Summary

Beeldvorming Intranucleaire Actin Staven in Live Heat Stressed Drosophila Embryo's

Published: May 15, 2020
doi:

Summary

Het doel van dit protocol is om Rhodamine-geconjugeerde bolvormige actine te injecteren in Drosophila embryo’s en beeld intranucleaire actine staaf assemblage na hitte stress.

Abstract

Het doel van dit protocol is om intranucleaire actinestaven te visualiseren die zich verzamelen in levende Drosophila melanogaster embryo’s na hittestress. Actin staven zijn een kenmerk van een geconserveerde, induceerbare Actin Stress Response (ASR) die gepaard gaat met menselijke pathologieën, waaronder neurodegeneratieve ziekte. Eerder toonden we aan dat de ASR bijdraagt aan morfogenesefalen en verminderde levensvatbaarheid van het ontwikkelen van embryo’s. Dit protocol maakt de voortdurende studie mogelijk van mechanismen die ten grondslag liggen aan actine staafassemblage en de ASR in een modelsysteem dat zeer vatbaar is voor beeldvorming, genetica en biochemie. Embryo’s worden verzameld en op een afdeklip gemonteerd om ze voor te bereiden op injectie. Rhodamine-geconjugeerde bolvormige actine (G-actineRed) wordt verdund en in een microneedle geladen. Een enkele injectie wordt gemaakt in het midden van elk embryo. Na injectie worden embryo’s geïncubeerd bij verhoogde temperatuur en intranucleaire actinestaven worden vervolgens gevisualiseerd door confocale microscopie. Fluorescentieherstel na fotobleaching (FRAP) experimenten kunnen worden uitgevoerd op de actinestaven; en andere actinerijke structuren in het cytoplasma kunnen ook in beeld worden We vinden dat G-actineRed polymeriseert als endogene G-actine en op zichzelf de normale embryoontwikkeling niet verstoort. Een beperking van dit protocol is dat er tijdens de injectie op moet worden gelet om ernstig letsel aan het embryo te voorkomen. Echter, met de praktijk, het injecteren van G-actineRood in Drosophila embryo’s is een snelle en betrouwbare manier om actine staven te visualiseren en kan gemakkelijk worden gebruikt met vliegen van elk genotype of met de introductie van andere cellulaire spanningen, waaronder hypoxie en oxidatieve stress.

Introduction

Dit protocol beschrijft hoe G-actineRood te injecteren om de assemblage van intranucleaire actine staven in hitte-gestresste embryo’s die een induceerbare Actin Stress Response (ASR)ondergaan visualiseren 1. We ontwikkelden dit protocol ter ondersteuning van studies van de ASR, die in embryo’s leidt tot verstoorde morfogenese en verminderde levensvatbaarheid, en bij volwassen menselijke celtypen wordt geassocieerd met pathologieën zoals nierfalen2, spier myopathieën3, en Alzheimer en De Ziekte van Huntington4,5,6,7,8. Deze ASR wordt veroorzaakt door talrijke cellulaire spanningen, waaronder hitteschok9,10,11,oxidatieve stress4,6, verminderde ATP-synthese12, en abnormale Huntingtine of β-amyloïde oligomerisatie4,5,6,7,9,13,14,15,16. Een kenmerk van de ASR is de assemblage van afwijkende actinestaven in het cytoplasma of de kern van aangetaste cellen, die wordt aangedreven door stress-geïnduceerde hyperactivatie van een actine interacterend eiwit, Cofilin1,5,6,10. Helaas blijven er belangrijke kennislacunes bestaan met betrekking tot de ASR. De functie van de actinestaven is bijvoorbeeld niet bekend. We begrijpen niet waarom staven zich vormen in het cytoplasma van sommige celtypen, maar de kern van anderen. Het is ook niet duidelijk of de ASR beschermend of onaantastelijk is voor cellen of embryo’s die stress ervaren. Tot slot kennen we nog steeds niet de gedetailleerde mechanismen die ten grondslag liggen aan Cofilin hyperactivatie of actine staafassemblage. Dit protocol biedt dus een snelle en veelzijdige test om de ASR te onderzoeken door actine staafvorming en dynamiek in het zeer tracteerbare experimentele systeem van het levende fruitvliegembryo te visualiseren.

