Un reversibile, metodo non invasivo per le misure di resistenza delle vie aeree e liquido di lavaggio broncoalveolare di campionamento nei topi

Summary

Ripetute misurazioni della fisiologia respiratoria e roditori di campionamento di cellule infiammatorie delle vie aeree sono auspicabili, ma generalmente non realizzabili. Qui si descrive un metodo ripetibile per l'intubazione per via orale nei topi che permette misurazioni ripetute di iperreattività delle vie aeree e il campionamento di cellule infiammatorie delle vie aeree.

Abstract

Iperreattività delle vie aeree (AHR) misurazioni e lavaggio broncoalveolare (BAL) campionamento dei fluidi sono essenziali per modelli sperimentali di asma, ma le procedure ripetute per ottenere tali misurazioni nello stesso animale in genere non sono fattibili. In questo studio dimostriamo protocolli per ottenere da topi ripetute misurazioni di AHR e campioni di liquido di lavaggio broncoalveolare. Topi sono stati inoculati per via intranasale sette volte di più di 14 giorni con un potente allergene o sham trattati. Prima della sfida iniziale, ed entro 24 ore dopo ogni sfida intranasale, gli stessi animali sono stati anestetizzati, per via orale intubati e ventilati meccanicamente. AHR, valutata confrontando le curve dose-risposta di resistenza del sistema respiratorio (RRS) indotta da dosi crescenti per via endovenosa di acetilcolina (Ach) cloruro tra finzione e allergene-sfidato gli animali, sono stati determinati. Successivamente, e attraverso l'intubazione stesso, il polmone sinistro era lavaged in modo che conteggio differenziale delle cellule delle vie aeree potrebbe essere eseguita. Questi studi rivelano che le misurazioni ripetute di AHR e la raccolta BAL sono possibili dagli animali stessi e che l'iperresponsività delle vie aeree e la massima eosinofilia delle vie aeree sono raggiunti entro 7-10 giorni dall'inizio della sfida allergene. Questa nuova tecnica riduce significativamente il numero di topi richiesto per la sperimentazione longitudinale ed è applicabile a diverse specie di roditori, modelli di malattia delle vie aeree e strumenti di fisiologia.

Protocol

Allergene sfida: Topi C57BL / 6, 4-8 settimane di età, sono anestetizzati in una camera di plexiglass a tenuta d'aria pulita con un 3,2% isofluorano in miscela di ossigeno al vapore per 10 minuti per raggiungere in profondità l'anestesia generale. Sfide allergene intranasale (45μL OVA (22,5 mg) e 7μL A. oryzae (7 mg), in PBS) sono amministrati, ogni Martedì, Giovedi e Domenica, per un totale di sette applicazioni consecutive. Anestesia: <ol start="3"…

Discussion

Lo studio di asma, e varie altre malattie ostruttive delle vie aeree, costituisce un campo attivo e in espansione della ricerca biomedica. Una componente importante di asma-correlati ricerca sperimentale è la capacità di misurare i cambiamenti nelle dimensioni delle vie aeree in condizioni variabili. Eccessivo restringimento delle vie aeree in risposta alla sfida provocatoria, una funzione canonica di asma e malattie polmonari connesse e una proprietà della iperreattività bronchiale definito delle vie aeree, è una …

Materials

Airway physiology measurement software (Rescomp) was custom prepared (Millenium Premier Group; 415-519-4371).
Data was analyzed using a PC workstation running Windows XP equipped with a Pentium III CPU (Intel, Inc. Santa Clara, CA) and a 17-pin analog to digital signal converter (National Instruments, #PC-LPM16).
A small animal airway physiology workstation was custom assembled (Millenium Premier Group) using commercially available pressure transducers (part #TRD5700 and TRD4510), preamp modules (part #MAX2270), chassis (part # MAX1320; all from Buxco, Inc. Wilmington, NC) and a customized small animal plethysmograph.
0.5mm external diameter fiber-optic thread, connected to light source (Cole Palmer Illuminator, 41722 series)
Ventilator (Harvard Apparatus Mouse Ventilator, #687)
10 mm, 27ga needle (BD Biosciences, cat. no. 309602)
Heat lamp
1 ml syringe (BD Biosciences, cat. no. 305109)
4 clamps (Pony 3200 spring clamp)
0.5 mm external wire for intubation guide
Hemacytometer
Superfrost/plus microscope slides (Fisher cat. no. 12-550-15)
Shandon Filter Cards (Thermo cat. no. 5991022)
Differential cell slide stain (Fisher cat. no. 122911)
Light microscope (Leica)
Cytospin 3 (Shandon)
20 ga, 1.25 inch ProtectIV intravenous catheters (Smith Medical)
0.5 mm polymer optical fiber (Edmund Optics # NT02-532).

<!– OLD Materials List 4/12/10 Changed

Airway physiology measurement software (Rescomp) was custom prepared (Millenium Premier Group; 415-519-4371) and data were analyzed using a PC workstation running Windows XP equipped with a Pentium III CPU (Intel, Inc. Santa Clara, CA) and a 17-pin analog to digital signal converter (National Instruments, #PC-LPM16). Small animal airway physiology workstation was custom assembled (Millenium Premier Group) using commercially available pressure transducers (part #TRD5700 and TRD4510), preamp modules (part #MAX2270) and chassis (part # MAX1320; all from Buxco, Inc. Wilmington, NC) and a customized small animal plethysmograph. 0.5mm external diameter fiber-optic thread, connected to light source (Cole Palmer Illuminator, 41722 series); Ventilator (Harvard Apparatus Mouse Ventilator, #687); 10 mm, 27ga needle (BD Biosciences, cat. no. 309602); Heat lamp; 1 ml syringe (BD Biosciences, cat. no. 305109); 4 clamps (Pony 3200 spring clamp); 0.5 mm external wire for intubation guide); Hemacytometer; Superfrost/plus microscope slides (Fisher cat. no. 12-550-15); Shandon Filter Cards (Thermo cat. no. 5991022); Differential cell slide stain (Fisher cat. no. 122911); Light microscope (Leica); Cytospin 3 (Shandon); 20 ga, 1.25 inch ProtectIV intravenous catheters (Smith Medical); 0.5 mm polymer optical fiber (Edmund Optics # NT02-532).

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