JoVE Journal > Bioengineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Ergebnisse
Discussion
Offenlegungen
Acknowledgements
Materials
Referenzen
Automatische Übersetzung
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biotechnik

Directe bioprinting van 3D-meercellige borstsferoïden op endotheelnetwerken

Published: November 02, 2020
doi:
10.3791/61791
,
1Department of Biology,Drexel University, 2Fischell Department of Bioengineering,University of Maryland

Summary

Het doel van dit protocol is om borsteptheelcellen rechtstreeks bioprinten als meercellige sferoïden op voorgevormde endotheelnetwerken om snel 3D-borst-endotheel co-cultuurmodellen te creëren die kunnen worden gebruikt voor geneesmiddelenscreeningsstudies.

Abstract

Bioprinting ontpopt zich als een veelbelovend hulpmiddel om 3D-menselijke kankermodellen te fabriceren die kritieke kenmerken van in vivo weefselarchitectuur beter samenvatten. In de huidige laag-voor-laag extrusie bioprinting worden individuele cellen geëxtrudeerd in een bioink samen met complexe ruimtelijke en temporele signalen om hiërarchische weefsel zelfassemblage te bevorderen. Deze biofabricatietechniek is echter gebaseerd op complexe interacties tussen cellen, bioinks en biochemische en biofysische signalen. Zelfassemblage kan dus dagen of zelfs weken duren, kan specifieke bioinks vereisen en kan niet altijd optreden wanneer er meer dan één celtype bij betrokken is. Daarom ontwikkelden we een techniek om voorgevormde 3D borsteperiële sferoïden direct te bioprinten in een verscheidenheid aan bioinks. Bioprinted voorgevormde 3D borst epitheel sferoïden hielden hun levensvatbaarheid en gepolariseerde architectuur na het afdrukken. We hebben bovendien de 3D-sferoïden geprint op vasculaire endotheelcelnetwerken om een co-cultuurmodel te creëren. Zo creëert de nieuwe bioprintingtechniek snel een meer fysiologisch relevant 3D-menselijk borstmodel tegen lagere kosten en met een hogere flexibiliteit dan traditionele bioprintingtechnieken. Deze veelzijdige bioprinttechniek kan worden geëxtrapoleerd om 3D-modellen van andere weefsels in extra bioinks te maken.

Introduction

3D in vitro vasculaire tumormodellen zijn essentiële hulpmiddelen voor mechanistische studie van kankergroei en uitzaaiingen. Met name voor borstkanker organiseren borsteptheelcellen die in Matrigel worden gekweekt zich in gepolariseerde sferoïden die meer lijken op de in vivo mammary acinus-architectuur1,2,3,4,5,6,7,8. 3D borst epitheelcelcultuur beïnvloedt ook celfunctie, met 3D culturen die verschillen in epidermale groeifactor (EGF) receptormodulatietonen 8,9; oncogene functie, met inbegrip van ErbB210; groei en apoptose die11,12signaleren ; en chemotherapieresistentie13,14. Vasculaire endotheelcellen reageren op dezelfde manier anders op omgevingsprikkels in 3D versus traditionele 2D-cultuur15,16,17,18. Veel van het begrip van vasculaire endotheel- en borsteperiële interacties komt echter voort uit de 2D-cultuur met behulp van geconditioneerde medium- of Transwell-inserts, of 3D-modellen waarin de twee celtypen fysiek gescheiden zijn19,20,21,22,23. Deze co-cultuurmodellen bieden beperkt fysiologisch inzicht, omdat zowel 3D-cultuur als celcelcontact van cruciaal belang zijn voor vasculaire endotheel – borsteperiële celinteracties24,25,26.

3D kankermodellen zijn vervaardigd met behulp van een verscheidenheid aan technieken, waaronder hangende druppel sferoïde vorming, bioprinting, magnetische assemblage en cultuur binnen hydrogels of op ontworpen steigers5,27,28,29. Meer recent werden 3D-tumormodellen gemaakt met meerdere celtypen gerangschikt in hun respectieve 3D-structuren. In een voorbeeld van een tumor-op-een-chip platform, kanker, endotheel, entromale cellen werden gemengd in een matrix en vervolgens geïnjecteerd in de drie centrale weefselkamers in een polydimethylsiloxaan (PDMS) apparaat. De weefselkamers werden begrensd door twee buitenste kanalen die een slagader en venule vertegenwoordigden. Na 5-7 dagen cultuur vormden endotheelcellen een microvasculaire netwerk en verspreidden kankercellen zich om kleine tumoren in de buurt van de vasculatuur te vormen. Dit platform werd vervolgens gebruikt om drugs en drugscombinaties te screenen30. Er zijn extra tumor-op-een-chipplatforms gecreëerd om uitzaaiingen en kankertypen te bestuderen met specifieke mechanische stimuli (bijv. mechanische belasting in de longen)31,32. Deze platforms omvatten echter over het algemeen niet zowel vasculatuur als kanker in hun respectieve 3D-structuren.

