Yenidoğan Kemirgenlerinde Akciğer Hastalığını Tedavi Etmek İçin İlaçların İntratrakeal İnstilasyonu İçin Minimal İnvaziv Bir Yöntem
Summary
İlaçların doğrudan yenidoğan kemirgenlerinin trakeasına damlatılması tekniği, lokal olarak uygulanan ilaçların veya biyolojiklerin yenidoğan akciğer hastalıkları üzerindeki etkisini incelemede önemlidir. Ek olarak, bu yöntem hayvan modellerinde akciğer hasarını indüklemek için de kullanılabilir.
Abstract
Yenidoğan kemirgeninin doğrudan trakeaya aşılanan ilaçlarla tedavisi, lokal olarak uygulanan bir ilacın etkisini incelemek için değerli bir araç olarak hizmet edebilir. Bunun doğrudan translasyonel etkisi vardır, çünkü yüzey aktif madde ve ilaçlar lokal olarak akciğerlere uygulanır. Literatürde terapötik deneylerde yetişkin fare ve sıçanların minimal invaziv transoral entübasyonunu tanımlayan birçok yayın olmasına rağmen, yenidoğan sıçan yavrularında bu yaklaşım eksiktir. Yavrularda orotrakeal bölgenin/farenksin küçük boyutu, laringeal lümenin (ses telleri) görüntülenmesini zorlaştırarak intratrakeal ilaç dağıtımının değişken başarı oranına katkıda bulunur. Bu vesileyle, yenidoğan sıçan yavrusunun etkili oral entübasyonunu gösteriyoruz – travmatik olmayan ve minimal invaziv bir tekniktir, böylece ilaçların seri uygulanması için kullanılabilir. Sıçan yenidoğanlarının trakeal açıklığını görselleştirmek için aydınlatma sistemine sahip bir otoskop ve büyüteç lens kullandık. İlaç daha sonra bir pipet ucuna bağlı 1 mL’lik bir şırınga kullanılarak aşılanır. Teslimat yönteminin doğruluğu Evans mavi boya uygulaması kullanılarak gösterilmiştir. Bu yöntemin eğitilmesi kolaydır ve trakeaya ilaç aşılamanın etkili bir yolu olarak hizmet edebilir. Bu yöntem aynı zamanda hayvanlarda hastalık koşullarını simüle etmek için inokülum veya ajanların uygulanması ve ayrıca çeşitli akciğer hastalıkları için hücre bazlı tedavi stratejileri için de kullanılabilir.
Introduction
Prematüre doğan yenidoğanlar, uzun süreli ventilasyon gibi birçok girişimsel tedavi gerektiren zayıf gelişmiş akciğerlere sahiptir. Bu müdahaleler, hayatta kalan yenidoğanları sonraki sekeller 1 için yüksek bir risk altınasokar. Deneysel hayvan modelleri, çeşitli hastalık durumlarını simüle etmede, hastalıkların patobiyolojisini incelemede ve terapötik müdahaleleri değerlendirmede önemli bir araç olarak hizmet eder. Farelerden, sıçanlardan ve tavşanlardan erken dönem kuzu ve domuzlara kadar çok çeşitli hayvan modelleri mevcut olsa da, fareler ve sıçanlar en çok kullanılanlardır.
Fareleri ve sıçanları kullanmanın birincil avantajı, nispeten kısa gebelik süresi ve düşük maliyettir. Ayrıca kolayca temin edilebilirler, hastalıksız ortamlarda bakımı kolaydır, genetik olarak homojendirler ve nispeten daha az etik kaygıya sahiptirler 2,3. Kemirgen modelinin bir diğer önemli avantajı, doğumda yenidoğan yavrusunun akciğer gelişiminin geç kanaliküler / erken sakküler aşamasında olmasıdır ve morfolojik olarak bronkopulmoner displazi geliştirmeye devam eden 24 haftalık erken doğum yapan bir yenidoğan insan bebeğinin akciğerine eşdeğerdir4. Ek olarak, akciğer gelişimleri yaşamın ilk 4 haftasında hızla tamamlandıkça, doğum sonrası akciğer olgunlaşmasını makul bir zaman diliminde incelemek mümkündür4. Bu avantajlara rağmen, farelerin ve sıçan yavrularının küçük boyutları, çoğu araştırmacıyı yavrular yerine yetişkin hayvanları kullanmaya zorlayan çeşitli müdahaleler için bir endişe kaynağıdır5. Yenidoğan akciğerleri gelişim aşamasındadır ve bir yenidoğanın kışkırtıcı bir ajana tepkisi bir yetişkininkinden farklıdır. Bu, insan yenidoğan hastalığı koşullarını incelemek için yenidoğan hayvan modellerinin kullanılmasını uygun kılar.
