שיטה זעיר פולשנית להחדרת תרופות תוך-רחמיות במכרסמים יילודים לטיפול במחלות ריאה
Summary
טכניקה זו של החדרת תרופות ישירות לקנה הנשימה של מכרסמים יילודים חשובה לחקר ההשפעה של תרופות או ביולוגים מקומיים על מחלות ריאה בילודים. בנוסף, שיטה זו יכולה לשמש גם לגרימת פגיעה בריאה במודלים של בעלי חיים.
Abstract
טיפול במכרסם יילודים עם תרופות המוחדרות ישירות לקנה הנשימה יכול לשמש ככלי רב ערך לחקר ההשפעה של תרופה מקומית. יש לכך השפעה תרגומית ישירה מכיוון שחומרים פעילי שטח ותרופות ניתנים באופן מקומי לריאות. אף על פי שבספרות יש פרסומים רבים המתארים אינטובציה טרנס-אוראלית זעיר פולשנית של עכברים וחולדות בוגרים בניסויים טיפוליים, גישה זו בגורי חולדות יילודים לוקה בחסר. הגודל הקטן של אזור/לוע האורוטרכאלי אצל הגורים מקשה על הדמיה של לומן הגרון (מיתרי הקול), מה שתורם לשיעור ההצלחה המשתנה של אספקת תרופות תוך-רחמיות. אנו מדגימים בזאת אינטובציה אוראלית יעילה של גור חולדות יילודים – טכניקה שאינה טראומטית ומזערית פולשנית, כך שניתן להשתמש בה למתן סדרתי של תרופות. השתמשנו באוטוסקופ הפעלה עם מערכת תאורה ועדשה מגדלת כדי לדמיין את פתח קנה הנשימה של יילודי החולדות. לאחר מכן מחדירים את התרופה באמצעות מזרק 1 מ”ל המחובר לקצה פיפטה. הדיוק של שיטת המסירה הודגם באמצעות ניהול הצבע הכחול של אוונס. קל להכשיר שיטה זו והיא יכולה לשמש כדרך יעילה להחדיר סמים לקנה הנשימה. שיטה זו יכולה לשמש גם למתן אינוקולום או סוכנים כדי לדמות תנאי מחלה בבעלי חיים, וגם, עבור אסטרטגיות טיפול מבוססות תאים למחלות ריאה שונות.
Introduction
לילודים שנולדו בטרם עת יש ריאות מפותחות בצורה גרועה הדורשות טיפולים התערבותיים רבים כגון הנשמה ארוכת טווח. התערבויות אלה ממקמות את היילודים ששרדו בסיכון גבוה להמשךהבא 1. מודלים ניסיוניים של בעלי חיים משמשים ככלי חשוב בהדמיית מצבי מחלה שונים, בחקר הפתוביולוגיה של מחלות ובהערכת התערבויות טיפוליות. אף על פי שמגוון רחב של מודלים של בעלי חיים, מעכברים, חולדות וארנבות ועד כבשים וחזירים טרום-קדנציה זמינים, עכברים וחולדות הם הנפוצים ביותר.
היתרון העיקרי של שימוש בעכברים ובחולדות הוא תקופת ההיריון הקצרה יחסית והעלות המופחתת. הם גם זמינים בקלות, קלים לתחזוקה בסביבות נטולות מחלות, הומוגניים מבחינה גנטית ויש להם דאגה פחות אתית יחסית 2,3. יתרון מרכזי נוסף של מודל המכרסם הוא שבלידה הגור היילודי נמצא בשלב קנליקולרי/מוקדם מוקדם של התפתחות הריאה, אשר שווה מבחינה מורפולוגית לריאה של תינוק אנושי פג בן 24 שבועות שממשיך לפתח דיספלסיה ברונכופולמונרית4. בנוסף, ככל שהתפתחות הריאות שלהם מתקדמת במהירות להשלמה במהלך 4 השבועות הראשונים לחיים, ניתן לחקור את ההבשלה שלאחר הלידה של הריאה במסגרת זמן סבירה4. למרות יתרונות אלה, גודלם הקטן של העכברים וגורי החולדות הוא מקור לדאגה להתערבויות שונות, מה שמאלץ את רוב החוקרים להשתמש בבעלי חיים בוגרים ולא בגורים5. ריאות יילודים נמצאות בשלב התפתחותי והתגובה של יילוד לסוכן מסית שונה מזו של מבוגר. זה עושה את זה מתאים להשתמש במודלים של בעלי חיים יילודים כדי לחקור מצבים של מחלות יילודים אנושיות.
