeostasi della cartilagine articolare dipende la vitalità delle cellule residenti (condrociti). Purtroppo, il trauma meccanico può indurre morte del chondrocyte diffusa, che portano potenzialmente al guasto irreversibile del giunto e l’insorgenza dell’osteoartrite. Inoltre, mantenimento della vitalità dei condrociti è importante nelle procedure di innesto osteocondrali per ottimale risultati chirurgici. Presentiamo un metodo per valutare l’estensione spaziale della lesione/morte delle cellule sulla superficie articolare delle articolazioni sinoviali murine intatte dopo l’applicazione di carichi meccanici controllati o impatti. Questo metodo può essere utilizzato in studi comparativi per studiare gli effetti dei regimi differenti di carico meccanico, differenti condizioni ambientali o manipolazioni genetiche, nonché diversi stadi di degenerazione della cartilagine sul breve – e/o a lungo termine vulnerabilità dei chondrocytes articolari in situ. L’obiettivo del protocollo introdotto nel manoscritto è quello di valutare l’estensione spaziale della lesione/morte delle cellule sulla superficie articolare delle articolazioni sinoviali murine. Soprattutto, questo metodo consente test su cartilagine completamente intatta, senza compromettere le condizioni al contorno native. Inoltre, consente la visualizzazione in tempo reale dei chondrocytes articolari vitale macchiato e singola analisi basata su immagini di lesione delle cellule indotta dall’applicazione di statica controllata e i regimi di carichi d’urto. I nostri risultati rappresentativi dimostrano che in espianti di cartilagine sana, l’estensione spaziale della lesione delle cellule dipende sensibilmente intensità di carico di ampiezza e impatto. Il nostro metodo può essere facilmente adattato per studiare gli effetti dei regimi differenti di carico meccanico, differenti condizioni ambientali o manipolazioni genetiche diverse vulnerabilità della meccanica di in situ chondrocytes articolari.

Introduction

Cartilagine articolare (AC) è un tessuto che copre e protegge le ossa nelle articolazioni sinoviali, fornire liscia articolazioni portanti. Omeostasi del tessuto sono dipendente la vitalità dei condrociti, il tipo di suola delle cellule che risiedono in AC. Tuttavia, l’esposizione della cartilagine a forze estreme dovuto il trauma (ad esempio, cadute, lesioni incidente o sport veicolo) o a causa di instabilità articolare post-traumatica può indurre la morte del chondrocyte, che conduce alla rottura irreversibile dell’articolazione (artrosi) 1. Inoltre, in osteochondral procedure che mirano a riparare difetti localizzati in cartilagine danneggiata di innesto, trauma meccanico inserimento-collegata di innesto riduce la vitalità dei condrociti e ha effetti nocivi sui risultati chirurgici2.

Cartilagine explant modelli sono comunemente usati per studiare la suscettibilità dei chondrocytes articolari alla morte delle cellule indotta meccanicamente. Questi modelli utilizzano in genere espianti di grandi animali per studiare gli effetti di caricamento delle condizioni, condizioni ambientali e altri fattori sulla cella vulnerabilità3,4,5,6, 7,8,9,10,11,12,13,14,15. Tuttavia, a causa delle grandi dimensioni delle articolazioni native, questi modelli generalmente richiedono la rimozione di una spina dalla superficie articolare di un giunto intatto, quindi compromettere native condizioni al contorno. Inoltre, che in genere richiedono l’applicazione di grandi carichi meccanici per indurre la lesione delle cellule. In alternativa, cartilagine murina explant modelli offrono diversi vantaggi rispetto ai modelli più grandi animali nello studiare la vulnerabilità meccanica dei condrociti in situ . In particolare, per le loro dimensioni più piccole, questi modelli facilitano l’ispezione della cartilagine articolare completamente intatta senza alterare l’integrità del tessuto nativo. Inoltre, caricamento della cartilagine murina si verifica sopra piccole aree di contatto che condrociti morte/lesione può essere indotta con piccoli carichi (< 1 N). Infine, il genoma di topo è facilmente gestibili, prove di impatto come specifico geni la suscettibilità dei condrociti in situ al danno meccanico.

