Summary

Messung der Verformbarkeit und Heterogenität der Erythrozyten im Blut durch Ektacytometry

Published: January 12, 2018
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Summary

Hier stellen wir Ihnen Techniken, um die Verformbarkeit der Erythrozyten und zelluläre Heterogenität von Ektacytometry zu messen. Diese Techniken sind für allgemeine Untersuchungen von Erythrozyten Verformbarkeit und spezifische Untersuchungen von Erkrankungen des Blutes gekennzeichnet durch das Vorhandensein von starren und verformbare Erythrozyten im Umlauf, wie Sichelzellanämie.

Abstract

Verminderten Erythrozyten Verformbarkeit ist charakteristisch für mehrere Erkrankungen. In einigen Fällen kann das Ausmaß der mangelhafte Verformbarkeit Vorhersagen, schwere der Erkrankung oder Auftreten von schwerwiegenden Komplikationen. Ektacytometry nutzt laser Beugung Viscometry um die Verformbarkeit der roten Blutkörperchen unter zunehmender Schubspannung oder einen osmotischen Gradienten auf einem konstanten Wert der angewandten Scherbeanspruchung zu messen. Direkte Verformbarkeit Messungen sind jedoch schwierig zu interpretieren, wenn heterogene Blut zu messen, die durch die Anwesenheit von starren und verformbare roten Blutkörperchen gekennzeichnet ist. Dies ist aufgrund der Unfähigkeit der starren Zellen als Reaktion auf Scherbeanspruchung und Ergebnisse in einem verzerrten Beugungsmuster gekennzeichnet durch eine übertriebene Abnahme der scheinbaren Verformbarkeit richtig ausrichten. Die Messung für den Grad der Verzerrung liefert einen Indikator für die Heterogenität der Erythrozyten im Blut. Sichelzell-Anämie ist dies korreliert mit den Prozentsatz der starren Zellen widerspiegelt die Hämoglobin-Konzentration und Zusammensetzung Hämoglobin der Erythrozyten. Neben der Messung Verformbarkeit, informiert osmotischen Gradienten Ektacytometry über die osmotische Fragilität und Flüssigkeitszufuhr Status der Erythrozyten. Dieser Parameter spiegelt sich auch die Zusammensetzung der Hämoglobin der roten Blutkörperchen von Sichelzelle Patienten. Ektacytometry misst Verformbarkeit in Populationen von Erythrozyten und liefert keine, daher Informationen über die Verformbarkeit oder mechanischen Eigenschaften der einzelnen Erythrozyten. Unabhängig davon ist das Ziel der hier beschriebenen Techniken ermöglichen eine bequeme und zuverlässige Methode zur Messung der Verformbarkeit und zelluläre Heterogenität des Blutes. Diese Techniken können für die Überwachung der zeitlichen Veränderungen und Fortschreiten der Krankheit sowie Reaktion auf therapeutische Intervention in mehreren Erkrankungen nützlich sein. Sichelzellenanämie ist eine gut charakterisierte Beispiel. Andere möglichen Störungen, wo Messungen der Verformbarkeit der Erythrozyten und/oder Heterogenität von Interesse sind, gehören Blut Lagerung, Diabetes, Plasmodium Infektion, Eisenmangel und hämolytische Anämien aufgrund von defekten Membran.