Biofabrication toont grote belofte in het bevorderen van 3D in vitro vascularized tumormodellen, aangezien het strakke ruimtelijke controle over cellocatie mogelijk maakt. Ondanks de groei van bioprinting in het afgelopen decennium, richten weinig studies zich specifiek optumoren 33,34. In een voorbeeld werd 3D-printen van HeLa-cellen in een gelatine/alginaat/fibrinogeenhydrogel gebruikt om een in vitro baarmoederhalskankermodel te maken. Tumorcellen werden bioprinted als individuele cellen en vervolgens toegestaan om sferoïden te vormen, die een hogere proliferatiesnelheid, verhoogde matrix metalloproteinase expressie en een hogere chemoresistance vertoonden dan cellen in 2D-cultuur35. In deze studies werden, net als in vele andere36,37, gescheiden celsuspensies bioprinted, en vervolgens werden de celculturen voorzien van de vereiste mechanische en biochemische signalen om de cellen in staat te stellen een 3D-structuur te vormen. Cellulaire zelfassemblage kan echter dagen of weken duren, kan complexe ruimtelijke en temporele omgevingssignalen vereisen of kan niet optreden wanneer twee celtypen naast elkaar worden gekweekt. Bijvoorbeeld, borst epitheelcellen geïnduceerde celdood in endotheelcellen in 2D co-cultuur, en dissociated borst epitheelcellen vormden geen 3D sferoïden toen bioprinted in alginaat/gelatine hydrogels38. Dissociated borst epitheel of kankercellen vormden sferoïden in bioinks op basis van alginaat alleen wanneer ze in cirkelvormige PDMS-mallen waren ingesloten. In andere gevallen werden sferoïden gevormd met behulp van hangende druppels in cirkelvormige putplaten met ultralage bevestiging en vervolgens gemengd in bioinks op basis van alginaat39,40.

We beschrijven nu een alternatieve 3D weefsel biomanufacturing methode in dit protocol. In plaats van gedissocieerde cellen te zaaien en te wachten tot deze cellen de 3D-structuren vormen, beschrijven we hoe we 3D-tumorsferoïden op een vasculair buisnetwerk kunnen maken en bioprinten om een tumorcocultuurmodel te creëren dat bijna onmiddellijk kan worden gebruikt. Tumorsferoïden kunnen in vitro worden gekweekt of afkomstig zijn van menselijke weefsels (organoïden). Op dezelfde manier kunnen vasculaire buizen worden gekweekt of kunnen worden afgeleid van adiposeweefsel microvasculaire fragmenten. Bioinks kan variëren van biologisch inactief alginaat tot het zeer biologisch actieve Matrigel41. Aangezien dit 3D tumor co-cultuurmodel met een verscheidenheid van celstructuren en bioinks kan worden gecre ërd, kan het veelvoudige celtypes, extracellulaire matrices, en chemokine gradiënten15,42omvatten. Hoewel in de huidige formulering de endotheelnetwerken niet kunnen worden doordrongend, kunnen toekomstige iteraties deze methode integreren met microfluïden of -on-chip-systemen. Bioprinting 3D borst epitheel sferoïden op endotheelnetwerken maakt snelle biofabrication van menselijke borstmodellen voor drug testen en gepersonaliseerde precisie geneeskunde27.