L’obiettivo generale del metodo introdotto in questo manoscritto è quello di quantificare e visualizzare in real-time-il limite spaziale di in situ delle cellule morte/lesioni a causa di carichi meccanici applicati su cartilagine-su–osso del mouse completamente intatto in vitrodi espianti. Questo metodo richiede la dissezione attenta delle articolazioni sinoviali del mouse senza compromettere la vitalità dei condrociti, seguita da prove meccaniche di espianti vitale macchiati utilizzando un microscopio-montato dispositivo simile a una piattaforma di prova che abbiamo recentemente sviluppato per quantificare la cartilagine murina proprietà meccaniche16. Durante le prove meccaniche, una grande porzione della superficie articolare (intatta) dell’osso sezionato è visibile su una microfotografia di fluorescenza singolo, l’attivazione rapida analisi di attuabilità delle cellule dopo è applicato un carico. Una simile analisi di attuabilità delle cellule superficiali in espianti di cartilagine murino è stata eseguita in precedenza, ma senza applicazione simultanea di carico17. Possibili applicazioni del nostro metodo comprendono studi comparativi per studiare la vulnerabilità dei chondrocytes articolari a diverse condizioni ambientali e meccaniche controllate, così come la selezione di trattamenti volti a ridurre la sensibilità dei condrociti a carico meccanico.

Protocol

Tutto il lavoro animale è stato approvato dal comitato di Università di Rochester sulle risorse animali. 1. soluzioni Preparare la soluzione salina bilanciata di Hank (1 X HBSS) contenenti calcio, magnesio e nessun rosso di fenolo. Aggiustare il pH a 7.4 con l’aggiunta di piccole quantità di HCl o NaOH. Regolare l’osmolarità a 303 mOsm aggiungendo NaCl o acqua deionizzata. Utilizzare il buffer durante le dissezioni, preparazione dei campioni e le prove meccaniche. …

Representative Results

Sei diversi applicati protocolli di carico (carico statico: 0,1 N, 0,5 N e 1 N per 5 min; e carico di impatto: 1 mJ, mJ 2 e 4 mJ) riproducibile indotto quantificabili aree localizzate di lesione delle cellule nella cartilagine femorale e humeral ottenuta da 8-10-settimana-vecchio (di topi BALB/c Figura 2). D’importanza, l’estensione spaziale della ferita di condrociti su superficie articolare è stato misurato rapidamente e facilmente in ImageJ. Risultati rap…

Discussion

I metodi sopra descritti sono stati impiegati con successo visualizzare praticabile e feriti/morti in situ chondrocytes articolari dalle articolazioni del mouse dopo prescritto impatti o carichi meccanici. In particolare, siamo stati in grado di analizzare la vulnerabilità meccanica dei condrociti all’interno della cartilagine articolare completamente intatto da due diverse articolazioni sinoviali: l’articolazione del ginocchio (femore distale) e spalla (Omero). I nostri risultati rappresentativi indicano che l…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gli autori vorrei ringraziare il Dr. Richard Waugh e Luis Delgadillo per l’uso generoso di loro pH-metro e Osmometro. Inoltre, gli autori vorrei ringraziare Andrea Lee per contribuire allo sviluppo iniziale del sistema collaudo meccanico. Questo studio è stato finanziato dal NIH P30 AR069655.

Materials

Calcein, AM  Invitrogen by Thermo Fisher Scientific C3100MP 20x50mg , Eugene, OR, USA
Propidium Iodide Invitrogen by Thermo Fisher Scientific P3566 1 mg/mL solution in water, 10mL, Eugene, OR, USA
Dimethyl sulfoxide (DMSO) Sigma-Aldrich 276855 1L DMSO, anhydrous, ≥99.9%, St. Louis, MO, USA
HBSS (calcium, magnesium, no phenol red)  Gibco by Thermo Fisher Scientific 14025-092 1X, 500mL, Grand Island, NY, USA
Feather surgical blade (#11) VWR 102097-822 Hatfield, PA, USA
Vapor pressure osmometer, VAPRO ELITechGroup Model 5520 Puteaux, France
pH meter  Beckman Model Phi 32  Brea, CA, USA
Eppendorf thermomixer  Eppendorf AG  Model 5350 Hamburg, Germany
Motorized inverted research microscope Olypmus Model IX-81 Center Valley, PA, USA
Wooden applicator Puritan Medical Products Company, LLC 807 6"x100, Guilford, ME, USA
1.5 Glass coverslips Warner Instruments, LLC 64-1696 #1.5, 0.17mm thick, 40mm diameter, Hamden, CT, USA