Introduction

Ektacytometry bietet ein bequem Maß für die Verformbarkeit der Erythrozyten als Reaktion auf Veränderungen der Schubspannung (gemessen in Pascal (Pa)) oder mittlere Osmolalität auszusetzen. Relevante Parameter der Verformbarkeit der Erythrozyten enthalten die maximale Dehnung Index (EI-Max), ein Maß für die maximale Verformbarkeit der Erythrozyten als Reaktion auf zunehmende Schubspannung und Schubspannung ½ (SS ½), der Schubspannung erforderlich, um die Hälfte Maximal zu erreichen Verformbarkeit. 1 osmotischen Gradienten Ektacytometry hat mehrere informative Parameter. Dazu gehören die Dehnung Index mindestens (EI Min), ein Maß für die Oberflächen-Volumen-Verhältnis und der Osmolalität, zu dem er auftritt (O Min), das ist ein Maß für die osmotische Fragilität. EI-Max und der Osmolalität, zu der er auftritt (O (EI-Max)) geben Auskunft über Flexibilität und Zelle Membranfläche. Halbe maximale Dehnung im Studienarm mit hypertonen des osmotischen Gradienten wird durch EI hyper dargestellt. EI hyper und der Osmolalität, zu der er auftritt, O hyper, geben Aufschluss über die intrazelluläre Viskosität der roten Zelle bestimmt durch Hämoglobin-Konzentration. 2 , 3 Messung Verformbarkeit im heterogenen Blut wird durch die Tatsache erschwert, die starre Zellen, wie Sichelzellen Erythrozyten nicht richtig mit der Richtung der Strömung wie verformbaren Zellen in Reaktion auf die steigende Schubspannung ausrichten. Anstatt eine charakteristischen elliptischen Beugung Bild, produzieren starre Zellen eine sphärische Muster führt zu einem rautenförmigen Beugungsmuster wenn überlagert auf der Ellipse von verformbaren Zellen produziert. 4 , 5 , 6 das kugelförmige Muster nachweislich irreversibel Sichelzellen Zellen entsprechen, indem die Ektacytometry auf isolierte Bruchteile von Zellen nach Dichte Zentrifugation. 6 die Dehnung Indexberechnung umfasst Maßnahmen der langen und kurzen Achse der Ellipse. eine Rautenform produziert also eine scheinbare Abnahme der Dehnung durch Erhöhung der Breite der kurzen Achse. 7 es hat bisher gezeigt, dass der Grad der Beugung Muster Verzerrung mit der Prozentsatz der Sichel Hämoglobin (HbS) und der Anteil der Sichelzellen Zellen im Blut von Patienten mit Sichelzellenanämie korreliert ist. 5 der Grad der Beugung Muster Verzerrung erhalten Sie durch komplexe mathematische Analysen. 8 es kann auch erreicht werden durch Anpassung der Öffnung der Kamera Blende auf die Ektacytometer oder die graue Ebene der Anpass-Software um die Beugung Muster Höhe ändern. 5 allerdings Einzelheiten darüber, wie man den grauen Pegel sind nicht klar definiert und die Blende der Kamera ist nicht leicht zugänglich auf der neuesten Generation der im Handel erhältlichen Ektacytometer. Um diese Probleme zu umgehen, kann leicht zugängliche Kameraverstärkung zur Beugung Muster Höhen einstellen. 9 mit dieser Methode, um zelluläre Heterogenität zu schätzen, kann der Grad der Beugung Muster Verzerrung mit dem Prozentsatz des fetalen Hämoglobins im Blut von Patienten mit Sichelzellenanämie korreliert werden. 10 verschiedene osmotischen Gradienten Ektacytometry Parameter sind ebenso korreliert mit der Anteil der fetalen oder Sichel Hämoglobin im Blut von Patienten mit Sichelzellenanämie. Beugung Muster Verzerrung Korrelationen wahrscheinlich spiegeln den Beitrag der Hämoglobin-Zusammensetzung auf den Prozentsatz der starren, nicht verformbaren Zellen. Weitere Sehenswürdigkeiten erfährt das gesamte osmotischen Gradienten Ektacytometry Profil biphasische Änderungen, die den Prozentsatz der dichten Zellen im Umlauf während Sichelzelle Krise entsprechen. 11