Protocol

1. Borst epitheelcelgroei en testmedia MCF10A borst epitheelcellenOPMERKING: De niet-tumorigeen vereeuwigde borstep epitheelcellijn is afgeleid van een patiënt met fibrocystische ziekte43. Cellen drukken geen oestrogeenreceptor uit. Om 20 μg/ml epidermale groeifactor (EGF) voor te bereiden, lost u 100 μg gelyophiliseerde EFG op in 500 μL steriele dH2O om 200 μg/ml EFG te maken. Voeg 500 μL van 200 μg/ml EFG toe aan 4,5 ml steriele 0,1% BSA in dH2O…

Representative Results

Borsteperiële cellen moeten zichzelf organiseren in 3D-sferoïden na 5-8 dagen cultuur op matrixoplossing en in kweekmedium met 2% matrixoplossing. Niet-tumorigeen mcf10a borst epitheel sferoïden moeten rond lijken en hebben een hol centrum, met integrin α6 gepolariseerd aan de buitenste rand van de sferoïde(figuur 1, inzet toont holle centra). Zeer invasieve MDA-MB-231 epitheelcellen van borstkanker vormen onregelmatige sferoïden. Sferoïden moeten worden gebruikt wanneer ze een diamet…

Discussion

Dit protocol is het eerste in zijn soort dat sferoïden bioprint in hun 3D-architectuur voor co-cultuur met endotheelcellen ook in hun 3D-architectuur. Kritieke protocolstappen omvatten de eerste vorming van borsteperiële sferoïden en HUVEC-netwerken. Extreme voorzichtigheid moet worden betracht bij het voeden van epitheelsferoïden, omdat ze gemakkelijk worden verstoord door de matrixoplossing. Evenzo moeten borsteperiële sferoïden met zorg worden behandeld wanneer ze van de matrixoplossing worden gepijpt en in de n…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit onderzoek werd gefinancierd door NIH 1R01HL140239-01 aan AMC. We willen het Cell Imaging Center van de Drexel University bedanken.

Materials

37°C incubator, 5% CO2 and 95% humidity Sanyo MCO-20AIC Cell incubation
3D Bio printer custom-made None Used for bioprinting
8-well chamber slides VWR, Radnor, PA 53106-306 for seeding spheroids
25-gauge needle Sigma, St. Louis, MO Z192406-100EA bioprinting syringe needle
Absolute ethanol (200 proof ) Sigma, St.Louis, MO E7023-500ML reconsitution of media components
Affinipure F(ab′)2 fragment goat anti-mouse IgG Jackson ImmunoResearch, West Grove, PA 115006020 secondary block – Immunofluorescence
Alexa Fluor 488 (1:200) Thermo Fisher, Waltham, MA A-11006 Seconday antibody-Immunofluorescence
Bovine insulin Sigma, St.Louis, MO I-035-0.5ML MCF10A Media additive
Bovine serum albumin (BSA) Sigma, St.Louis, MO A2153-500G Blocking agent -Immunofluorescence
Falcon 70 µm Cell Strainer Corning, Corning, NY 352350 Remove large or clustered spheroids
CellTracker™ Red CMTPX Dye Thermo Fisher, Waltham, MA C34552 pre-stain for HUVEC tubes
Compact Centrifuge Hermle- Labnet, Edison ,NJ Z206A For cell centrifugations
Cholera Toxin Sigma, St.Louis, MO C8052-.5MG MCF10A Media additive
Conical tubes 15 mL VWR, Radnor, PA 62406-200 Collecting and resuspending cells