References

  1. Lotz, M. K., Kraus, V. B. New developments in osteoarthritis. Posttraumatic osteoarthritis: pathogenesis and pharmacological treatment options. Arthritis Research & Therapy. 12 (3), 211 (2010).
  2. Pallante, A. L., et al. The in vivo performance of osteochondral allografts in the goat is diminished with extended storage and decreased cartilage cellularity. American Journal of Sports Medicine. 40 (8), 1814-1823 (2012).
  3. Delco, M. L., Bonnevie, E. D., Bonassar, L. J., Fortier, L. A. Mitochondrial dysfunction is an acute response of articular chondrocytes to mechanical injury. Journal of Orthopaedic Research. 36 (2), 739-750 (2018).
  4. Ewers, B. J., Dvoracek-Driksna, D., Orth, M. W., Haut, R. C. The extent of matrix damage and chondrocyte death in mechanically traumatized articular cartilage explants depends on rate of loading. Journal of Orthopaedic Research. 19 (5), 779-784 (2001).
  5. Goodwin, W., et al. Rotenone prevents impact-induced chondrocyte death. Journal of Orthopaedic Research. 28 (8), 1057-1063 (2010).
  6. Issa, R., Boeving, M., Kinter, M., Griffin, T. M. Effect of biomechanical stress on endogenous antioxidant networks in bovine articular cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 36 (2), 760-769 (2018).
  7. Bartell, L. R., Fortier, L. A., Bonassar, L. J., Cohen, I. Measuring microscale strain fields in articular cartilage during rapid impact reveals thresholds for chondrocyte death and a protective role for the superficial layer. Journal of Biomechanics. 48 (12), 3440-3446 (2015).
  8. Levin, A. S., Chen, C. T., Torzilli, P. A. Effect of tissue maturity on cell viability in load-injured articular cartilage explants. Osteoarthritis and Cartilage. 13 (6), 488-496 (2005).
  9. Lee, W., et al. Synergy between Piezo1 and Piezo2 channels confers high-strain mechanosensitivity to articular cartilage. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (47), E5114-E5122 (2014).
  10. Jeffrey, J. E., Gregory, D. W., Aspden, R. M. Matrix damage and chondrocyte viability following a single impact load on articular cartilage. Archives of Biochemistry and Biophysics. 322 (1), 87-96 (1995).
  11. Chen, C. T., Bhargava, M., Lin, P. M., Torzilli, P. A. Time, stress, and location dependent chondrocyte death and collagen damage in cyclically loaded articular cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 21 (5), 888-898 (2003).
  12. Morel, V., Mercay, A., Quinn, T. M. Prestrain decreases cartilage susceptibility to injury by ramp compression in vitro. Osteoarthritis and Cartilage. 13 (11), 964-970 (2005).
  13. Sauter, E., Buckwalter, J. A., McKinley, T. O., Martin, J. A. Cytoskeletal dissolution blocks oxidant release and cell death in injured cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 30 (4), 593-598 (2012).
  14. Martin, J. A., Buckwalter, J. A. Post-traumatic osteoarthritis: the role of stress induced chondrocyte damage. Biorheology. 43 (3,4), 517-521 (2006).
  15. Martin, J. A., Brown, T., Heiner, A., Buckwalter, J. A. Post-traumatic osteoarthritis: the role of accelerated chondrocyte senescence. Biorheology. 41 (3-4), 479-491 (2004).
  16. Kotelsky, A., Woo, C. W., Delgadillo, L. F., Richards, M. S., Buckley, M. R. An Alternative Method to Characterize the Quasi-Static, Nonlinear Material Properties of Murine Articular Cartilage. Journal of Biomechanical Engineering. 140 (1), (2018).
  17. Zhang, M., et al. Induced superficial chondrocyte death reduces catabolic cartilage damage in murine posttraumatic osteoarthritis. Journal of Clinical Investigation. 126 (8), 2893-2902 (2016).