Het protocol om G-actineRed te micro-injecteren in levende Drosophila-embryo’s werd aanvankelijk ontwikkeld om de dynamiek van normale cytoplasmatische actinestructuren17 te bestuderen tijdens weefselopbouwgebeurtenissen. In die studies ontdekten we dat G-actineRode injectie geen negatieve invloed had op vroege ontwikkelingsprocessen in het embryo, waaronder cytokinese of gastrulatie17,18. Vervolgens hebben we het protocol gewijzigd, waarbij we de embryobehandeling en G-actineRed-injectie hebben aangepast om beeldvorming van actinestaven in hittebelaste embryo’s die de ASR1ondergaan mogelijk te maken. Andere methoden naast G-actineRode injectie kunnen worden gebruikt om actine in embryo’s te visualiseren. Deze methoden zijn gebaseerd op het uitdrukken van fluorescerende eiwitten (FPs) die zijn getagd op actine of op domeinen van actinebindende eiwitten, zoals Utrophin-mCherry, Lifeact, F-tractin-GFP en Moesin-GFP (herzien in19). Het gebruik van deze FP-sondes vereist echter voorzichtigheid, omdat ze sommige actinestructuren kunnen stabiliseren of verstoren, niet alle actinestructuren gelijk labelen20, en in het geval van actin-GFP, zeer overexpressie hebben – problematisch voor de analyse van staafassemblage die niet alleen stressafhankelijk is, maar ook actineconcentratieafhankelijk1. Zo is G-actinRed de voorkeursonde voor staafstudies in vliegenembryo’s, en de grote omvang van het embryo maakt de eenvoudige injectie mogelijk.

De workflow van dit protocol is vergelijkbaar met andere gevestigde micro-injectietechnieken die zijn gebruikt voor het injecteren van eiwitten, nucleïnezuren, geneesmiddelen en fluorescerende indicatoren in Drosophila-embryo ‘s21,22,23,24,25,26,27. Echter, na de micro-injectie van G-actineRood hier, embryo’s worden blootgesteld aan milde hitte stress om de ASR en intranucleaire actine staaf assemblage te induceren. Voor laboratoria met toegang tot vliegen en een injectieplatform moet deze methode gemakkelijk uitvoerbaar en aanpasbaar zijn voor specifieke studielijnen met betrekking tot de ASR, met inbegrip van de inductie ervan door verschillende spanningen of modulatie in verschillende genetische achtergronden.

Protocol

1. Bereid embryoverzamelingsbekers en appelsap-agarplaten voor Bouw vijf dagen voor het injectie-experiment28 of koop ten minste twee kleine embryoverzamelingsbekers. Maak verse 60 mm appelsap agar borden te gebruiken met kleine collectie kopjes28. Bewaar platen in plastic dozen bedekt met vochtige papieren handdoeken op 4 °C.OPMERKING: Kleine embryoverzamelingsbekers, gevuld met vliegnummers zoals beschreven in stap 1.3, zullen per experiment voldoende embry…

Representative Results

Een schematische workflow van embryoverwerking wordt weergegeven in figuur 1en een tijdschema voor een typisch experiment wordt gepresenteerd in tabel 1. Een schatting voor een goed experimenteel resultaat is dat voor elke 10 geïnjecteerde embryo’s ten minste de helft van de bekeken embryo’s zich in de juiste ontwikkelingsfase bevindt, onbeschadigd, en een robuuste ASR vertoont met hittestress bij 32 °C. Deze ASR zal worden aangetoond door de assemblage van intranucleaire…

Discussion

Het belang van deze methode is dat het gebruik maakt van het gevestigde protocol van micro-injectie in Drosophila embryo’s21,22,23,24,25,26,27 om nieuw onderzoek met betrekking tot de ASR en de bijbehorende actin staaf assemblage mogelijk te maken. Een groot voordeel van het injecte…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

De auteurs erkennen dankbaar het werk van Liuliu Zheng en Zenghui Xue, die deze techniek hielpen pionieren in het Sokac-lab, evenals Hasan Seede die hielp met de analyse. Het werk voor deze studie wordt gefinancierd door een subsidie van NIH (R01 GM115111).

