잠자는 숲속의 미녀 트랜스포존 시스템을 이용한 1차 인간 색소 상피 세포의 전기천공 기반 유전자 변형
Summary
우리는 잠자는 숲속의 미녀 (SB) 트랜스포존 시스템을 사용하여 색소 상피 유래 인자 (PEDF)를 코딩하는 유전자로 전기 천공함으로써 1 차 인간 색소 상피 세포를 형질 감염시키는 프로토콜을 개발했습니다. 성공적인 형질감염은 정량적 중합효소연쇄반응(qPCR), 면역블로팅 및 효소-결합 면역흡착 분석(ELISA)에 의해 입증되었다.
Abstract
점점 더 고령화되는 사회는 신경 퇴행성 질환의 발병률을 증가시킵니다. 지금까지 병리학 적 메커니즘이 부적절하게 이해되어 정의 된 치료법의 확립을 방해합니다. 보호 인자의 발현 증가를 위한 세포 기반 부가 유전자 요법은 연령 관련 황반변성(AMD)과 같은 신경퇴행성 질환을 치료하기 위한 유망한 옵션으로 간주됩니다. 우리는 잠자는 숲속의 미녀 (SB) 트랜스포존 시스템을 사용하여 신경계에서 신경 보호 및 항 혈관 신생 단백질로 특징 지어지는 색소 상피 유래 인자 (PEDF)를 코딩하는 유전자를 1 차 인간 색소 상피 (PE) 세포의 게놈에 안정적으로 발현시키는 방법을 개발했습니다. 일차 PE 세포를 인간 공여자의 눈으로부터 분리하고 배양물에서 유지하였다. 합류점에 도달한 후, 1 x 104 세포를 11 μL의 재현탁 완충액에 현탁시키고, 30 ng의 과민성 SB (SB100X) 트랜스포자제 플라스미드 및 470 ng의 PEDF 트랜스포존 플라스미드를 함유하는 2 μL의 정제된 용액과 합하였다. 유전자 변형은 다음 매개 변수를 사용하여 모세관 전기 천공 시스템으로 수행되었습니다 : 전압 1,100V 및 너비 20ms의 펄스 2 개. 형질감염된 세포를 소 태아 혈청이 보충된 배지를 함유하는 배양 플레이트로 옮겼고; 항생제와 항진균제가 첫 번째 배지 교환과 함께 추가되었습니다. 성공적인 형질감염은 독립적으로 수행된 실험에서 입증되었다. 정량적 중합효소연쇄반응(qPCR)은 PEDF 전이유전자의 발현 증가를 보여주었다. PEDF 분비는 면역블로팅에 의해 평가되고, 효소-결합 면역흡착 분석법 (ELISA)에 의해 정량화된 바와 같이, 유의하게 상승하였고, 안정하게 유지되었다. SB100X 매개 전달은 PE 세포의 게놈에 안정적인 PEDF 유전자 통합을 허용하고 AMD 또는 기타 망막 퇴행성 질환을 치료하기 위한 세포 기반 유전자 추가 요법의 개발에 중요한 PEDF 의 지속적인 분비를 보장했습니다. 더욱이, 인간 PE 세포로의 PEDF 트랜스포존의 통합 프로파일의 분석은 거의 임의의 게놈 분포를 나타내었다.
Introduction
고령은 신경 퇴행성 질환의 주요 위험으로 설명됩니다. 60세 이상의 환자에서 심각한 시력 상실을 유발하는 다유전자 질환인 연령 관련 황반변성(AMD)은 실명 및 시력 손상의 가장 흔한 4가지 원인1에속하며 2040년에는 2억 8,800만 명으로 증가할 것으로예상됩니다2. 맥락 모세 혈관과 망막 광 수용체 사이에 위치한 단단히 채워진 세포의 단일 층 인 망막 색소 상피 (RPE)의 기능 장애는 AMD의 발병 기전에 기여합니다. RPE는 정상적인 망막 기능3 에 필수적인 여러 작업을 수행하고 망막과 융모막의 구조적 무결성을 유지하는 데 필수적인 다양한 성장 인자와 인자를 분비하여 광수용체 생존을 지원하고 순환 및 영양소 공급을 위한 기반을 제공합니다.