Countess II-FL Cell counter Thermo Fisher, Waltham, MA AMQAF1000 counting cells
Glass pipettes (10 mL) VWR, Radnor, PA 76184-746 cell resuspension
DMEM F:12 Thermo Fisher, Waltham, MA 11320033 MCF10A basal media
DMEM 1X VWR, Radnor, PA 10-014-CV MDA-MB-231 basal media
Endothelial Basal Medium-2 (EBM-2) Lonza, Durham, NC CC-3156 HUVEC basal media
Endothelial Growth Medium-2 (EGM-2) Lonza, Durham, NC CC-3162 Accompanied with a Bulletkit (containing growth factors)
Alexa Fluor™ 488 Phalloidin Thermo Fisher, Waltham, MA Labelling MDA-MB-231 spheroids
Fetal Bovine serum Cytiva, Logan, UT SH30071.03 HUVEC/MDA-MB-231 media additive
Goat serum Thermo Fisher, Waltham, MA 16210064 Live and dead cell stain assay for cell viability
Glycine Sigma, St.Louis, MO G8898-500G immunofluorescence buffer component
Hoescht 33342 Thermo Fisher, Waltham, MA 62249 Nuclei stain immunofluorescence
Horse Serum Thermo Fisher, Waltham, MA 16050130 MCF10A Media additive
Hydrocortisone Sigma, St.Louis, MO H0888-5G MCF10A Media additive
Human Umblical Vein Endothelial cells (HUVECs) Cell applications, San Diego , CA 200-05f Endothelial cell lines
Integrin α6 Millipore, Billerica, MA MAB1378 Immunofluorescence spheroid labelling component
Live Dead assay Thermo Fisher, Waltham, MA L3224 Live and dead cell stain assay for cell viability
LSM 700 Confocal microscope Zeiss, Thornwood, NY Used to visualize cells
Matrigel – growth factor reduced 10 mg/ml VWR, Radnor, PA 354230 Spheroid formation
MCF10A cells ATCC CRL-10317 Breast cell line
MDA-MB-231 cells ATCC HTB-26 Breast cell line
Paraformaldehyde Sigma, St.Louis, MO 158127-500G cell fixative
Penicillin and streptomycin Thermo Fisher, Waltham, MA 15140122 MCF10A / MDA-MB-231/HUVEC Media additive
Phosphate Buffered Saline 1X (PBS) Thermo Fisher, Waltham, MA 7001106 Wash buffer for cells before trypsinization
Phosphate buffer saline 10X Thermo Fisher, Waltham, MA AM9625 immunofluorescence buffer component
Prolong gold antifade Thermo Fisher, Waltham, MA P36934 immunofluorescence mountant medium
Recombinant Human Epidermal Growth Factor, EGF Peprotech, Rocky Hill, NJ AF-100-15 MCF10A/ assay media component
Sodium Azide Sigma, St.Louis, MO S2002-25G immunofluorescence buffer component
Sterile syringe (10 mL) VWR, Radnor, PA 75846-757 bioprinting process
Tissue culture dish (10cm) VWR, Radnor, PA 25382-166 monolayer cell culture
Triton X-100 Sigma, St.Louis, MO T8787-250ML immunofluorescence buffer component
Trypan blue 0.4% Thermo Fisher, Waltham, MA 15250061 cell counter additive
Trypsin-EDTA 0.05% Thermo Fisher, Waltham, MA 25300054 cell detachment
Tween -20 Thermo Fisher, Waltham, MA 85113 immunofluorescence buffer component
>Vascular Endothelial Growth factor (VEGF165) Peprotech, Rocky Hill, NJ 100-20 HUVEC tube additive
Volocity 6.3 cell imaging software PerkinElmer, Hopkinton, MA Z stack compresser
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referenzen

