JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
自动翻译
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
医学

肺疾患を治療するための新生児げっ歯類における薬物の気管内点滴のための低侵襲方法

Published: August 04, 2021
doi:
10.3791/61729
, ,
1Department of Pediatrics,Case Western Reserve University

Summary

新生児げっ歯類の気管に直接薬物を点滴するこの技術は、局所投与された薬物または生物学的製剤が新生児肺疾患に及ぼす影響を研究する上で重要である。さらに、この方法は、動物モデルにおける肺損傷を誘発するためにも使用され得る。

Abstract

気管に直接点滴された薬物による新生児げっ歯類の治療は、局所投与された薬物の影響を研究するための貴重なツールとして役立つ可能性がある。界面活性剤と薬物は肺に局所的に投与されるため、これは直接的な翻訳に影響を与えます。文献には、治療実験における成体マウスおよびラットの低侵襲経口腔挿管を記載した多くの出版物があるが、新生児ラットの仔におけるこのアプローチは欠けている。仔犬の口腔気管領域・咽頭の大きさが小さいため、喉頭内腔(声帯)の可視化が難しくなり、気管内薬物送達の成功率の変動に寄与しています。我々はここに、新生児ラット仔の効果的な経口挿管を実証する – 非外傷性および低侵襲性である技術であり、薬物の連続投与に使用することができる。照明システムと拡大レンズを備えた手術用耳鏡を使用して、ラット新生児の気管開口部を視覚化しました。次いで、薬物をピペットチップに接続された1mLシリンジを用いて点滴する。送達方法の精度を、エバンスブルー染料投与を用いて実証した。この方法は訓練を受けやすく、気管に薬物を注入する効果的な方法として役立つ可能性があります。この方法はまた、動物における疾患状態をシミュレートするための接種剤または薬剤の投与、および、また、様々な肺疾患に対する細胞ベースの治療戦略にも使用され得る。

Introduction

早産で生まれた新生児は、肺の発達が悪く、長期換気などの多くの介入療法が必要です。これらの介入は、生存している新生児をその後の後遺症1のリスクが高い状態に置く。実験動物モデルは、さまざまな疾患状態をシミュレートし、疾患の病態生物学を研究し、治療介入を評価する上で重要なツールとして役立つ。マウス、ラット、ウサギから早産の子羊やブタまで、幅広い動物モデルが利用可能ですが、マウスとラットが最も使用されています。

マウスおよびラットを使用する主な利点は、妊娠期間が比較的短く、コストが削減されることです。それらはまた、容易に入手でき、無病な環境で維持しやすく、遺伝的に均質であり、倫理的懸念が比較的少ない2,3。げっ歯類モデルのもう一つの大きな利点は、出生時に新生児の子犬が肺発達の後期小管状/早期嚢状段階にあり、形態学的に24週間の早産新生児ヒト乳児の肺と同等であり、気管支肺異形成を発症する4。さらに、彼らの肺の発達は生後4週間以内に完了まで急速に進行するので、合理的な時間枠で出生後の肺成熟を研究することは実行可能である4。これらの利点にもかかわらず、マウスおよびラットの仔のサイズが小さいことは、様々な介入の懸念の源であり、ほとんどの研究者は仔犬ではなく成体動物を使用することを余儀なくされる5。新生児肺は発達段階にあり、扇動剤に対する新生児の反応は成人の反応とは異なる。これにより、ヒトの新生児疾患状態を研究するために新生児動物モデルを使用することが適切である。

肺に薬物/生物学的薬剤を投与するには、さまざまな方法があります。これには、鼻腔内6、7または気管内8、9、10点眼ならびにエアロゾル吸入11、12が含まれる。各アプローチには、独自の技術的課題、利点、および制限事項があります 13.治療剤の気管内投与経路は、全身作用を迂回する器官における直接的な治療的影響を研究するのに好ましい。この経路は、扇動剤によって引き起こされる肺病理を研究するためにも使用することができる。これを行うには、侵襲的および低侵襲的な技術の両方があり、成人で実行するのは簡単です。しかし、子犬では、動物のサイズが小さいため、挿管プロセスに関連する技術的な課題があります。今回の研究は、ラット仔における単純で一貫性のある非外科的気管内点滴(ITI)法を提示しており、これは様々な新生児治療介入の有効性を研究し、新生児呼吸器疾患をシミュレートする動物モデルを生成するために使用することができる。

Protocol

すべての実験は、ケースウェスタンリザーブ大学の施設動物ケアおよび使用委員会(プロトコル#2020-0035)によって承認されました。全ての動物を、実験動物のケアおよび使用に関するNIHガイドラインに従って処置した。 1. 動物 妊娠中のスプレイグ・ドーリーラットを商業的に入手する。 14時間/ 10時間の明暗サイクルと45〜60%の相対湿度で承認された獣医施?…