건강한 눈에서 색소 상피 유래 인자(PEDF)는 혈관 내피 성장 인자(VEGF)의 효과 균형을 유지하고 세포자멸사로부터 뉴런을 보호하고 내피 세포 증식을 방지하며 모세혈관 내피를 안정화시킵니다. 이동 된 VEGF- 대 -PEDF 비율은 동물 모델 4,5뿐만 아니라 AMD 및 증식 성 당뇨병 성 망막증 6,7,8,9,10으로 인한 맥락막 신생 혈관 (CNV) 환자의 샘플에서 관찰 된 안구 신생 혈관과 관련이 있습니다. . 강화된 VEGF 농도는 현재 표준 처리의 표적이다. 항 -VEGF 의약품 인 베바시주맙, 라니비주맙, 아플리버셉트 및 가장 최근에는 브롤루시주맙이 CNV 환자의 약 1/3에서 시력을 개선하거나 90 %의 사례에서 시력을 안정화시킵니다11,12,13. 그러나, 빈번한, 종종 한 달에 한 번씩, 유리체내 주사는 부작용의 위험을 수반하고14, 환자 순응도를 손상시키며, 의료 시스템(15)에 상당한 경제적 부담을 나타낸다. 또한, 특정 비율의 환자 (2 % -20 %)는 항 -VEGF 요법16,17,18,19에 반응하지 않거나 잘 반응하지 않습니다. 이러한 부정적인 수반 물은 대체 치료법, 예를 들어 안내 임플란트, 세포 및 / 또는 유전자 치료 접근법의 개발을 필요로합니다.
유전자 치료는 유전성 및 비 유전성 질환에 대한 유망한 치료법으로 발전했으며 비 기능적 유전자 서열을 복원하거나 오작동하는 유전자 서열을 억제하려고합니다. 원인 인자의 식별 및 대체가 거의 불가능한 다 유전자 질병의 경우, 전략은 보호 인자의 지속적인 전달을 목표로합니다. AMD의 경우, 엔도스타틴 및 안지오스타틴 20의 안정한 발현, VEGF 길항제 가용성 fms-유사 티로신 키나제-1(sFLT-1)21,22, 분화의 보체 조절 단백질 클러스터 59(CD59)23 또는 PEDF 24,25와 같은 다양한 부가 요법이 개발되었습니다. . 눈, 특히 망막은 밀폐 된 구조, 우수한 접근성, 작은 크기 및 면역 특권으로 인해 유전자 기반 약물의 탁월한 표적이며, 따라서 낮은 치료 용량의 국소 전달을 허용하고 이식이 거부 반응에 덜 취약합니다. 또한 눈은 비침습적 모니터링을 가능하게 하며 다양한 이미징 기술로 망막을 검사할 수 있습니다.
바이러스 벡터는, 그의 높은 형질도입 효율 때문에, 치료 유전자를 표적 세포 내로 전달하는 주요 비히클이다. 그러나, 사용된 바이러스 벡터에 따라, 면역 및 염증 반응26, 돌연변이 유발 및 발암 효과27,28, 또는 다른 조직에서의 전파29와 같은 상이한 유해 반응이 설명되었다. 실질적인 제한에는 제한된 포장 크기(30)뿐만 아니라 임상 등급 로트(31,32)의 생산과 관련된 어려움 및 비용이 포함됩니다. 이러한 단점은 리포/폴리플렉스, 초음파 또는 전기천공을 통해 전달되는 비바이러스, 플라스미드 기반 벡터의 추가 개발을 촉진했습니다. 그러나, 숙주 게놈으로의 전이유전자의 게놈 통합은 일반적으로 플라스미드 벡터로 촉진되지 않으며, 따라서 일시적인 발현을 초래한다.