Akciğere ilaç/biyolojik ajan uygulamak için farklı yöntemler vardır. Buna intranazal 6,7 veya intratrakeal 8,9,10 damlatma ve aerosol inhalasyonu 11,12 dahildir. Her yaklaşımın kendi teknik zorlukları, avantajları ve sınırlamaları vardır13. Sistemik etkileri atlayarak organdaki doğrudan terapötik etkiyi incelemek için terapötik ajanların intratrakeal uygulama yolu tercih edilir. Bu yol, provoke edici ajanların neden olduğu akciğer patolojisini incelemek için de kullanılabilir. Bunu yapmak için hem invaziv hem de minimal invaziv teknikler vardır ve yetişkinlerde uygulanması kolaydır. Bununla birlikte, yavrularda, hayvanın küçük boyutu nedeniyle, entübasyon işlemi ile ilgili teknik zorluklar vardır. Bu çalışma, sıçan yavrularında, çeşitli yenidoğan terapötik müdahalelerinin etkinliğini incelemek ve yenidoğan solunum yolu hastalıklarını simüle eden hayvan modelleri oluşturmak için kullanılabilecek basit, tutarlı, cerrahi olmayan bir intratrakeal instilasyon (ITI) yöntemi sunmaktadır.
Protocol
Representative Results
Discussion
İntratrakeal instilasyon, solunum yolu hastalığı girişimleri ve hastalık modeli geliştirme için mevcut yöntemlere göre çeşitli avantajlar sunan mükemmel bir yöntemdir. Hızlı bir yöntemdir ve tecrübe ile hayvan başına ortalama 2-3 dakikalık bir hızla gerçekleştirilebilir. Başarılı bir entübasyon için kilit hususlar, hayvanın uygun şekilde sedasyonu, doğru konumlandırılması, özellikle kafa ve ayrıca orofarenksteki spekulanın doğru yerleştirme derinliği / boyutudur. Uygun sedasyon, o…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Bu çalışma kısmen NICHD’den AH’ye R01HD090887-01A1 tarafından desteklenmiştir. Yazarlar ayrıca Dr. Peter Mc Farlane’in laboratuvarı tarafından sağlanan inhalasyon anestezisi / ısıtma yastığı sistemi gibi olanakları da kabul etmektedir. Bayan Catherine Mayer’in sistemin kurulmasındaki değerli yardımı takdir edilmektedir. Finansman kuruluşu tarafından çalışmanın tasarımında, verilerin toplanmasında, analizinde ve yorumlanmasında veya makalenin yazılmasında hiçbir rol oynamamıştır.
Materials
| Evans Blue dye | Sigma-Aldrich, St Louis, MO, USA | 314-13-6 | Confirmation of drug administration into lungs |
| Ketamine Hydrochloride | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | Dispensed from Animal care facility | For sedation |
| Operating Otoscope | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 21770- 3.5V | For visualization of vocal cords |
| Otoscope Rechargeable Handle | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 71050-C | |
| Pipette tip (Gel loading) | Fisherbrand | 02-707-139 | Administering the drug |
| Platform for restraining (inclined plane) | Animal care facility | Dispensed from Animal care facility | Wired roof of mice cage can be used |
| 3M Micropore Surgical White Paper (sticking tape) | 3M, St. Paul, MN, USA | 1530-2 | |
| Luer Lock SyringeSyringes (1 ml) | BD Franklin Lakes, NJ , USA | NBD2515 | Administering the drug |
| Xylazine | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | For sedation |
References
- Pulmonary Cell Biology Lab: Neonatal Lung Disease. Mayo Clinic Available from: https://www.mayo.edu/research/labs/pulmonary-cell-biology/projects/neonatal=lung-disease (2020)
- Martínez-Burnes, J., López, A., Lemke, K., Dobbin, G. Transoral intratracheal inoculation method for use with neonatal rats. Comparative Medicine. 51 (2), 134-137 (2001).
- Pinkerton, K. E., Crapo, J. D., Witschi, H., Brain, J. D. Morphometry of the alveolar region of the lung. Toxicology of Inhaled Materials Handbook of Experimental Pharmacology. 95, 259-285 (1985).
- Nardiello, C., Mižíková, I., Morty, R. E. Looking ahead: where to next for animal models of bronchopulmonary dysplasia. Cell and Tissue Research. 367 (3), 457-468 (2017).
- Sugimoto, M., Ando, M., Senba, H., Tokuomi, H. Lung defenses in neonates: Effects of bronchial lavage fluids from adult and neonatal rabbits on superoxide production by their alveolar macrophages. Journal of the Reticuloendothelial Society. 27 (6), 595-606 (1980).
- Grayson, M. H., et al. Controls for lung dendritic cell maturation and migration during respiratory viral infection. Journal of Immunology. 179 (3), 1438-1448 (2007).
- Moreira, A., et al. Intranasal delivery of human umbilical cord Wharton’s jelly mesenchymal stromal cells restores lung alveolarization and vascularization in experimental bronchopulmonary dysplasia. Stem Cells Translational Medicine. 9 (2), 221-234 (2020).
- Bar-Haim, E., et al. Interrelationship between dendritic cell trafficking and Francisella tularensis dissemination following airway infection. PLoS Pathogens. 4 (11), 1000211 (2008).