ישנן שיטות שונות למתן תרופות/ חומרים ביולוגיים לריאה. זה כוללהחדרה תוך-ורידית 6,7 או תוך-תאית 8,9,10 וכן שאיפת אירוסול 11,12. לכל גישה יש אתגרים טכניים משלה, יתרונות, כמו גם מגבלות13. מסלול תוך-נפשי של מתן חומרים טיפוליים עדיף לחקור את ההשפעה הטיפולית הישירה באיבר העוקף את ההשפעות המערכתיות. מסלול זה יכול לשמש גם לחקר הפתולוגיה של הריאות הנגרמת על ידי גורמים מסיתים. ישנן גם טכניקות פולשניות וגם זעיר פולשניות לעשות זאת והוא קל לביצוע במבוגרים. עם זאת, בגורים, בגלל גודלה הקטן של החיה, ישנם אתגרים טכניים הקשורים לתהליך האינטובציה. המחקר הנוכחי מציג שיטת החדרה תוך-רחמית פשוטה, עקבית ולא כירורגית (ITI) בגורי חולדות, שניתן להשתמש בה כדי לחקור את היעילות של התערבויות טיפוליות יילודיות שונות, כמו גם כדי ליצור מודלים של בעלי חיים המדמים מחלות נשימה בילודים.
Protocol
Representative Results
Discussion
החדרה תוך-רחמית היא שיטה מצוינת המציעה מספר יתרונות על פני השיטות הקיימות להתערבויות במחלות בדרכי הנשימה, כמו גם לפיתוח מודל המחלה. זוהי שיטה מהירה ועם ניסיון, ניתן לבצע במהירות ממוצעת של 2-3 דקות לכל חיה. השיקולים המרכזיים לאינטובציה מוצלחת הם הרגעה נכונה של החיה, זהו מיקום נכון, במיוחד הרא…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
עבודה זו נתמכה בחלקה על ידי R01HD09090887-01A1 מ- NICHD ל- AH. המחברים מכירים גם במתקנים שמספקת המעבדה של ד”ר פיטר מק’פרלן, כגון הרדמה בשאיפה / מערכת כרית חימום. עזרתה החשובה של גב ‘ קתרין מאייר בהקמת המערכת מוערכת. לא מילא כל תפקיד על ידי הגוף המממן בתכנון המחקר, האיסוף, הניתוח והפרשנות של הנתונים או בכתיבת כתב היד.
Materials
| Evans Blue dye | Sigma-Aldrich, St Louis, MO, USA | 314-13-6 | Confirmation of drug administration into lungs |
| Ketamine Hydrochloride | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | Dispensed from Animal care facility | For sedation |
| Operating Otoscope | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 21770- 3.5V | For visualization of vocal cords |
| Otoscope Rechargeable Handle | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 71050-C | |
| Pipette tip (Gel loading) | Fisherbrand | 02-707-139 | Administering the drug |
| Platform for restraining (inclined plane) | Animal care facility | Dispensed from Animal care facility | Wired roof of mice cage can be used |
| 3M Micropore Surgical White Paper (sticking tape) | 3M, St. Paul, MN, USA | 1530-2 | |
| Luer Lock SyringeSyringes (1 ml) | BD Franklin Lakes, NJ , USA | NBD2515 | Administering the drug |
| Xylazine | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | For sedation |
References
- Pulmonary Cell Biology Lab: Neonatal Lung Disease. Mayo Clinic Available from: https://www.mayo.edu/research/labs/pulmonary-cell-biology/projects/neonatal=lung-disease (2020)
- Martínez-Burnes, J., López, A., Lemke, K., Dobbin, G. Transoral intratracheal inoculation method for use with neonatal rats. Comparative Medicine. 51 (2), 134-137 (2001).
- Pinkerton, K. E., Crapo, J. D., Witschi, H., Brain, J. D. Morphometry of the alveolar region of the lung. Toxicology of Inhaled Materials Handbook of Experimental Pharmacology. 95, 259-285 (1985).
- Nardiello, C., Mižíková, I., Morty, R. E. Looking ahead: where to next for animal models of bronchopulmonary dysplasia. Cell and Tissue Research. 367 (3), 457-468 (2017).
- Sugimoto, M., Ando, M., Senba, H., Tokuomi, H. Lung defenses in neonates: Effects of bronchial lavage fluids from adult and neonatal rabbits on superoxide production by their alveolar macrophages. Journal of the Reticuloendothelial Society. 27 (6), 595-606 (1980).
- Grayson, M. H., et al. Controls for lung dendritic cell maturation and migration during respiratory viral infection. Journal of Immunology. 179 (3), 1438-1448 (2007).
- Moreira, A., et al. Intranasal delivery of human umbilical cord Wharton’s jelly mesenchymal stromal cells restores lung alveolarization and vascularization in experimental bronchopulmonary dysplasia. Stem Cells Translational Medicine. 9 (2), 221-234 (2020).
- Bar-Haim, E., et al. Interrelationship between dendritic cell trafficking and Francisella tularensis dissemination following airway infection. PLoS Pathogens. 4 (11), 1000211 (2008).
- Linderholm, A. L., Franzi, L. M., Bein, K. J., Pinkerton, K. E., Last, J. A. A quantitative comparison of intranasal and intratracheal administration of coarse PM in the mouse. Integrative Pharmacology, Toxicology and Genotoxicology. 1 (1), 5-10 (2015).