트랜스포존은 유전자 치료에 채택 된 특성 인 게놈 내에서 위치를 변경하는 자연 발생 DNA 단편입니다. 능동적 통합 메커니즘으로 인해, 트랜스포존-기반 벡터 시스템은 삽입된 전이유전자의 연속적이고 일정한 발현을 허용한다. 물고기33에서 발견되는 고대 Tc1/마리너형 트랜스포존으로부터 재구성되고 분자 진화에 의해 더욱 개선되어 과민성 변이체 SB100X34를 초래한 잠자는 숲속의 미녀(SB) 트랜스포존은 다양한 일차 세포에서 효율적인 전이를 가능하게 하고 다양한 질병 모델(35)에서 표현형 교정에 사용되었습니다. 현재 SB 트랜스포존 시스템을 사용하여 13 건의 임상 시험이 시작되었습니다. SB100X 트랜스포존 시스템은 말단 반전 반복(TYR)에 의해 측면에 있는 관심 유전자로 구성된 트랜스포존과 트랜스포존을 동원하는 트랜스포아제의 두 가지 구성 요소로 구성됩니다. 세포로의 플라스미드 DNA 전달 후, 트랜스포아제는 TIR에 결합하고 트랜스포존의 절제 및 세포 게놈으로의 통합을 촉매합니다.
우리는 신생 혈관 AMD 치료를위한 비 바이러스 세포 기반 첨가제 요법을 개발했습니다. 상기 접근법은 SB100X 트랜스포존 시스템36,37,38에 의해 PEDF 유전자를 일차 색소 상피(PE) 세포 내로의 전기천공 기반 삽입을 포함한다. 트랜스포아제와 PEDF의 유전 정보는 별도의 플라스미드에 제공되므로 이상적인 SB100X 대 PEDF 트랜스포존 비율을 조정할 수 있습니다. 전기천공은 표면적을 최소화하면서 전극 사이의 최대화된 갭 크기를 특징으로 하는 피펫 기반 모세관 형질주입 시스템을 사용하여 수행됩니다. 상기 장치는 광범위한 포유동물 세포 39,40,41에서 우수한 형질감염 속도를 달성하는 것으로 나타났다. 작은 전극 표면적은 균일한 전기장을 제공하고 전기분해(42)의 다양한 부작용을 감소시킨다.
형질감염된 색소 상피 세포에 의해 분비되는 PEDF의 항혈관신생 기능성은 인간 제대 정맥 내피 세포(43)의 발아, 이동 및 세포자멸사를 분석하는 다양한 시험관내 실험에서 나타내었다. 또한, 각막 신생혈관의 토끼 모델44 및 CNV43,45,46의 래트 모델에서 PEDF-형질감염된 세포를 이식한 결과 신생혈관의 감소가 나타났다.
여기에서는 모세관 형질주입 시스템을 사용하는 SB100X 트랜스포존 시스템을 통해 PEDF 유전자를 일차 인간 RPE 세포에 안정적으로 삽입하기 위한 상세한 프로토콜을 설명합니다. 형질감염된 세포를 21일 동안 배양한 후, 정량적 중합효소연쇄반응(qPCR)에 의한 PEDF 유전자 발현 및 면역블로팅 및 효소결합면역흡착 분석법에 의한 PEDF 단백질 분비의 관점에서 분석하였다(ELISA, 도 1).
Protocol
Representative Results
Discussion
우리 프로젝트에서 우리는 보호 환경의 확립 및 유지를 위한 장기 치료제로 형질감염된 세포를 사용하기 위해 효과적인 인자를 지속적으로 과발현하고 분비하는 유전자 변형 1차 인간 RPE 세포의 비바이러스 생산을 목표로 합니다. 우리는 항 혈관 신생 및 신경 보호 기능을 가진 유비쿼터스 발현 다기능 단백질 인 PEDF를 암호화하는 유전자의 도입을 확립했습니다. 여기에 설명된 프로토콜은 SB10…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
이 작업은 연구, 기술 개발 및 시연을위한 유럽 연합의 일곱 번째 프레임 워크 프로그램, 보조금 계약 번호 305134의 지원을 받았습니다. Zsuzsanna Izsvák는 유럽 연구위원회 (European Research Council, ERC Advanced (ERC-2011-ADG 294742)의 자금 지원을 받았습니다. 저자는 탁월한 기술 지원을 해준 Anna Dobias와 Antje Schiefer (안과학과, RWTH Aachen 대학 병원 Aachen)와 인간 기증자의 눈을 제공 한 Aachen 각막 은행 (안과학과, 대학 병원 RWTH Aachen)에게 감사드립니다.