Ektacytometry ist ebenso nützlich in der Studie von einigen anderen Störungen. Osmotischen Gradienten Ektacytometry ist diagnostisch für geerbte Erythrozyten Membran Erkrankungen, wie z. B. erbliche Spherocytosis, erbliche Elliptocytosis und erbliche Pyropoikilocytosis. 3 , 12 , 13 , 14 erniedrigter Verformbarkeit tritt in einem Eisenmangel. 15 Charakterisierung der “Lagerung Läsion” des Blutes beschäftigt Ektacytometry und Zukunftsforschung untersucht sowohl die Art der Läsion und Interventionen zur Verhinderung der Bildung bei der Lagerung von Blutkonserven werden voraussichtlich in den Genuss der hier vorgestellten Techniken. 16 erniedrigter Erythrozyten Verformbarkeit hat auch mit mikrovaskuläre Erkrankungen bei Diabetes korreliert. 17 Studien Verknüpfung Hyperglykämie, schlage Erythrozyten Ascorbat Konzentrationen und osmotische Fragilität dieser Faktoren in der Entwicklung von mikrovaskuläre Erkrankungen wichtig sein können. 18 Ektacytometry Studien sind derzeit im Gange, diese Hypothese zu untersuchen (Parrow und Levine, unveröffentlichte Daten). Blut-Bühne-Malaria-Infektion ist eine weitere interessante Möglichkeit Erythrozyten Verformbarkeit Untersuchungen. Zelluläre Verformbarkeit von Plasmodium Falciparum infizierten roten Blutkörperchen sinkt drastisch während der 48 Stunden der intrazellulären Reifung des Parasiten von Ring Bühne Schizont Bühne. Deutet darauf hin, dass diese geringere Verformbarkeit bei der Reifung des Parasiten umgekehrt wird. Die Auflösung fällt mit Freisetzung von infizierten Erythrozyten in den Blutkreislauf. Geringere Verformbarkeit wird gedacht, um durch Plasmodium Proteine vermittelt, die Sequestrierung der roten Zelle fördern. 19 diese Studien stellen eine kleine Auswahl von klinisch relevanten Bedingungen wo Mess Verformbarkeit der Erythrozyten und osmotischen Gradienten Parameter relevant sind. Mehrere weitere Studienbereiche vorhanden sein.

Alternative Verfahren zur Messung der Verformbarkeit der Erythrozyten gehören optische Pinzette (auch bekannt als Laser-fallen), die die physikalischen Eigenschaften von Photonen verwenden, um einzelne Erythrozyten in eine oder mehrere Richtungen zu dehnen. 20 diese Technik hat den Vorteil, die Verformbarkeit der einzelnen Erythrozyten zu messen aber einige Unsicherheiten bei der Kraft-Kalibrierung hat beträchtliche Variabilität über Studien 21 produziert und Datenanalyse arbeitsintensiv sein kann, wenn automatisiert. 22 Mikropipette Aspiration, die Unterdruck verwendet, um eine Erythrozyten in einer Mikropipette Aspirieren, wurde auch eingesetzt, um Verformbarkeit der Erythrozyten zu messen. 7 , 23 mehrere Messungen, wie der Druck erforderlich, um die rote Zelle Aspirieren sind möglich mit jeder Maßnahme, die verschiedenen Merkmale der roten Zelle definieren. 23 Rasterkraftmikroskopie ist eine hohe Auflösung-Technik, die Steifigkeit der Membran misst durch Quantifizierung der Laserstrahl Durchbiegung als Indikator der Freischwinger Auslenkung entlang der Oberfläche einer Zelle rot. 24 diese Techniken bieten Informationen über die einzelnen Erythrozyten, sind nicht leicht angepasst, um Veränderungen in Populationen von Erythrozyten zu messen, und im Allgemeinen erfordern erhebliche technische Expertise.