- Linderholm, A. L., Franzi, L. M., Bein, K. J., Pinkerton, K. E., Last, J. A. A quantitative comparison of intranasal and intratracheal administration of coarse PM in the mouse. Integrative Pharmacology, Toxicology and Genotoxicology. 1 (1), 5-10 (2015).
- Guerra, K., et al. Intra-tracheal administration of a naked plasmid expressing stromal derived factor-1 improves lung structure in rodents with experimental bronchopulmonary dysplasia. Respiratory Research. 20 (1), 255 (2019).
- Thomas, R., et al. Influence of particle size on the pathology and efficacy of vaccination in a murine model of inhalational anthrax. Journal of Medical Microbiology. 59, 1415-1427 (2010).
- Sakurai, R., et al. A combination of the aerosolized PPAR-γ agonist pioglitazone and a synthetic surfactant protein B peptide mimic prevents hyperoxia-induced neonatal lung injury in rats. Neonatology. 113 (4), 296-304 (2018).
- Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
- Brain, J. D., Knudson, D. E., Sorokin, S. P., Davis, M. A. Pulmonary distribution of particles given by intratracheal instillation or by aerosol inhalation. Environmental Research. 11 (1), 13-33 (1976).
- Pritchard, J. N., et al. The distribution of dust in the rat lung following administration by inhalation and by single intratracheal instillation. Environmental Research. 36 (2), 268-297 (1985).
- Ruzinski, J. T., Skerrett, S. J., Chi, E. Y., Martin, T. R. Deposition of particles in the lungs of infant and adult rats after direct intratracheal administration. Laboratory Animal Science. 45 (2), 205-210 (1995).
- Sun, B., Curstedt, T., Song, G. W., Robertson, B. Surfactant improves lung function and morphology in newborn rabbits with meconium aspiration. Biology of the Neonate. 63 (2), 96-104 (1993).
- Nicholson, J. W., Kinkead, E. R. A simple device for intratracheal injections in rats. Laboratory Animal Science. 32 (5), 509-510 (1982).
- Carlon, M., et al. Efficient gene transfer into the mouse lung by fetal intratracheal injection of rAAV2/6.2. Molecular Therapy: The Journal of the American Society of Gene Therapy. 18 (12), 2130-2138 (2010).
- Chen, C. -. M., Chen, Y. -. J., Huang, Z. -. H. Intratracheal Instillation of Stem Cells in Term Neonatal Rats. Journal of Visualized Experiments. (159), e61117 (2020).
- Reynolds, R. D. Preventing maternal cannibalism in rats. Science. 213 (4512), 1146 (1981).
- Park, C. M., Clegg, K. E., Harvey-Clark, C. J., Hollenberg, M. J. Improved techniques for successful neonatal rat surgery. Laboratory Animal Science. 42 (5), 508-513 (1992).
- Cleary, G. M., et al. Exudative lung injury is associated with decreased levels of surfactant proteins in a rat model of meconium aspiration. Pediatrics. 100 (6), 998-1003 (1997).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. -. Y. S., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
- Oka, Y., et al. A reliable method for intratracheal instillation of materials to the entire lung in rats. Journal of Toxicologic Pathology. 19 (2), 107-109 (2006).
- Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Laboratory Animals. 43 (4), 399-401 (2009).
- Kim, J. -. S., et al. An automatic video instillator for intratracheal instillation in the rat. Laboratory Animals. 44 (1), 20-24 (2010).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
- Ordodi, V. L., Mic, F. A., Mic, A. A., Sandesc, D., Paunescu, V. A simple device for intubation of rats. Lab Animal. 34 (8), 37-39 (2005).
- Cleary, G. M., Wiswell, T. E. Meconium-stained amniotic fluid and the meconium aspiration syndrome. An update. Pediatric Clinics of North America. 45 (3), 511-529 (1998).
- Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An improved method for rapid intubation of the trachea in mice. Journal of Visualized Experiments. (108), e53771 (2016).
- Litvin, D. G., Dick, T. E., Smith, C. B., Jacono, F. J. Lung-injury depresses glutamatergic synaptic transmission in the nucleus tractus solitarii via discrete age-dependent mechanisms in neonatal rats. Brain, Behavior, and Immunity. 70, 398-422 (2018).
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
- Kim, Y. E., et al. Intratracheal transplantation of mesenchymal stem cells simultaneously attenuates both lung and brain injuries in hyperoxic newborn rats. Pediatric Research. 80 (3), 415-424 (2016).
- Chang, Y. S., et al. Intratracheal transplantation of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells dose-dependently attenuate hyperoxia-induced lung injury in neonatal rats. Cell Transplantation. 20 (11-12), 1843-1854 (2011).
- Chang, Y. S., et al. Timing of umbilical cord blood derived mesenchymal stem cells transplantation determines therapeutic efficacy in the neonatal hyperoxic lung injury. PloS One. 8 (1), 52419 (2013).
- Mowat, V., Alexander, D. J., Pilling, A. M. A comparison of rodent and nonrodent laryngeal and tracheal bifurcation sensitivities in inhalation toxicity studies and their relevance for human exposure. Toxicologic Pathology. 45 (1), 216-222 (2017).