Materials
| Isolation of primary human RPE cells | |||
| 24-Well Cell Culture Plate | Eppendorf, Hamburg, Germany | 0030722019 | |
| Amphotericin B [250 µg/mL] (AmphoB) | Merck, Darmstadt, Germany | A2942 | |
| Colibri Forceps | Geuder, Heidelberg, Germany | G-18950 | |
| Curved Iris Forceps | Geuder, Heidelberg, Germany | G-18856 | |
| Disposable Scalpel (No. 11) | Feather, Osaka, Japan | ||
| Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium/Ham’s F-12 Nutrient Mixture (DMEM/F12) | PAN-Biotech, Aidenbach, Germany | P04-41150 | |
| Extra Fine Pointed Eye Scissor | Geuder, Heidelberg, Germany | G-19405 | |
| Fetal Bovine Serum [0.2 µm Sterile Filtered] (FBS) | PAN-Biotech, Aidenbach, Germany | P40-37500 | |
| Glass Pasteur Pipettes | Brand, Wertheim, Germany | 747715 | |
| Penicillin [10,000 units/mL] and Streptomycin [10 mg/mL] (Pen/Strep) | Merck, Darmstadt, Germany | P0781 | |
| Pipette Tips (1000 µL) | Starlab, Hamburg, Germany | ||
| Single Channel Pipette (100-1000 µL) | Eppendorf, Hamburg, Germany | ||
| Sterile Drape | Lohmann & Rauscher, Rengsdorf, Germany | ||
| Sterile Gauze Compress | Fink-Walter, Merchweiler, Germany | 321063 | |
| Sterile Gloves | Sempermed, Wien, Austria | ||
| Sterile Petri Dish (Falcon 60 mm x 15 mm) | Corning, Corning, NY | 351007 | |
| Sterile Surgical Gown | Halyard Health, Alpharetta, GA | ||
| Straight Iris Forceps | Geuder, Heidelberg, Germany | G-18855 | |
| Electroporation of primary human RPE cells | |||
| 10 mM Tris-HCl (pH 8.5) | |||
| 12-Well Cell Culture Plate | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA | 150628 | |
| 24-Well Cell Culture Plate | Eppendorf, Hamburg, Germany | 0030722019 | |
| Amphotericin B [250 µg/mL] (AmphoB) | Merck, Darmstadt, Germany | A2942 | |
| Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium/Ham’s F-12 Nutrient Mixture (DMEM/F12) | PAN-Biotech, Aidenbach, Germany | P04-41150 | |
| Safe-Lock Microcentrifuge Tubes (1.5 mL) | Eppendorf, Hamburg, Germany | ||
| Fetal Bovine Serum [0.2 µm Sterile Filtered] (FBS) | PAN-Biotech, Aidenbach, Germany | P40-37500 | |
| Inverted Microscope | Leica Mikrosysteme, Wetzlar, Germany | Leica DMi8 | |
| Microvolume Spectrophotometer (NanoDrop Spectrophotometer) | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA | ||
| Capillary Transfection System (Neon Transfection System) | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA | MPK5000 | |
| Neon Transfection System 10 µL Kit | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA | MPK1096 | |
| Hemocytometer (Neubauer Chamber) | Paul Marienfeld, Lauda-Königshofen, Germany | 0640110 | |
| PBS Dulbecco w/o Ca2+ w/o Mg2+ | Biochrom, Berlin, Germany | L182-50 | |
| Penicillin [10,000 units/mL] and Streptomycin [10 mg/mL] (Pen/Strep) | Merck, Darmstadt, Germany | P0781 | |
| Pipette Tips (10 µL) | Starlab, Hamburg, Germany | ||
| Pipette Tips (1000 µL) | Starlab, Hamburg, Germany | ||
| Pipette Tips (200 µL) | Starlab, Hamburg, Germany | ||
| Plasmid Maxi Kit | Qiagen, Hilden, Germany | 12163 | |
| Single Channel Pipette (0.1-10 µL) | Eppendorf, Hamburg, Germany | ||
| Single Channel Pipette (100-1000 µL) | Eppendorf, Hamburg, Germany | ||
| Single Channel Pipette (10-200 µL) | Eppendorf, Hamburg, Germany | ||
| Trypan Blue Solution | Merck, Darmstadt, Germany | T8154 | |
| Trypsin-EDTA (0,05 %) | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA | 25300054 | |
| Analyses of transfected primary human RPE cells | |||
| 10% SDS-Polyacrylamide Gel | |||
| 1x Incubation Buffer (50 mM NaH2PO4, 300 mM NaCl, 10 mM imidazole, pH 8.0) | |||
| 2x SDS Sample Buffer | |||