Der Wunsch, individuelle und Populationen von Zellen gleichzeitig probieren hat zu Fortschritten in der Automation und der Entwicklung der Mikrofluidik und Array-basierte Methoden geführt. Wie Ektacytometry Rheoscopy misst Verformbarkeit als Funktion der Schubspannung, sondern Bilder direkt per Mikroskop erworben werden. 25 für höheren Durchsatz Analysen wurde automatisierte Zelle Bildgebung eingesetzt, um Verformbarkeit Verteilungen durch die Rheoscope zu produzieren. 26 zellulären Heterogenität kann mit dieser Methode quantifiziert werden, wenn Daten bei einer gesunden Person zur Verfügung stehen. 27 Mikrofluidik Techniken erlauben auch für hohen Durchsatz Analysen einzelner Zellen; mehrere Designs mit Anpassungen der Filtration,28 Zelle Transit Analysatoren,29 , den Zeitaufwand für eine Erythrozyten-Strömung durch eine Zusammenarbeit misst, und Alternativen, die den Druck für Erythrozyten Transit eher messen als Zeit 30 entstanden sind. Eine weitere Plattform für hohen Durchsatz-Analyse einzelner Zellen ist die einzelne Zelle Microchamber Array Chip, hat den zusätzlichen Vorteil, dass für nachgeschaltete Fluoreszenz basierende Charakterisierung der Zellen. 31 Obwohl jede dieser Techniken ist potenziell nützlich und kann für bestimmte Anwendungen überlegen, die komparativen Vorteile der Ektacytometry umfasst Empfindlichkeit, einfache Handhabung und Präzision. Besitzen Sie 32 die neueste Generation von im Handel erhältlichen Ektacytometers auch große Vielseitigkeit in der Anzahl der Tests, die durchgeführt werden können.

Protocol

Alle Themen in dieser Studie gab schriftliche Einwilligungserklärung gemäß der Deklaration von Helsinki und den nationalen Instituten der Gesundheit Institutional Review Board genehmigt-Protokollen. 1. Einschalten der ektacytometer Verbinden Sie den Schlauch aus der Reinigungslösung in den niedrigen und hohen Osmolar Polyvinylpyrrolidon (PVP) Lösungen. Achten Sie darauf, die hohe Osmolar Lösung die 0 Osmolar der niedrigen Osmolar Lösung und 500 Osmolar Rohr herstellen.<str…

Representative Results

Ektacytometry Ergebnisse in dieser Handschrift beschrieben lässt sich die Verformbarkeit der Erythrozyten in jedem Zustand zu messen. Eine schematische Darstellung der allgemeine Aufbau eines Ektacytometer ist in Abbildung 1dargestellt. Homogene Bevölkerung der Erythrozyten erzeugt einen elliptischen Beugungsmuster in Reaktion auf die steigende Schubspannung, die zur Berechnung der Dehnung Index wie in Abbildung 2dargestellt. B…

Discussion

Die Ektacytometry beschriebenen Techniken sind einfach und gut automatisiert, valide und reproduzierbare Ergebnisse zu gewährleisten. Dennoch gibt es einige wichtige Schritte. Richtige Temperaturkontrolle des Blutes ist wichtig. Lagerung bei Raumtemperatur für mehr als acht Stunden beeinträchtigen SS ½ Werte. 34 die Gewährleistung, dass die Temperatur der Maschine stabil bei 37 ° C ist auch wichtig, wie Viskosität des Mediums Aussetzung temperaturabhängig ist. Blut sollte voll Sauerstoff s…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Arbeit wurde von den intramuralen Research Program des National Institute of Diabetes, Magen-Darm und Nieren-Erkrankungen und der National Heart, Lung and Blood Institute der National Institutes of Health unterstützt. Die hier geäußerten Meinungen liegen in der alleinigen Verantwortung der Autoren und repräsentieren nicht unbedingt die offizielle Meinung der National Institutes of Health.

Materials

LoRRca MaxSis standard version Mechatronics LORC109000
LoRRca MaxSis Osmoscan Mechatronics LORC109001
Polyvinylpyrrolidone solution (PVP) 0mOsm Mechatronics QRR030910
Polyvinylpyrrolidone solution (PVP) 500mOsm Mechatronics QRR030930
Polyvinylpyrrolidone solution (PVP) 5mL vials Mechatronics QRR030901
X clean Mechatronics QRR010946
P1000  MilliporeSigma Z646555
P200 MilliporeSigma Z646547
P200 filter tips MidSci AV200-H
P1250 filter tips MidSci AV1250-H
Kimwipes MidSci 8091
1.5 mL eppendorf tubes MidSci AVSS1700
15 mL conical vial MidSci C15R