Representative Results

エバンスブルーの点眼は、すべての肺葉を含む色素の多焦点分布を明らかにした(図4A、B)。 図4 に示すような我々の結果は、すべてのローブへの分布の有効性を実証している。写真は、気管への染料のITIの直後に撮影されます。100%の有効性は、色素を気管に点滴し、続いて両側のすべての葉に広がることで達成された。色素は肺小葉?…

Discussion

気管内点滴は、呼吸器疾患介入および疾患モデル開発のための既存の方法よりもいくつかの利点を提供する優れた方法である。それは迅速な方法であり、経験があれば、動物1匹あたり2〜3分の平均速度で行うことができます。挿管を成功させるための重要な考慮事項は、動物の適切な鎮静、特に頭部の正しい位置決め、および中咽頭のスペキュラの正確な配置/サイズです。適切な鎮静は、オ…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この作業は、NICHDからAHまでのR01HD090887-01A1によって部分的にサポートされました。著者らはまた、吸入麻酔/加熱パッドシステムなど、Peter Mc Farlane博士の研究室によって提供された施設を認めている。キャサリン・メイヤー氏のシステム構築における貴重な支援は高く評価されています。資金提供機関は、研究、収集、分析、データの解釈、または原稿の作成において、いかなる役割も果たしませんでした。