| 4x Incubation Buffer (200 mM NaH2PO4, 1.2 M NaCl, 40 mM imidazole, pH 8.0) | |||
| Amersham Protran Supported 0.2 µm Nitrocellulose Blotting Membrane | Cytiva, Marlborough, MA | 10600015 | |
| Amphotericin B [250 µg/mL] (AmphoB) | Merck, Darmstadt, Germany | A2942 | |
| Anti-PEDF Antibodies (Rabbit Polyclonal) | BioProducts, Middletown, MD | AB-PEDF1 | |
| Anti-Penta-His Antibodies (Mouse Monoclonal) | Qiagen, Hilden, Germany | 34660 | |
| Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium/Ham’s F-12 Nutrient Mixture (DMEM/F12) | PAN-Biotech, Aidenbach, Germany | P04-41150 | |
| Elution Buffer (50 mM NaH2PO4, 300 mM NaCl, 250 mM imidazole, pH 8.0) | |||
| Fetal Bovine Serum [0.2 µm Sterile Filtered] (FBS) | PAN-Biotech, Aidenbach, Germany | P40-37500 | |
| Hemocytometer (Neubauer Chamber) | Paul Marienfeld, Lauda-Königshofen, Germany | 0640110 | |
| Horseradish Peroxidase-Conjugated Anti-Mouse Antibodies (Rabbit Polyclonal) | Agilent Dako, Santa Clara, CA | P0260 | |
| Horseradish Peroxidase-Conjugated Anti-Rabbit Antibodies (Goat Polyclonal) | Abcam, Cambridge, United Kingdom | ab6721 | |
| Human PEDF ELISA Kit | BioProducts, Middletown, MD | PED613 | |
| LAS-3000 Imaging System | Fujifilm, Minato, Japan | ||
| LightCycler 1.2 Instrument | Roche Life Science, Penzberg, Germany | ||
| LightCycler FastStart DNA Master SYBR Green I | Roche Life Science, Penzberg, Germany | 12239264001 | |
| LightCycler Capillaries (20 μl) | Roche Life Science, Penzberg, Germany | 4929292001 | |
| Microvolume Spectrophotometer (NanoDrop Spectrophotometer) | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA | ||
| Mini-PROTEAN Tetra Cell Casting Module | Bio-Rad Laboratories, Feldkirchen, Germany | 1658015 | |
| Mini-PROTEAN Tetra Vertical Electrophoresis Cell for Mini Precast Gels, 4-gel | Bio-Rad Laboratories, Feldkirchen, Germany | 1658004 | |
| Ni-NTA Superflow | Qiagen, Hilden, Germany | 30410 | |
| PageRuler Prestained Protein Ladder | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA | 26616 | |
| Penicillin [10,000 units/mL] and Streptomycin [10 mg/mL] (Pen/Strep) | Merck, Darmstadt, Germany | P0781 | |
| Pipette Tips (10 µL) | Starlab, Hamburg, Germany | ||
| Pipette Tips (1000 µL) | Starlab, Hamburg, Germany | ||
| Pipette Tips (200 µL) | Starlab, Hamburg, Germany | ||
| PowerPac Basic Power Supply | Bio-Rad Laboratories, Feldkirchen, Germany | 1645050 | |
| QIAamp DNA Mini Kit | Qiagen, Hilden, Germany | 51304 | |
| Reverse Transcription System | Promega, Madison, WI | A3500 | |
| RNase-Free DNase Set | Qiagen, Hilden, Germany | 79254 | |
| RNeasy Mini Kit | Qiagen, Hilden, Germany | 74104 | |
| Rocking Shaker | Cole-Parmer, Staffordshire, United Kingdom | SSM3 | |
| Safe-Lock Microcentrifuge Tubes (1.5 mL) | Eppendorf, Hamburg, Germany | ||
| Safe-Lock Microcentrifuge Tubes (2.0 mL) | Eppendorf, Hamburg, Germany | ||
| Single Channel Pipette (0.1-10 µL) | Eppendorf, Hamburg, Germany | ||
| Single Channel Pipette (100-1000 µL) | Eppendorf, Hamburg, Germany | ||
| Single Channel Pipette (10-200 µL) | Eppendorf, Hamburg, Germany | ||
| Trans-Blot Turbo Transfer System | Bio-Rad Laboratories, Feldkirchen, Germany | 1704150 | |
| Trypan Blue Solution | Merck, Darmstadt, Germany | T8154 | |
| Trypsin-EDTA (0,05 %) | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA | 25300054 |
Referenzen
- James, S. L., et al. national incidence, prevalence, and years lived with disability for 354 diseases and injuries for 195 countries and territories, 1990-2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. Lancet. 392 (10159), 1789-1858 (2018).
