Summary

Rabiës necropsy technieken in grote en kleine dieren

Published: July 30, 2019
doi:

Summary

Het doel van dit protocol is om in kleine en grote dieren veilige obductie-technieken aan te tonen voor het verkrijgen van bevredigende weefselmonsters voor rabiës testen.

Abstract

Het laboratorium van de New Yorkse staat Department of Health (nysdoh) rabiës ontvangt jaarlijks tussen 6.000 en 9.000 specimens en voert rabiës testen uit voor de gehele staat, met uitzondering van New York City. Het rabiës laboratorium necropsies een verscheidenheid van dieren, variërend in grootte van vleermuizen tot bovids. De meeste van deze specimens zijn dieren die neurologische symptomen vertonen, maar minder dan 10% test in feite positief voor rabiës; veroorzaken trauma, laesies of andere infectieuze agentia als de oorzaak van deze symptomen. Vanwege het risico op het aerosolizing van niet-gediagnosticeerde infectieuze agentia gebruikt het rabiës laboratorium geen elektrisch gereedschap of zagen. Drie necropsie technieken zullen worden gepresenteerd voor dieren waarvan de schedels ondoordringbaar zijn met een schaar. Het laboratorium heeft deze technieken geïmplementeerd om mogelijke blootstelling aan infectieuze agentia te verminderen, onnodige manipulatie van het preparaat te elimineren en de verwerkingstijd te verkorten. De voordelen van een voorkeurs techniek in tegenstelling tot de andere zijn onderhevig aan de getrainde individuele verwerking van het preparaat.

Introduction

Werken aan de obductie-vloer van een rabiës laboratorium is inherent gevaarlijk. Soms komen specimens met ingesloten stekelvarken Quills, vreemde voorwerpen met inbegrip van pijlen/kogels/pellets of blootgestelde bot scherven die de beschermende scheepvaart wrap kunnen doordringen. Onjuiste verpakking kan leiden tot lekkage, waardoor personen die specimens uitpakken, in gevaar worden gebracht. Naast lichamelijk letsel riskeren obductie technici de blootstelling aan onbekende zoönoseverwekkers uit het CZS en lichaamsvloeistoffen van de specimens. Bovendien kunnen ectoparasieten die door het specimen worden gedragen andere zoönoseverwekkers overdragen, aangezien vlooien en teken vaak voorkomen op ingediende dieren. Afhankelijk van de geografische ligging en de soorten die betrokken zijn, variëren de blootgestelde ziekten. Arbovirussen zoals Eastern Equine encefalitis virus (eeev) of West Nile Virus (WNV), door teken overgedragen ziekten zoals de ziekte van Lyme of tularemia, bacteriën die Q-koorts of tuberculose veroorzaken, en infectieuze prionen noemen een klein aantal van de mogelijke gevaren1 , 2 , 3.

Het doel van deze methoden is om te demonstreren veilige en efficiënte obductie technieken met behulp van instrumenten die het potentieel voor verstuiving in tegenstelling tot elektrisch gereedschap of zagen4,5minimaliseren. Gewoonlijk vereist de obductie van kleine dieren in het rabiës laboratorium de schedel spieren weg te knippen en een hamer en beitel te gebruiken om het caudale ruggedeelte van de calvarium6te openen. Het verwijderen van dit gebied van calvarium blootstelt de Hind hersenen, met inbegrip van de hele cerebellum en craniale hersenstam. Gemodificeerde necropsie technieken kunnen worden uitgevoerd op het ventrale deel van de schedel, waarbij de grote schedel spieren en de dikkere gebieden van de schedel worden vermeden. Deze gemodificeerde obductie technieken zijn echter alleen mogelijk wanneer het preparaat zonder halswervels is.

Evenzo kan hersenweefsel bij grote dieren worden verwijderd door de schedel spieren te scheiden en het caudal ruggedeelte van de schedel7te openen. Er is aanzienlijke inspanning nodig om het cerebellum en de hersenstam bloot te leggen, omdat de schedels van grotere dieren over het algemeen dikker zijn. Om te voorkomen dat de schedel indringt, wordt het hoofd van een groot dier gepositioneerd zodat het ventro-caudale gedeelte van de schedel naar de technicus wordt gericht. Met behulp van gemodificeerde instrumenten worden de cerebellum en de hersenstam verwijderd door het foramen magnum. Dit is vergelijkbaar met de steekproefmethode die wordt aanbevolen door het TSE-onderzoek van de Europese Unie voor onderzoeken naar overdraagbare spongiforme encefalopathie (TSE)8. Craniale wervels moeten vooraf worden verwijderd om toegang te geven tot het foramen magnum.