Materials

Evans Blue dye Sigma-Aldrich, St Louis, MO, USA 314-13-6 Confirmation of drug administration into lungs
Ketamine Hydrochloride Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA Dispensed from Animal care facility For sedation
Operating Otoscope Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA 21770- 3.5V For visualization of vocal cords
Otoscope Rechargeable Handle Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA 71050-C
Pipette tip (Gel loading) Fisherbrand 02-707-139 Administering the drug
Platform for restraining (inclined plane) Animal care facility Dispensed from Animal care facility Wired roof of mice cage can be used
3M Micropore Surgical White Paper (sticking tape) 3M, St. Paul, MN, USA 1530-2
Luer Lock SyringeSyringes (1 ml) BD Franklin Lakes, NJ , USA NBD2515 Administering the drug
Xylazine Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA For sedation
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Pulmonary Cell Biology Lab: Neonatal Lung Disease. Mayo Clinic Available from: https://www.mayo.edu/research/labs/pulmonary-cell-biology/projects/neonatal=lung-disease (2020)
  2. Martínez-Burnes, J., López, A., Lemke, K., Dobbin, G. Transoral intratracheal inoculation method for use with neonatal rats. Comparative Medicine. 51 (2), 134-137 (2001).
  3. Pinkerton, K. E., Crapo, J. D., Witschi, H., Brain, J. D. Morphometry of the alveolar region of the lung. Toxicology of Inhaled Materials Handbook of Experimental Pharmacology. 95, 259-285 (1985).
  4. Nardiello, C., Mižíková, I., Morty, R. E. Looking ahead: where to next for animal models of bronchopulmonary dysplasia. Cell and Tissue Research. 367 (3), 457-468 (2017).
  5. Sugimoto, M., Ando, M., Senba, H., Tokuomi, H. Lung defenses in neonates: Effects of bronchial lavage fluids from adult and neonatal rabbits on superoxide production by their alveolar macrophages. Journal of the Reticuloendothelial Society. 27 (6), 595-606 (1980).
  6. Grayson, M. H., et al. Controls for lung dendritic cell maturation and migration during respiratory viral infection. Journal of Immunology. 179 (3), 1438-1448 (2007).
  7. Moreira, A., et al. Intranasal delivery of human umbilical cord Wharton’s jelly mesenchymal stromal cells restores lung alveolarization and vascularization in experimental bronchopulmonary dysplasia. Stem Cells Translational Medicine. 9 (2), 221-234 (2020).
  8. Bar-Haim, E., et al. Interrelationship between dendritic cell trafficking and Francisella tularensis dissemination following airway infection. PLoS Pathogens. 4 (11), 1000211 (2008).
  9. Linderholm, A. L., Franzi, L. M., Bein, K. J., Pinkerton, K. E., Last, J. A. A quantitative comparison of intranasal and intratracheal administration of coarse PM in the mouse. Integrative Pharmacology, Toxicology and Genotoxicology. 1 (1), 5-10 (2015).
  10. Guerra, K., et al. Intra-tracheal administration of a naked plasmid expressing stromal derived factor-1 improves lung structure in rodents with experimental bronchopulmonary dysplasia. Respiratory Research. 20 (1), 255 (2019).
  11. Thomas, R., et al. Influence of particle size on the pathology and efficacy of vaccination in a murine model of inhalational anthrax. Journal of Medical Microbiology. 59, 1415-1427 (2010).
  12. Sakurai, R., et al. A combination of the aerosolized PPAR-γ agonist pioglitazone and a synthetic surfactant protein B peptide mimic prevents hyperoxia-induced neonatal lung injury in rats. Neonatology. 113 (4), 296-304 (2018).
  13. Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
  14. Brain, J. D., Knudson, D. E., Sorokin, S. P., Davis, M. A. Pulmonary distribution of particles given by intratracheal instillation or by aerosol inhalation. Environmental Research. 11 (1), 13-33 (1976).
  15. Pritchard, J. N., et al. The distribution of dust in the rat lung following administration by inhalation and by single intratracheal instillation. Environmental Research. 36 (2), 268-297 (1985).
  16. Ruzinski, J. T., Skerrett, S. J., Chi, E. Y., Martin, T. R. Deposition of particles in the lungs of infant and adult rats after direct intratracheal administration. Laboratory Animal Science. 45 (2), 205-210 (1995).
  17. Sun, B., Curstedt, T., Song, G. W., Robertson, B. Surfactant improves lung function and morphology in newborn rabbits with meconium aspiration. Biology of the Neonate. 63 (2), 96-104 (1993).
  18. Nicholson, J. W., Kinkead, E. R. A simple device for intratracheal injections in rats. Laboratory Animal Science. 32 (5), 509-510 (1982).
  19. Carlon, M., et al. Efficient gene transfer into the mouse lung by fetal intratracheal injection of rAAV2/6.2. Molecular Therapy: The Journal of the American Society of Gene Therapy. 18 (12), 2130-2138 (2010).
  20. Chen, C. -. M., Chen, Y. -. J., Huang, Z. -. H. Intratracheal Instillation of Stem Cells in Term Neonatal Rats. Journal of Visualized Experiments. (159), e61117 (2020).
  21. Reynolds, R. D. Preventing maternal cannibalism in rats. Science. 213 (4512), 1146 (1981).
  22. Park, C. M., Clegg, K. E., Harvey-Clark, C. J., Hollenberg, M. J. Improved techniques for successful neonatal rat surgery. Laboratory Animal Science. 42 (5), 508-513 (1992).
  23. Cleary, G. M., et al. Exudative lung injury is associated with decreased levels of surfactant proteins in a rat model of meconium aspiration. Pediatrics. 100 (6), 998-1003 (1997).
  24. Das, S., MacDonald, K., Chang, H. -. Y. S., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
  25. Oka, Y., et al. A reliable method for intratracheal instillation of materials to the entire lung in rats. Journal of Toxicologic Pathology. 19 (2), 107-109 (2006).
  26. Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Laboratory Animals. 43 (4), 399-401 (2009).
  27. Kim, J. -. S., et al. An automatic video instillator for intratracheal instillation in the rat. Laboratory Animals. 44 (1), 20-24 (2010).
  28. Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
  29. Ordodi, V. L., Mic, F. A., Mic, A. A., Sandesc, D., Paunescu, V. A simple device for intubation of rats. Lab Animal. 34 (8), 37-39 (2005).
  30. Cleary, G. M., Wiswell, T. E. Meconium-stained amniotic fluid and the meconium aspiration syndrome. An update. Pediatric Clinics of North America. 45 (3), 511-529 (1998).
  31. Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An improved method for rapid intubation of the trachea in mice. Journal of Visualized Experiments. (108), e53771 (2016).
  32. Litvin, D. G., Dick, T. E., Smith, C. B., Jacono, F. J. Lung-injury depresses glutamatergic synaptic transmission in the nucleus tractus solitarii via discrete age-dependent mechanisms in neonatal rats. Brain, Behavior, and Immunity. 70, 398-422 (2018).
  33. Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
  34. Kim, Y. E., et al. Intratracheal transplantation of mesenchymal stem cells simultaneously attenuates both lung and brain injuries in hyperoxic newborn rats. Pediatric Research. 80 (3), 415-424 (2016).
  35. Chang, Y. S., et al. Intratracheal transplantation of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells dose-dependently attenuate hyperoxia-induced lung injury in neonatal rats. Cell Transplantation. 20 (11-12), 1843-1854 (2011).
  36. Chang, Y. S., et al. Timing of umbilical cord blood derived mesenchymal stem cells transplantation determines therapeutic efficacy in the neonatal hyperoxic lung injury. PloS One. 8 (1), 52419 (2013).
  37. Mowat, V., Alexander, D. J., Pilling, A. M. A comparison of rodent and nonrodent laryngeal and tracheal bifurcation sensitivities in inhalation toxicity studies and their relevance for human exposure. Toxicologic Pathology. 45 (1), 216-222 (2017).

Tags

Keywords: Minimally InvasiveIntratracheal InstillationNeonatal RodentsLung DiseaseAnesthesiaTracheaVocal CordsSyringePipetteVisual Assessment
check_url/cn/61729?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Sudhadevi, T., Ha, A. W., Harijith, A. A Minimally Invasive Method for Intratracheal Instillation of Drugs in Neonatal Rodents to Treat Lung Disease. J. Vis. Exp. (174), e61729, doi:10.3791/61729 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image