- Wong, W. L., et al. Global prevalence of age-related macular degeneration and disease burden projection for 2020 and 2040: a systematic review and meta-analysis. Lancet Global Health. 2 (2), 106-116 (2014).
- Strauss, O. The retinal pigment epithelium in visual function. Physiological Reviews. 85 (3), 845-881 (2005).
- Chan, C. K., et al. Differential expression of pro- and antiangiogenic factors in mouse strain-dependent hypoxia-induced retinal neovascularization. Laboratory Investigation. 85 (6), 721-733 (2005).
- Gao, G., et al. Unbalanced expression of VEGF and PEDF in ischemia-induced retinal neovascularization. FEBS Letters. 489 (2-3), 270-276 (2001).
- Bhutto, I. A., et al. Pigment epithelium-derived factor (PEDF) and vascular endothelial growth factor (VEGF) in aged human choroid and eyes with age-related macular degeneration. Experimental Eye Research. 82 (1), 99-110 (2006).
- Holekamp, N. M., Bouck, N., Volpert, O. Pigment epithelium-derived factor is deficient in the vitreous of patients with choroidal neovascularization due to age-related macular degeneration. American Journal of Ophthalmology. 134 (2), 220-227 (2002).
- Kolomeyer, A. M., Sugino, I. K., Zarbin, M. A. Characterization of conditioned media collected from aged versus young human eye cups. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 52 (8), 5963-5972 (2011).
- Li, X., et al. The significance of the increased expression of phosphorylated MeCP2 in the membranes from patients with proliferative diabetic retinopathy. Scientific Reports. 6, 32850 (2016).
- Mohan, N., Monickaraj, F., Balasubramanyam, M., Rema, M., Mohan, V. Imbalanced levels of angiogenic and angiostatic factors in vitreous, plasma and postmortem retinal tissue of patients with proliferative diabetic retinopathy. Journal of Diabetes and its Complications. 26 (5), 435-441 (2012).
- Empeslidis, T., et al. How successful is switching from Bevacizumab or Ranibizumab to Aflibercept in Age-Related Macular Degeneration? A systematic overview. Advances in Therapy. 36 (7), 1532-1548 (2019).
- Solomon, S. D., Lindsley, K., Vedula, S. S., Krzystolik, M. G., Hawkins, B. S. Anti-vascular endothelial growth factor for neovascular age-related macular degeneration. Cochrane Database of Systematic Reviews. 3, (2019).
- Dugel, P. U., et al. phase 3, multicenter, randomized, double-masked trials of brolucizumab for neovascular age-related macular degeneration. Ophthalmology. 127 (1), 72-84 (2020).
- Falavarjani, K. G., Nguyen, Q. D. Adverse events and complications associated with intravitreal injection of anti-VEGF agents: a review of literature. Eye. 27 (7), 787-794 (2013).
- Jaffe, D. H., Chan, W., Bezlyak, V., Skelly, A. The economic and humanistic burden of patients in receipt of current available therapies for nAMD. Journal of Comparative Effectiveness Research. 7 (11), 1125-1132 (2018).
- Eghoj, M. S., Sorensen, T. L. Tachyphylaxis during treatment of exudative age-related macular degeneration with ranibizumab. British Journal of Ophthalmology. 96 (1), 21-23 (2012).
- Forooghian, F., Cukras, C., Meyerle, C. B., Chew, E. Y., Wong, W. T. Tachyphylaxis after intravitreal bevacizumab for exudative age-related macular degeneration. Retina – The Journal of Retinal and Vitreous Diseases. 29 (6), 723-731 (2009).