Toepassing van deze technieken zijn gunstig voor voldoende opgeleide technici in rabiës laboratoria. Aangezien het laboratorium van rabiës monsters van verschillende groottes ontvangt, van jonge vleermuizen tot volwassen trekpaarden9, heeft de technicus verschillende methoden om uit te kiezen op basis van de individuele omstandigheid. De methode die wordt gedemonstreerd voor een groot dier is ook geschikt voor dierenartsen die necropsies uitvoeren in het veld, omdat het verzenden van een hele grote dierlijke kop voor rabiës testen omslachtig en kostbaar is. Het implementeren van een van deze technieken zal de veiligheid verbeteren door het potentieel van Aerosol productie te verminderen, de behandeling van het preparaat te reduceren en de verwerkingstijd te besparen. Aangezien het veld echter niet dezelfde voordelen heeft als een specifiek laboratorium voor rabiës testen, is het van wezenlijk belang dat alle wijzigingen in deze procedures gericht zijn op veiligheid, in het bijzonder het gebruik van persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM).

Protocol

Alle beschreven methoden zijn goedgekeurd door het Wadsworth Center institutioneel Dierenzorg-en gebruiks Comité (IACUC). 1. voorbereiding Don PPE, bij minimale oogbescherming (bril of gelaatsscherm), chirurgisch of N-95 masker, en niet-latex handschoenen. Werkruimte voorbereiden, idealiter een bio-Safety Cabinet (BSC), met een wegwerp werkoppervlak bekleding (bijv. Kraft papier of absorberende pads) en schone obductie instrumenten (Figuur 1)….

Representative Results

Alle terrestrische monsters die met schedels werden ingediend tussen 31 januari 2019 en 28 februari 2019 hadden informatie over de aanwezigheid van een nek en de verzamelde methode van obductie. Gedurende die tijd werden 170 hoofden geobduceerd met 18 soorten vertegenwoordigd. 52% (89/170) werd goed onthoofd. De resterende had ten minste één wervel, met inbegrip van drie hele lichaam specimens. De ventrale methode werd gebruikt 75% (128/170) van de tijd, van die, nek waren aanwezig op 4…

Discussion

Voor rabiës obductie ingediende specimens hebben vaak een geschiedenis van klinische symptomen die verenigbaar zijn met een neurologische aandoening. De aanwezigheid van een klinische ziekte kan gepaard gaan met een verscheidenheid aan aandoeningen, waaronder zoönoseverwekkers, waardoor het risico voor het personeel van een in het laboratorium verworven infectie toeneemt. Om deze Risico’s te beperken, zijn er technieken geïmplementeerd die de hantering en manipulatie van specimens verminderen.

<p class="jove_conte…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We zijn dankbaar voor het New Yorkse State Department of Health Wadsworth Center voor het ondersteunen van dit project. We willen ook de steun van Amy Willsey en Frank Blaisdell van Department of Health Wadsworth Center en LL Ranch, Altamont, NY erkennen.

Materials

Chemistry spoon Any
Curved, sharp-blunt mayo scissors Sklar 14-2055 Sklar Operating Scissors 5-1/2 Inch Premium OR Grade Stainless Steel Finger Ring Handle Curved Sharp/Blunt
Large sharp restaurant-quality carving knife Dexter P94848 8" Scalloped Utility Knife, white handle
Locking tumor-tenacula Diamond Scientific and Surgicals N/A Czerny Tenaculum Forcep
Modified stiletto knife (6.5 inch long blade carving knife ground to 0.5 inch wide) Dexter P94848 Modified 8" Scalloped Utility Knife, white handle
Orthopedic mallet-hammer Mortech N/A Postmortem hammer with hook
Sharp councilman orthopedic bone chisel Shandon 60-5 Councilman's Chisel Blade: 2 in x 2.25 in standard 7 in
Sharpened tablespoon or other long handled spoon Any
Smooth-tipped tissue dressing forceps without teeth Shandon 63-03 Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps
Powder-free non-latex gloves Any
Safety glasses, goggles, or faceshield Any
Surgery or N-95 mask Any
Kraft paper, butcher paper, absorbent pad, etc Any

Referenzen

  1. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). West Nile virus activity – United States, 2009. MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59 (25), 769-772 (2010).
  2. McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B., Gray, G. C. Humans and cattle: A review of bovine zoonoses. Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14 (1), 1-19 (2014).
  3. Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual Available from: https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases (2019)
  4. Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies. Veterinary Pathology. 54 (3), 425-436 (2017).
  5. Green, F. H. Y., Yoshida, K. Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents. Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5 (12), 853-858 (1990).
  6. Barrat, J., Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis. Laboratory techniques in Rabies 4th Edition. , 425-427 (1996).
  7. Ness, S. L., Bain, F. T. How to perform an equine field necropsy. American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).
  8. . Sample requirements for TSE testing and confirmation – EURL guidance Available from: https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf (2019)
  9. . Rabies reports Available from: https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports (2019)
  10. . Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States Available from: https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf (2019)
  11. Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle. Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).
  12. Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30 (4), 633-636 (2018).
  13. Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction. Public Health Reports. 134 (1), 57-62 (2019).
  14. Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. Chapter 7. Brain removal. Laboratory techniques in Rabies 5th Edition. , 67-72 (2018).
check_url/de/59574?article_type=t

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Jarvis, J. A., Brown, K. T., Appler, K. A., Fitzgerald, D. P., Davis, A. D. Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals. J. Vis. Exp. (149), e59574, doi:10.3791/59574 (2019).

View Video