  18. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
  19. Habouri, L., et al. Deletion of 12/15-lipoxygenase accelerates the development of aging-associated and instability-induced osteoarthritis. Osteoarthritis and Cartilage. 25 (10), 1719-1728 (2017).
  20. Higuchi, Y., et al. Conditional knockdown of hyaluronidase 2 in articular cartilage stimulates osteoarthritic progression in a mice model. Scientific Reports. 7 (1), 7028 (2017).
  21. Zhu, M., et al. Activation of beta-catenin signaling in articular chondrocytes leads to osteoarthritis-like phenotype in adult beta-catenin conditional activation mice. Journal of Bone and Mineral Research. 24 (1), 12-21 (2009).
  22. Hu, K., et al. Pathogenesis of osteoarthritis-like changes in the joints of mice deficient in type IX collagen. Arthritis & Rheumatology. 54 (9), 2891-2900 (2006).
  23. Mooney, R. A., Sampson, E. R., Lerea, J., Rosier, R. N., Zuscik, M. J. High-fat diet accelerates progression of osteoarthritis after meniscal/Ligamentous injury. Arthritis Research & Therapy. 13 (6), R198 (2011).
  24. Griffin, T. M., Huebner, J. L., Kraus, V. B., Yan, Z., Guilak, F. Induction of osteoarthritis and metabolic inflammation by a very high-fat diet in mice: effects of short-term exercise. Arthritis & Rheumatology. 64 (2), 443-453 (2012).
  25. Kamekura, S., et al. Osteoarthritis development in novel experimental mouse models induced by knee joint instability. Osteoarthritis and Cartilage. 13 (7), 632-641 (2005).
  26. Glasson, S. S., Blanchet, T. J., Morris, E. A. The surgical destabilization of the medial meniscus (DMM) model of osteoarthritis in the 129/SvEv mouse. Osteoarthritis and Cartilage. 15 (9), 1061-1069 (2007).
  27. Huang, H., Skelly, J. D., Ayers, D. C., Song, J. Age-dependent Changes in the Articular Cartilage and Subchondral Bone of C57BL/6 Mice after Surgical Destabilization of Medial Meniscus. Scientific Reports. 7, 42294 (2017).
  28. Hamada, D., Sampson, E. R., Maynard, R. D., Zuscik, M. J. Surgical induction of posttraumatic osteoarthritis in the mouse. Methods in Molecular Biology. 1130, 61-72 (2014).
  29. Wilhelmi, G., Faust, R. Suitability of the C57 black mouse as an experimental animal for the study of skeletal changes due to ageing, with special reference to osteo-arthrosis and its response to tribenoside. Pharmacology. 14 (4), 289-296 (1976).
  30. Stoop, R., et al. Type II collagen degradation in spontaneous osteoarthritis in C57Bl/6 and BALB/c mice. Arthritis & Rheumatism. 42 (11), 2381-2389 (1999).
  31. McNeil, P. L., Kirchhausen, T. An emergency response team for membrane repair. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 6 (6), 499-505 (2005).
  32. Adebayo, O. O., et al. Kinematics of meniscal- and ACL-transected mouse knees during controlled tibial compressive loading captured using roentgen stereophotogrammetry. Journal of Orthopaedic Research. 35 (2), 353-360 (2017).
  33. Vahedipour, A., et al. Uncovering the structure of the mouse gait controller: Mice respond to substrate perturbations with adaptations in gait on a continuum between trot and bound. Journal of Biomechanics. , (2018).

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Kotelsky, A., Carrier, J. S., Buckley, M. R. Real-time Visualization and Analysis of Chondrocyte Injury Due to Mechanical Loading in Fully Intact Murine Cartilage Explants. J. Vis. Exp. (143), e58487, doi:10.3791/58487 (2019).

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