- Otsuji, T., et al. Initial non-responders to ranibizumab in the treatment of age-related macular degeneration (AMD). Clinical Ophthalmology. 7, 1487-1490 (2013).
- Zuber-Laskawiec, K., Kubicka-Trzaska, A., Karska-Basta, I., Pociej-Marciak, W., Romanowska-Dixon, B. Non-responsiveness and tachyphylaxis to anti-vascular endothelial growth factor treatment in naive patients with exudative age-related macular degeneration. Journal of Physiology and Pharmacology. 70 (5), (2019).
- Campochiaro, P. A., et al. Lentiviral vector gene transfer of endostatin/angiostatin for macular degeneration (GEM) study. Human Gene Therapy. 28 (1), 99-111 (2017).
- Constable, I. J., et al. Phase 2a randomized clinical trial: safety and post hoc analysis of subretinal rAAV.sFLT-1 for wet age-related macular degeneration. EBioMedicine. 14, 168-175 (2016).
- Rakoczy, E. P., et al. Three-year follow-up of phase 1 and 2a rAAV.sFLT-1 subretinal gene therapy trials for exudative age-related macular degeneration. American Journal of Ophthalmology. 204, 113-123 (2019).
- Kumar-Singh, R. The role of complement membrane attack complex in dry and wet AMD – from hypothesis to clinical trials. Experimental Eye Research. 184, 266-277 (2019).
- Campochiaro, P. A., et al. Adenoviral vector-delivered pigment epithelium-derived factor for neovascular age-related macular degeneration: results of a phase I clinical trial. Human Gene Therapy. 17 (2), 167-176 (2006).
- Campochiaro, P. A. Gene transfer for neovascular age-related macular degeneration. Human Gene Therapy. 22 (5), 523-529 (2011).
- Ahi, Y. S., Bangari, D. S., Mittal, S. K. Adenoviral vector immunity: its implications and circumvention strategies. Current Gene Therapy. 11 (4), 307-320 (2011).
- Hacein-Bey-Abina, S., et al. Efficacy of gene therapy for X-linked severe combined immunodeficiency. New England Journal of Medicine. 363 (4), 355-364 (2010).
- Howe, S. J., et al. Insertional mutagenesis combined with acquired somatic mutations causes leukemogenesis following gene therapy of SCID-X1 patients. Journal of Clinical Investigation. 118 (9), 3143-3150 (2008).
- Stieger, K., et al. Subretinal delivery of recombinant AAV serotype 8 vector in dogs results in gene transfer to neurons in the brain. Molecular Therapy. 16 (5), 916-923 (2008).
- Tornabene, P., Trapani, I. Can adeno-associated viral vectors deliver effectively large genes. Human Gene Therapy. 31 (1-2), 47-56 (2020).
- Ayuso, E. Manufacturing of recombinant adeno-associated viral vectors: new technologies are welcome. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development. 3, 15049 (2016).
- van der Loo, J. C., Wright, J. F. Progress and challenges in viral vector manufacturing. Human Molecular Genetics. 25, 42-52 (2016).
- Ivics, Z., Hackett, P. B., Plasterk, R. H., Izsvak, Z. Molecular reconstruction of Sleeping Beauty, a Tc1-like transposon from fish, and its transposition in human cells. Cell. 91 (4), 501-510 (1997).
- Mates, L., et al. Molecular evolution of a novel hyperactive Sleeping Beauty transposase enables robust stable gene transfer in vertebrates. Nature Genetics. 41 (6), 753-761 (2009).
- Izsvak, Z., Hackett, P. B., Cooper, L. J., Ivics, Z. Translating Sleeping Beauty transposition into cellular therapies: victories and challenges. Bioessays. 32 (9), 756-767 (2010).
- Thumann, G., et al. High efficiency non-viral transfection of retinal and iris pigment epithelial cells with pigment epithelium-derived factor. Gene Therapy. 17 (2), 181-189 (2010).
- Johnen, S., et al. Sleeping Beauty transposon-mediated transfection of retinal and iris pigment epithelial cells. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (8), 4787-4796 (2012).