Referenzen

  1. Bessis, M., Mohandas, N., Feo, C. Automated ektacytometry: a new method of measuring red cell deformability and red cell indices. Blood Cells. 6 (3), 315-327 (1980).
  2. Clark, M. R., Mohandas, N., Shohet, S. B. Osmotic gradient ektacytometry: comprehensive characterization of red cell volume and surface maintenance. Blood. 61 (5), 899-910 (1983).
  3. Da Costa, L., et al. Diagnostic tool for red blood cell membrane disorders: Assessment of a new generation ektacytometer. Blood Cells Mol Dis. 56 (1), 9-22 (2016).
  4. Clark, M. R., Mohandas, N., Shohet, S. B. Deformability of oxygenated irreversibly sickled cells. J Clin Invest. 65 (1), 189-196 (1980).
  5. Rabai, M., et al. Deformability analysis of sickle blood using ektacytometry. Biorheology. 51 (2-3), 159-170 (2014).
  6. Bessis, M., Mohandas, N. Laser Diffraction Patterns of Sickle Cells in Fluid Shear Fields. Blood Cells. 3, 229-239 (1977).
  7. Kim, Y., Kim, K., Park, Y., Moschandreou, T. E. . Blood Cell – An Overview of Studies in Hematology. , (2012).
  8. Streekstra, G. J., Dobbe, J. G., Hoekstra, A. G. Quantification of the fraction poorly deformable red blood cells using ektacytometry. Opt Express. 18 (13), 14173-14182 (2010).
  9. Renoux, C., et al. Importance of methodological standardization for the ektacytometric measures of red blood cell deformability in sickle cell anemia. Clin Hemorheol Microcirc. 62 (2), 173-179 (2016).
  10. Parrow, N. L., et al. Measurements of red cell deformability and hydration reflect HbF and HbA2 in blood from patients with sickle cell anemia. Blood Cells Mol Dis. 65, 41-50 (2017).
  11. Ballas, S. K., Smith, E. D. Red blood cell changes during the evolution of the sickle cell painful crisis. Blood. 79 (8), 2154-2163 (1992).
  12. Johnson, R. M., Ravindranath, Y. Osmotic scan ektacytometry in clinical diagnosis. J Pediatr Hematol Oncol. 18 (2), 122-129 (1996).
  13. Mohandas, N., Clark, M. R., Jacobs, M. S., Shohet, S. B. Analysis of factors regulating erythrocyte deformability. J Clin Invest. 66 (3), 563-573 (1980).
  14. Lazarova, E., Gulbis, B., Oirschot, B. V., van Wijk, R. Next-generation osmotic gradient ektacytometry for the diagnosis of hereditary spherocytosis: interlaboratory method validation and experience. Clin Chem Lab Med. 55 (3), 394-402 (2017).
  15. Anderson, C., Aronson, I., Jacobs, P. Erythrocyte Deformability is Reduced and Fragility increased by Iron Deficiency. Hematology. 4 (5), 457-460 (1999).
  16. Reinhart, W. H., et al. Washing stored red blood cells in an albumin solution improves their morphologic and hemorheologic properties. Transfusion. 55 (8), 1872-1881 (2015).
  17. Shin, S., et al. Progressive impairment of erythrocyte deformability as indicator of microangiopathy in type 2 diabetes mellitus. Clin Hemorheol Microcirc. 36 (3), 253-261 (2007).
  18. Tu, H., et al. Low Red Blood Cell Vitamin C Concentrations Induce Red Blood Cell Fragility: A Link to Diabetes Via Glucose, Glucose Transporters, and Dehydroascorbic Acid. EBioMedicine. 2 (11), 1735-1750 (2015).
  19. Tiburcio, M., et al. A switch in infected erythrocyte deformability at the maturation and blood circulation of Plasmodium falciparum transmission stages. Blood. 119 (24), e172-e180 (2012).
  20. Henon, S., Lenormand, G., Richert, A., Gallet, F. A new determination of the shear modulus of the human erythrocyte membrane using optical tweezers. Biophys J. 76 (2), 1145-1151 (1999).