Materials

Adenosine triphosphate (ATP) Millipore-Sigma A23835G Component of G buffer
Apple juice, Mott's, 64 fl oz Mott's 014800000344 Component of apple juice plates
Bacto Agar BD 214010 Component of apple juice plates
Bleach, PureBright Germicidal, 6.0% sodium hypochlorite KIK International 059647210020 For dechorionating embryos
Calcium chloride Millipore-Sigma C1016500G Component of G buffer
Cell strainer, 70 μm Falcon 352350 For collecting dechorionated embryos
Confocal microscope, LSM 880 34-channel with Airyscan Zeiss 0000001994956 For imaging intranuclear actin rods
Desiccant Drierite 24001 For desiccating embryos
Dissecting microscope, Stemi 508 Stereoscope with 8:1 zoom Zeiss 4350649000000 For arranging embryos on agar wedge
Dissecting needle, 5 in Fisher Scientific 08965A For arranging embryos on agar wedge
Dithiothreitol (DTT) Fisher Scientific BP1725 Component of G buffer
Double-sided Tape, Scotch Permanent, 0.5 in x 250 in 3M 021200010323 For making embryo glue
Embryo collection cage Genessee Scientific 59100 For housing adult flies and collecting embryos
Fine tip tweezers, Dumont Tweezer, Style 5 Electron Microscopy Sciences 72701D For arranging embryos on agar wedge
Glass capillaries, Borosillicate glass, thin 1 mm x 0.75 mm World Precision Instruments, Inc. TW1004 For microneedles
Halocarbon oil 27 Millipore-Sigma H8773100ML For hydration of embryos
Heated stage incubator Zeiss 4118579020000, 4118609020000, 4118609010000 For confocal imaging
Lab Tissue Wipers, KimWipes Kimberly-Clark 34155 Lab tissue wipers
Light microscope, Invertoskop 40C Inverted Phase contrast microscope, refurbished Zeiss Discontinued Injection microscope
Methyl-4-hydroxybenzoate Millipore-Sigma H36471KG Component of apple juice plates
Microinjector, FemtoJet4x Eppendorf 5253000025 Microinjector
Micro loader tips, epT.I.P.S. 20 μL Eppendorf 5242956003 For loading microneedles
Micromanipulator and injection stage with x,y,z dials for needle adjustment Bernard Instruments, Inc (Houston, TX) Custom For performing microinjections
Micropipette puller, Model P-97, Flaming/Brown Sutter Instruments P97 For pulling capillary tubes to make microneedles
Microscope cover glass 24×50-1.5 Fisher Scientific 12544E For mounting embryos
Microscope slides, Lilac Colorfrost, Precleaned, 25 x 75 x 1mm Fisher Scientific 22037081 For mounting embryos for injection
n-Heptane Fisher Scientific H3601 Component of embryo glue
Objective, 10x Zeiss Discontinued 10x objective for injection microscope
Objective, C-Apochromat 40x/1,2 W Korr. FCS Zeiss 4217679971711 40x water objective for confocal
Objective, LD LCI Plan-Apochromat 25x/0.8 Imm Cor DIC M27 for oil, water, silicone oil or glycerine immersion (D=0-0.17mm) (WD=0.57mm at D=0.17mm) Zeiss 4208529871000 25x mixed immersion objective for confocal
Objective, Plan-Apocrhomat 63x/1.40 Oil DIC f/ELYRA Zeiss 4207829900799 63x oil objective for confocal
Paintbrush, Robert Simmons Expression E85 Pointed Round size 2 Daler-Rowney 038372016954 For transferring embryos
Paper towels, Kleenex C-fold paper towels, white Kimberly-Clark 884266344845 For blotting cell strainer
Pasteur pipette, 5 3/4 in Fisher Scientific 1367820A For covering embryos with oil
Petri dish, glass, 100 x 20 mm Corning 3160102 For humid incubation chamber
Petri dish, plastic, 60 x 15 mm VWR 25384092 For apple juice plates
Pipette, Eppendorf Reference 0.5-10 μL Eppendorf 2231000604 For loading the microneedle
Pipette tip, xTIP4 250 μL Biotix 63300006 For adding embryo glue to coverslip
Razor blade VWR 55411050 For cutting agar wedge, tape, pipette tips
Rhodamine-conjugated globular actin, human platelet (non-muscle; 4×10 μg) Cytoskeleton, Inc. APHR-A G-actin^Red
Scintillation vial, 20 mL Glass borosillicate with polyethylene liner and urea caps Fisher Scientific 033377 For making embryo glue
Screw top jar, 16 oz Nalgene 000194414195 For desiccating embryos
Stage micrometer Electron Microscopy Sciences 602104PG For calibrating volume of G-actin injection
Sucrose Millipore-Sigma 840971KG Component of apple juice plates
Trizma base Millipore-Sigma T15031KG Component of G buffer
Yeast, Lesaffre Yeast Corporation Yeast, Red Star Active Dry, 32 oz Lesaffre Yeast Corporation 117929157002 Component of yeast paste