- Thumann, G., et al. Engineering of PEDF-expressing primary pigment epithelial cells by the SB transposon system delivered by pFAR4 plasmids. Molecular Therapy – Nucleic Acids. 6, 302-314 (2017).
- Abdul Halim, N. S., Fakiruddin, K. S., Ali, S. A., Yahaya, B. H. A comparative study of non-viral gene delivery techniques to human adipose-derived mesenchymal stem cell. International Journal of Molecular Sciences. 15 (9), 15044-15060 (2014).
- Ahlemeyer, B., Vogt, J. F., Michel, V., Hahn-Kohlberger, P., Baumgart-Vogt, E. Microporation is an efficient method for siRNA-induced knockdown of PEX5 in HepG2 cells: evaluation of the transfection efficiency, the PEX5 mRNA and protein levels and induction of peroxisomal deficiency. Histochemistry and Cell Biology. 142 (5), 577-591 (2014).
- May, R. D., et al. Efficient nonviral transfection of primary intervertebral disc cells by electroporation for tissue engineering application. Tissue Engineering Part C – Methods. 23 (1), 30-37 (2017).
- Kim, J. A., et al. A novel electroporation method using a capillary and wire-type electrode. Biosensors & Bioelectronics. 23 (9), 1353-1360 (2008).
- Johnen, S., et al. Antiangiogenic and neurogenic activities of Sleeping Beauty-mediated PEDF-transfected RPE cells in vitro and in vivo. Biomed Research International. 2015, 863845 (2015).
- Kuerten, D., et al. Transplantation of PEDF-transfected pigment epithelial cells inhibits corneal neovascularization in a rabbit model. Graefes Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 253 (7), 1061-1069 (2015).
- Garcia-Garcia, L., et al. Long-term PEDF release in rat iris and retinal epithelial cells after Sleeping Beauty transposon-mediated gene delivery. Molecular Therapy – Nucleic Acids. 9, 1-11 (2017).
- Hernandez, M., et al. Preclinical evaluation of a cell-based gene therapy using the Sleeping Beauty transposon system in choroidal neovascularization. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development. 15, 403-417 (2019).
- Laemmli, U. K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 227 (5259), 680-685 (1970).
- Johnen, S., et al. Presence of xenogenic mouse RNA in RPE and IPE cells cultured on mitotically inhibited 3T3 fibroblasts. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 52 (5), 2817-2824 (2011).
- Gogol-Doring, A., et al. Genome-wide profiling reveals remarkable parallels between insertion site selection properties of the MLV retrovirus and the piggyBac transposon in primary human CD4(+) T cells. Molecular Therapy. 24 (3), 592-606 (2016).
- Holstein, M., et al. Efficient non-viral gene delivery into human hematopoietic stem cells by minicircle Sleeping Beauty transposon vectors. Molecular Therapy. 26 (4), 1137-1153 (2018).
- Moldt, B., et al. Comparative genomic integration profiling of Sleeping Beauty transposons mobilized with high efficacy from integrase-defective lentiviral vectors in primary human cells. Molecular Therapy. 19 (8), 1499-1510 (2011).
- Yant, S. R., et al. High-resolution genome-wide mapping of transposon integration in mammals. Molecular and Cellular Biology. 25 (6), 2085-2094 (2005).
- Grabundzija, I., et al. Comparative analysis of transposable element vector systems in human cells. Molecular Therapy. 18 (6), 1200-1209 (2010).
- Dunn, K. C., Aotaki-Keen, A. E., Putkey, F. R., Hjelmeland, L. M. ARPE-19, a human retinal pigment epithelial cell line with differentiated properties. Experimental Eye Research. 62 (2), 155-169 (1996).
- Chang, L., et al. Micro-/nanoscale electroporation. Lab on a Chip. 16 (21), 4047-4062 (2016).
- Shi, J., et al. A review on electroporation-based intracellular delivery. Molecules. 23 (11), (2018).
- Johnen, S., et al. Endogenic regulation of proliferation and zinc transporters by pigment epithelial cells nonvirally transfected with PEDF. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 52 (8), 5400-5407 (2011).
- Pastor, M., et al. The antibiotic-free pFAR4 vector paired with the Sleeping Beauty transposon system mediates efficient transgene delivery in human cells. Molecular Therapy – Nucleic Acids. 11, 57-67 (2018).