- Guerra, K., et al. Intra-tracheal administration of a naked plasmid expressing stromal derived factor-1 improves lung structure in rodents with experimental bronchopulmonary dysplasia. Respiratory Research. 20 (1), 255 (2019).
- Thomas, R., et al. Influence of particle size on the pathology and efficacy of vaccination in a murine model of inhalational anthrax. Journal of Medical Microbiology. 59, 1415-1427 (2010).
- Sakurai, R., et al. A combination of the aerosolized PPAR-γ agonist pioglitazone and a synthetic surfactant protein B peptide mimic prevents hyperoxia-induced neonatal lung injury in rats. Neonatology. 113 (4), 296-304 (2018).
- Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
- Brain, J. D., Knudson, D. E., Sorokin, S. P., Davis, M. A. Pulmonary distribution of particles given by intratracheal instillation or by aerosol inhalation. Environmental Research. 11 (1), 13-33 (1976).
- Pritchard, J. N., et al. The distribution of dust in the rat lung following administration by inhalation and by single intratracheal instillation. Environmental Research. 36 (2), 268-297 (1985).
- Ruzinski, J. T., Skerrett, S. J., Chi, E. Y., Martin, T. R. Deposition of particles in the lungs of infant and adult rats after direct intratracheal administration. Laboratory Animal Science. 45 (2), 205-210 (1995).
- Sun, B., Curstedt, T., Song, G. W., Robertson, B. Surfactant improves lung function and morphology in newborn rabbits with meconium aspiration. Biology of the Neonate. 63 (2), 96-104 (1993).
- Nicholson, J. W., Kinkead, E. R. A simple device for intratracheal injections in rats. Laboratory Animal Science. 32 (5), 509-510 (1982).
- Carlon, M., et al. Efficient gene transfer into the mouse lung by fetal intratracheal injection of rAAV2/6.2. Molecular Therapy: The Journal of the American Society of Gene Therapy. 18 (12), 2130-2138 (2010).
- Chen, C. -. M., Chen, Y. -. J., Huang, Z. -. H. Intratracheal Instillation of Stem Cells in Term Neonatal Rats. Journal of Visualized Experiments. (159), e61117 (2020).
- Reynolds, R. D. Preventing maternal cannibalism in rats. Science. 213 (4512), 1146 (1981).
- Park, C. M., Clegg, K. E., Harvey-Clark, C. J., Hollenberg, M. J. Improved techniques for successful neonatal rat surgery. Laboratory Animal Science. 42 (5), 508-513 (1992).
- Cleary, G. M., et al. Exudative lung injury is associated with decreased levels of surfactant proteins in a rat model of meconium aspiration. Pediatrics. 100 (6), 998-1003 (1997).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. -. Y. S., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
- Oka, Y., et al. A reliable method for intratracheal instillation of materials to the entire lung in rats. Journal of Toxicologic Pathology. 19 (2), 107-109 (2006).
- Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Laboratory Animals. 43 (4), 399-401 (2009).
- Kim, J. -. S., et al. An automatic video instillator for intratracheal instillation in the rat. Laboratory Animals. 44 (1), 20-24 (2010).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
- Ordodi, V. L., Mic, F. A., Mic, A. A., Sandesc, D., Paunescu, V. A simple device for intubation of rats. Lab Animal. 34 (8), 37-39 (2005).
- Cleary, G. M., Wiswell, T. E. Meconium-stained amniotic fluid and the meconium aspiration syndrome. An update. Pediatric Clinics of North America. 45 (3), 511-529 (1998).
- Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An improved method for rapid intubation of the trachea in mice. Journal of Visualized Experiments. (108), e53771 (2016).
- Litvin, D. G., Dick, T. E., Smith, C. B., Jacono, F. J. Lung-injury depresses glutamatergic synaptic transmission in the nucleus tractus solitarii via discrete age-dependent mechanisms in neonatal rats. Brain, Behavior, and Immunity. 70, 398-422 (2018).
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
- Kim, Y. E., et al. Intratracheal transplantation of mesenchymal stem cells simultaneously attenuates both lung and brain injuries in hyperoxic newborn rats. Pediatric Research. 80 (3), 415-424 (2016).
- Chang, Y. S., et al. Intratracheal transplantation of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells dose-dependently attenuate hyperoxia-induced lung injury in neonatal rats. Cell Transplantation. 20 (11-12), 1843-1854 (2011).
- Chang, Y. S., et al. Timing of umbilical cord blood derived mesenchymal stem cells transplantation determines therapeutic efficacy in the neonatal hyperoxic lung injury. PloS One. 8 (1), 52419 (2013).
- Mowat, V., Alexander, D. J., Pilling, A. M. A comparison of rodent and nonrodent laryngeal and tracheal bifurcation sensitivities in inhalation toxicity studies and their relevance for human exposure. Toxicologic Pathology. 45 (1), 216-222 (2017).