Referenzen

  1. Figard, L., et al. Cofilin-mediated Actin Stress Response is maladaptive in heat-stressed embryos. Cell Reports. 26 (49), 3493-3501 (2019).
  2. Ashworth, S. L., et al. ADF/cofilin mediates actin cytoskeletal alterations in LLC-PK cells during ATP depletion. American Journal of Physiology Renal Physiology. 284 (4), 852-862 (2003).
  3. Vandebrouck, A., et al. In vitro analysis of rod composition and actin dynamics in inherited myopathies. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 69 (5), 429-441 (2010).
  4. Minamide, L. S., Striegl, A. M., Boyle, J. A., Meberg, P. J., Bamburg, J. R. Neurodegenerative stimuli induce persistent ADF/cofilin-actin rods that disrupt distal neurite function. Nature Cell Biology. 2 (9), 628-636 (2000).
  5. Bamburg, J. R., et al. ADF/Cofilin-actin rods in neurodegenerative diseases. Current Alzheimer Research. 7 (3), 241-250 (2010).
  6. Bamburg, J. R., Bernstein, B. W. Actin dynamics and cofilin-actin rods in alzheimer disease. Cytoskeleton. 73 (9), 477-497 (2016).
  7. Bernstein, B. W., Chen, H., Boyle, J. A., Bamburg, J. R. Formation of actin-ADF/cofilin rods transiently retards decline of mitochondrial potential and ATP in stressed neurons. AJP: Cell Physiology. 291 (5), 828-839 (2006).
  8. Munsie, L. N., Desmond, C. R., Truant, R. Cofilin nuclear-cytoplasmic shuttling affects cofilin-actin rod formation during stress. Journal of Cell Science. 125 (17), 3977-3988 (2012).
  9. Iida, K., Iida, H., Yahara, I. Heat shock induction of intranuclear actin rods in cultured mammalian cells. Experimental Cell Research. 165, 207-215 (1986).
  10. Ohta, Y., Nishida, E., Sakai, H., Miyamoto, E. Dephosphorylation of cofilin accompanies heat shock-induced nuclear accumulation of cofilin. Journal of Biological Chemistry. 264 (27), 16143-16148 (1989).
  11. Iida, K., Matsumoto, S., Yahara, I. The KKRKK sequence is involved in heat shock-induced nuclear translocation of the 18-kDa actin-binding protein, cofilin. Cell Structure and Function. 17 (1), 39-46 (1992).
  12. Minamide, L. S., et al. Isolation and characterization of cytoplasmic cofilin-actin rods. Journal of Biological Chemistry. 285 (8), 5450-5460 (2010).
  13. Masurovsky, E. B., Benitez, H. H., Kim, S. U., Murray, M. R. Origin, development, and nature of intranuclear rodlets and associated bodies in chicken sympathetic neurons. The Journal of Cell Biology. 44 (7), 172-191 (1970).
  14. Feldman, M. L., Peters, A. Intranuclear rods and sheets in rat cochlear nucleus. Journal of Neurocytology. 1 (2), 109-127 (1972).
  15. Nishida, E., et al. Cofilin is a component of intranuclear and cytoplasmic actin rods induced in cultured cells. Cell Biology. 84 (8), 5262-5266 (1987).
  16. Ono, S., Abe, H., Nagaoka, R., Obinata, T. Colocalization of ADF and cofilin in intranuclear actin rods of cultured muscle cells. Journal of Muscle Research and Cell Motility. 14 (2), 195-204 (1993).
  17. Xue, Z., Sokac, A. M. Back-to-back mechanisms drive actomyosin ring closure during Drosophila embryo cleavage. The Journal of Cell Biology. 215 (3), 335-344 (2016).