  1. Barcellos-Hoff, M. H., Aggeler, J., Ram, T. G., Bissell, M. J. Functional differentiation and alveolar morphogenesis of primary mammary cultures on reconstituted basement membrane. Development. 105 (2), 223-235 (1989).
  2. Debnath, J., Muthuswamy, S. K., Brugge, J. S. Morphogenesis and oncogenesis of MCF-10A mammary epithelial acini grown in three-dimensional basement membrane cultures. Methods. 30 (3), 256-268 (2003).
  3. Petersen, O. W., Ronnov-Jessen, L., Howlett, A. R., Bissell, M. J. Interaction with basement membrane serves to rapidly distinguish growth and differentiation pattern of normal and malignant human breast epithelial cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 89 (19), 9064-9068 (1992).
  4. Weaver, V. M., et al. Reversion of the malignant phenotype of human breast cells in three-dimensional culture and in vivo by integrin blocking antibodies. Journal of Cell Biology. 137 (1), 231-245 (1997).
  5. Sokol, E. S., et al. Growth of human breast tissues from patient cells in 3D hydrogel scaffolds. Breast Cancer Research. 18 (1), 19 (2016).
  6. Howlett, A. R., Bailey, N., Damsky, C., Petersen, O. W., Bissell, M. J. Cellular growth and survival are mediated by beta 1 integrins in normal human breast epithelium but not in breast carcinoma. Journal of Cell Science. 108, 1945-1957 (1995).
  7. Petersen, O. W., Ronnov-Jessen, L., Howlett, A. R., Bissell, M. J. Interaction with basement membrane serves to rapidly distinguish growth and differentiation pattern of normal and malignant human breast epithelial cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 89 (19), 9064-9068 (1992).
  8. Weaver, V. M., et al. Reversion of the malignant phenotype of human breast cells in three-dimensional culture and in vivo by integrin blocking antibodies. Journal of Cell Biology. 137 (1), 231-245 (1997).
  9. Wang, F., et al. Reciprocal interactions between beta1-integrin and epidermal growth factor receptor in three-dimensional basement membrane breast cultures: a different perspective in epithelial biology. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (25), 14821-14826 (1998).
  10. Muthuswamy, S. K., Li, D., Lelievre, S., Bissell, M. J., Brugge, J. S. ErbB2, but not ErbB1, reinitiates proliferation and induces luminal repopulation in epithelial acini. Nature Cell Biology. 3 (9), 785-792 (2001).
  11. Kirshner, J., Chen, C. J., Liu, P., Huang, J., Shively, J. E. CEACAM1-4S, a cell-cell adhesion molecule, mediates apoptosis and reverts mammary carcinoma cells to a normal morphogenic phenotype in a 3D culture. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (2), 521-526 (2003).
  12. Debnath, J., et al. The role of apoptosis in creating and maintaining luminal space within normal and oncogene-expressing mammary acini. Cell. 111 (1), 29-40 (2002).
  13. Weaver, V. M., et al. beta4 integrin-dependent formation of polarized three-dimensional architecture confers resistance to apoptosis in normal and malignant mammary epithelium. Cancer Cell. 2 (3), 205-216 (2002).
  14. Yamada, K. M., Clark, K. Cell biology: survival in three dimensions. Nature. 419 (6909), 790-791 (2002).
  15. Schmeichel, K. L., Bissell, M. J. Modeling tissue-specific signaling and organ function in three dimensions. Journal of Cell Science. 116, 2377-2388 (2003).
  16. Weigelt, B., Ghajar, C. M., Bissell, M. J. The need for complex 3D culture models to unravel novel pathways and identify accurate biomarkers in breast cancer. Advanced Drug Delivery Reviews. 69-70, 42-51 (2014).
  17. Koh, W., Stratman, A. N., Sacharidou, A., Davis, G. E. In vitro three dimensional collagen matrix models of endothelial lumen formation during vasculogenesis and angiogenesis. Methods in Enzymology. 443, 83-101 (2008).
  18. Sacharidou, A., et al. Endothelial lumen signaling complexes control 3D matrix-specific tubulogenesis through interdependent Cdc42- and MT1-MMP-mediated events. Blood. 115 (25), 5259-5269 (2010).
  19. Buchanan, C. F., et al. Cross-talk between endothelial and breast cancer cells regulates reciprocal expression of angiogenic factors in vitro. Journal of Cellular Biochemistry. 113 (4), 1142-1151 (2012).
  20. Szot, C. S., Buchanan, C. F., Freeman, J. W., Rylander, M. N. In vitro angiogenesis induced by tumor-endothelial cell co-culture in bilayered, collagen I hydrogel bioengineered tumors. Tissue Engineering Part C: Methods. 19 (11), 864-874 (2013).
  21. Franses, J. W., Baker, A. B., Chitalia, V. C., Edelman, E. R. Stromal endothelial cells directly influence cancer progression. Science Translational Medicine. 3 (66), 66 (2011).
  22. Franses, J. W., Drosu, N. C., Gibson, W. J., Chitalia, V. C., Edelman, E. R. Dysfunctional endothelial cells directly stimulate cancer inflammation and metastasis. International Journal of Cancer. 133 (6), 1334-1344 (2013).