  21. Mills, J. P., Qie, L., Dao, M., Lim, C. T., Suresh, S. Nonlinear elastic and viscoelastic deformation of the human red blood cell with optical tweezers. Mech Chem Biosyst. 1 (3), 169-180 (2004).
  22. Moura, D. S., et al. Automatic real time evaluation of red blood cell elasticity by optical tweezers. Rev Sci Instrum. 86 (5), 053702 (2015).
  23. Evans, E. A. New membrane concept applied to the analysis of fluid shear- and micropipette-deformed red blood cells. Biophys J. 13 (9), 941-954 (1973).
  24. Chen, X., Feng, L., Jin, H., Feng, S., Yu, Y. Quantification of the erythrocyte deformability using atomic force microscopy: correlation study of the erythrocyte deformability with atomic force microscopy and hemorheology. Clin Hemorheol Microcirc. 43 (3), 243-251 (2009).
  25. Musielak, M. Red blood cell-deformability measurement: review of techniques. Clin Hemorheol Microcirc. 42 (1), 47-64 (2009).
  26. Dobbe, J. G., Streekstra, G. J., Hardeman, M. R., Ince, C., Grimbergen, C. A. Measurement of the distribution of red blood cell deformability using an automated rheoscope. Cytometry. 50 (6), 313-325 (2002).
  27. Dobbe, J. G., et al. Analyzing red blood cell-deformability distributions. Blood Cells Mol Dis. 28 (3), 373-384 (2002).
  28. Kikuchi, Y., Arai, T., Koyama, T. Improved filtration method for red cell deformability measurement. Med Biol Eng Comput. 21 (3), 270-276 (1983).
  29. Moessmer, G., Meiselman, H. J. A new micropore filtration approach to the analysis of white cell rheology. Biorheology. 27 (6), 829-848 (1990).
  30. Guo, Q., et al. Microfluidic analysis of red blood cell deformability. J Biomech. 47 (8), 1767-1776 (2014).
  31. Doh, I., Lee, W. C., Cho, Y. H., Pisano, A. P., Kuypers, F. A. Deformation measurement of individual cells in large populations using a single-cell microchamber array chip. Appl Phys Lett. 100 (17), 173702-173703 (2012).
  32. Baskurt, O. K., et al. Comparison of three commercially available ektacytometers with different shearing geometries. Biorheology. 46 (3), 251-264 (2009).
  33. Baskurt, O. K., et al. New guidelines for hemorheological laboratory techniques. Clin Hemorheol Microcirc. 42 (2), 75-97 (2009).
  34. Uyuklu, M., et al. Effects of storage duration and temperature of human blood on red cell deformability and aggregation. Clin Hemorheol Microcirc. 41 (4), 269-278 (2009).
  35. Uyuklu, M., Meiselman, H. J., Baskurt, O. K. Effect of hemoglobin oxygenation level on red blood cell deformability and aggregation parameters. Clin Hemorheol Microcirc. 41 (3), 179-188 (2009).
  36. Embury, S. H., Clark, M. R., Monroy, G., Mohandas, N. Concurrent sickle cell anemia and alpha-thalassemia. Effect on pathological properties of sickle erythrocytes. J Clin Invest. 73 (1), 116-123 (1984).
  37. von Tempelhoff, G. F., et al. Correlation between blood rheological properties and red blood cell indices(MCH, MCV, MCHC) in healthy women. Clin Hemorheol Microcirc. 62 (1), 45-54 (2016).
  38. Da Costa, L., Galimand, J., Fenneteau, O., Mohandas, N. Hereditary spherocytosis, elliptocytosis, and other red cell membrane disorders. Blood Rev. 27 (4), 167-178 (2013).
check_url/de/56910?article_type=t

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Parrow, N. L., Violet, P., Tu, H., Nichols, J., Pittman, C. A., Fitzhugh, C., Fleming, R. E., Mohandas, N., Tisdale, J. F., Levine, M. Measuring Deformability and Red Cell Heterogeneity in Blood by Ektacytometry. J. Vis. Exp. (131), e56910, doi:10.3791/56910 (2018).

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