  18. Cao, J., Albertson, R., Riggs, B., Field, C. M., Sullivan, W. Nuf, a Rab11 effector, maintains cytokinetic furrow integrity by promoting local actin polymerization. Journal of Cell Biology. 182 (2), 301-313 (2008).
  19. Spracklen, A. J., Fagan, T. N., Lovander, K. E., Tootle, T. L. The pros and cons of common actin labeling tools for visualizing actin dynamics during Drosophila oogenesis. Entwicklungsbiologie. 393 (2), 209-226 (2014).
  20. Chen, Q., Nag, S., Pollard, T. D. Formins filter modified actin subunits during processive elongation. Journal of Structural Biology. 177 (1), 32-39 (2012).
  21. Iordanou, E., Chandran, R. R., Blackstone, N., Jiang, L. RNAi interference by dsRNA injection into Drosophila embryos. Journal of Visualized Experiments. (50), 2477 (2011).
  22. Juarez, M. T., Patterson, R. A., Li, W., McGinnis, W. Microinjection wound assay and in vivo localization of epidermal wound response reporters in Drosophila embryos. Journal of Visualized Experiments. 81, 50750 (2013).
  23. Carreira-Rosario, A., et al. Recombineering homologous recombination constructs in Drosophila. Journal of Visualized Experiments. (77), 50346 (2013).
  24. Brust-Mascher, I., Scholey, J. M. Microinjection techniques for studying mitosis in the Drosophila melanogaster syncytial embryo. Journal of Visualized Experiments. (31), 1382 (2009).
  25. Catrina, I. E., Bayer, L. V., Omar, O. S., Bratu, D. P. Visualizing and tracking endogenous mRNAs in live Drosophila melanogaster egg chambers. Journal of Visualized Experiments. (148), 58545 (2019).
  26. Wessel, A. D., Gumalla, M., Grosshans, J., Schmidt, C. F. The mechanical properties of early Drosophila embryos measured by high-speed video microrheology. Biophysical Journal. 108 (8), 1899-1907 (2015).
  27. Mollinari, C., González, A., Cid-Arregui, A., García-Carrancá, Microinjection and transgenesis. Microinjection and Transgenesis: Strategies and Protocols. , 587-603 (1998).
  28. Figard, L., Sokac, A. M. Imaging cell shape change in living Drosophila embryos. Journal of Visualized Experiments. (49), 2503 (2011).
  29. Oesterle, A. . Pipette Cookbook 2018: P-97 and P-1000 Micropipette Pullers. , (2018).
  30. Bownes, M. A photographic study of development in the living embryo of Drosophila melanogaster. Journal of Embryology and Experimental Morphology. 33 (3), 789-801 (1975).
  31. Powsner, L. The effects of temperature on the durations of the developmental stages of Drosophila melanogaster. Physiological Zoology. 8 (4), 474-520 (1935).
  32. Hunter, M. V., Willoughby, P. M., Bruce, A. E. E., Fernandez-Gonzalez, R. Oxidative Stress Orchestrates Cell Polarity to Promote Embryonic Wound Healing. Developmental Cell. 47 (3), 377-387 (2018).

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Biel, N., Figard, L., Sokac, A. M. Imaging Intranuclear Actin Rods in Live Heat Stressed Drosophila Embryos. J. Vis. Exp. (159), e61297, doi:10.3791/61297 (2020).

View Video