  23. Phamduy, T. B., et al. Printing cancer cells into intact microvascular networks: a model for investigating cancer cell dynamics during angiogenesis. Integrative Biology. 7 (9), 1068-1078 (2015).
  24. Connor, Y., et al. Physical nanoscale conduit-mediated communication between tumour cells and the endothelium modulates endothelial phenotype. Nature Communications. 6, 8671 (2015).
  25. Ghajar, C. M., et al. The perivascular niche regulates breast tumour dormancy. Nature Cell Biology. 15 (7), 807-817 (2013).
  26. Strilic, B., et al. Tumour-cell-induced endothelial cell necroptosis via death receptor 6 promotes metastasis. Nature. 536 (7615), 215-218 (2016).
  27. Asghar, W., et al. Engineering cancer microenvironments for in vitro 3-D tumor models. Materials Today. 18 (10), 539-553 (2015).
  28. Belgodere, J. A., et al. Engineering Breast Cancer Microenvironments and 3D Bioprinting. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 6, 66 (2018).
  29. Jang, J., Yi, H. G., Cho, D. W. 3D Printed Tissue Models: Present and Future. ACS Biomaterials Science & Engineering. 2 (10), 1722-1731 (2016).
  30. Sobrino, A., et al. 3D microtumors in vitro supported by perfused vascular networks. Scientific Reports. 6, 31589 (2016).
  31. Chen, M. B., Whisler, J. A., Jeon, J. S., Kamm, R. D. Mechanisms of tumor cell extravasation in an in vitro microvascular network platform. Integrative Biology. 5 (10), 1262-1271 (2013).
  32. Hassell, B. A., et al. Human Organ Chip Models Recapitulate Orthotopic Lung Cancer Growth, Therapeutic Responses, and Tumor Dormancy In vitro. Cell Reports. 21 (2), 508-516 (2017).
  33. Knowlton, S., Onal, S., Yu, C. H., Zhao, J. J., Tasoglu, S. Bioprinting for cancer research. Trends in Biotechnology. 33 (9), 504-513 (2015).
  34. Asghar, W., et al. Engineering cancer microenvironments for in vitro 3-D tumor models. Materials Today. 18 (10), 539-553 (2015).
  35. Zhao, Y., et al. Three-dimensional printing of Hela cells for cervical tumor model in vitro. Biofabrication. 6 (3), 035001 (2014).
  36. Zhang, Y. S., et al. Bioprinting the Cancer Microenvironment. ACS Biomaterials Science & Engineering. 2 (10), 1710-1721 (2016).
  37. Ouyang, L., et al. Three-dimensional bioprinting of embryonic stem cells directs highly uniform embryoid body formation. Biofabrication. 7 (4), 044101 (2015).
  38. Swaminathan, S., Ngo, O., Basehore, S., Clyne, A. M. Vascular Endothelial-Breast Epithelial Cell Coculture Model Created from 3D Cell Structures. ACS Biomaterials Science & Engineering. 3 (11), 2999-3006 (2017).
  39. Vorwald, C. E., Ho, S. S., Whitehead, J., Leach, J. K. High-Throughput Formation of Mesenchymal Stem Cell Spheroids and Entrapment in Alginate Hydrogels. Methods in Molecular Biology. 1758, 139-149 (2018).
  40. Chaji, S., Al-Saleh, J., Gomillion, C. T. Bioprinted Three-Dimensional Cell-Laden Hydrogels to Evaluate Adipocyte-Breast Cancer Cell Interactions. Gels. 6 (1), (2020).
  41. Swaminathan, S., Hamid, Q., Sun, W., Clyne, A. M. Bioprinting of 3D breast epithelial spheroids for human cancer models. Biofabrication. 11 (2), 025003 (2019).
  42. Radisky, D., Muschler, J., Bissell, M. J. Order and disorder: the role of extracellular matrix in epithelial cancer. Cancer Investigation. 20 (1), 139-153 (2002).
  43. Qu, Y., et al. Evaluation of MCF10A as a Reliable Model for Normal Human Mammary Epithelial Cells. PLoS One. 10 (7), 0131285 (2015).
  44. Chavez, K. J., Garimella, S. V., Lipkowitz, S. Triple negative breast cancer cell lines: one tool in the search for better treatment of triple negative breast cancer. Breast Disease. 32 (1-2), 35-48 (2010).
  45. Swaminathan, S., Cranston, A. N., Clyne, A. M. A Three-Dimensional In vitro Coculture Model to Quantify Breast Epithelial Cell Adhesion to Endothelial Cells. Tissue Engineering Part C: Methods. 25 (10), 609-618 (2019).
  46. Lee, J. M., et al. Generation of uniform-sized multicellular tumor spheroids using hydrogel microwells for advanced drug screening. Scientific Reports. 8 (1), 17145 (2018).
  47. Frueh, F. S., Spater, T., Scheuer, C., Menger, M. D., Laschke, M. W. Isolation of Murine Adipose Tissue-derived Microvascular Fragments as Vascularization Units for Tissue Engineering. Journal of Visualized Experiments. (122), e55721 (2017).

Tags

3D BioprintingBreast SpheroidsEndothelial NetworksMulticellular ModelsPrecision Medicine3D Cell CultureMCF 10A CellsHUVECCell TrackingMatrix CoatingCell ResuspensionCell Culture Protocols

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Diesen Artikel zitieren
Swaminathan, S., Clyne, A. M. Direct Bioprinting of 3D Multicellular Breast Spheroids onto Endothelial Networks. J. Vis. Exp. (165), e61791, doi:10.3791/61791 (2020).
Zitat herunterladen
Nachdrucke und Berechtigungen

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image