Farelerde Cisterna Magna ile Kaudal Beyin Sapı ve Üst Servikal Omuriliğin Mikroenjekte Edilmesine Stereotaksik Cerrahi Yaklaşım
Summary
Farelerde beyin bölgelerini hedeflemek için stereotaksik cerrahi genellikle kafatası kemiklerinden erişimi içerir ve kafatası yer işaretleri tarafından yönlendirilir. Burada, beyin sapı yer işaretlerinin doğrudan görselleştirilmesine dayanan sarnıç magna aracılığıyla kaudal beyin sapı ve üst servikal omuriliği hedeflemek için alternatif bir stereotaksik yaklaşımı özetlemekteyiz.
Abstract
Farelerde beyin bölgelerini hedeflemek için stereotaksik cerrahi genellikle kafatası yer işaretleri tarafından yönlendirilir. Erişim daha sonra kafatasından delinmiş çapak delikleri aracılığıyla elde edilir. Bu standart yaklaşım, belirli anatomik zorluklar nedeniyle kaudal beyin sapı ve üst servikal kordondaki hedefler için zorlayıcı olabilir, çünkü bu bölgeler kafatası yer işaretlerinden uzaktır ve belirsizliğe yol açar. Burada, kaudal beyin sapı ve üst servikal kordondaki ayrı ilgi bölgelerini hedeflemek için kullanılan cisterna magna aracılığıyla alternatif bir stereotaksik yaklaşımı özetlemekteyiz. Sarnıç magna, oksipital kemikten atlasa (yani ikinci vertebral kemiğe) kadar uzanır, beyin omurilik sıvısı ile doldurulur ve dura mater ile kaplanır. Bu yaklaşım, anatomik engeller nedeniyle ulaşılması zor olan seçilmiş merkezi sinir sistemi (CNS) yapılarına yeniden üretilebilir bir erişim yolu sağlar. Ayrıca, beyin sapı işaretlerinin hedef bölgelere yakın bir yerde doğrudan görselleştirilmesine izin vererek, kaudal beyin sapı ve üst servikal kordondaki sınırlı ilgi alanlarına küçük enjeksiyon hacimleri verirken doğruluğu arttırır. Son olarak, bu yaklaşım, motor ve sensorimotor çalışmalar için önemli olabilecek beyincikten kaçınmak için bir fırsat sağlar.
Introduction
Farelerde beyin bölgelerini hedeflemek için standart stereotaksik cerrahi1 genellikle kafatasının bir dizi kulak çubuğu ve bir ağız çubuğu kullanılarak sabitlenmesini içerir. Koordinatlar daha sonra referans atlasları 2,3 ve kafatası yer işaretlerine, yani bregma (frontal ve parietal kemiklerin dikişlerinin bir araya geldiği nokta) veya lambda (parietal ve oksipital kemiklerin dikişlerinin bir araya geldiği nokta; Şekil 1A,B). Tahmini hedefin üzerindeki kafatasına bir çapak deliğinden sonra, mikroenjeksiyonların verilmesi veya kanüller veya optik fiberlerle enstrümantasyon için hedef bölgeye ulaşılabilir. Bu dikişlerin anatomisindeki farklılıklar ve bregma veya lambda 4,5’in lokalizasyonundaki hatalar nedeniyle, sıfır noktalarının beyne göre konumu hayvandan hayvana değişir. Bu değişkenlikten kaynaklanan hedeflemedeki küçük hatalar, büyük veya yakın hedefler için bir sorun olmasa da, etkileri, anteroposterior veya dorsoventral düzlemlerdeki sıfır noktalarından uzak olan ve / veya yaş, gerginlik ve / veya cinsiyet nedeniyle değişen büyüklükteki hayvanları incelerken daha küçük ilgi alanları için daha büyüktür. Medulla oblongata ve üst servikal kordon için benzersiz olan birkaç ek zorluk vardır. İlk olarak, anteroposterior koordinatlardaki küçük değişiklikler, beyinciğin konumu ve şekli nedeniyle duraya göre dorsoventral koordinatlardaki önemli değişikliklerle ilişkilidir (Şekil 1Bi)2,6,7. İkincisi, üst servikal kordon kafatası2 içinde yer almaz. Üçüncüsü, oksipital kemiğin eğimli pozisyonu ve boyun kaslarının üst tabakası2, beyin sapı ve omurilik arasındaki geçişin yakınında bulunan yapılar için standart stereotaksik yaklaşımı daha da zorlaştırmaktadır (Şekil 1Bi). Son olarak, kaudal beyin sapı ve servikal kordona ilgi duyan birçok hedef küçük2’dir ve hassas ve tekrarlanabilir enjeksiyonlar gerektirir 8,9.
Sarnıç magna aracılığıyla alternatif bir yaklaşım bu sorunları aşar. Sarnıç magna, oksipital kemikten atlasa kadar uzanan geniş bir alandır (Şekil 1A, yani ikinci omur kemiği)10. Beyin omurilik sıvısı ile doldurulur ve dura mater10 ile kaplanır. Oksipital kemik ve atlas arasındaki bu boşluk, kafayı anteroflekleştirdiğinde açılır. Longus capitis kasının üstteki eşleştirilmiş karınları arasında gezinerek ve kaudal beyin sapının dorsal yüzeyini açığa çıkararak erişilebilir. İlgilenilen bölgeler daha sonra sırt yüzeyinin yakınında bulunuyorlarsa, bu bölgelerin işaretlerine dayanarak hedeflenebilir; veya obeksi kullanarak, merkezi kanalın IV ventriküle açıldığı nokta, koordinatların daha derin yapılara ulaşması için sıfır noktası olarak. Bu yaklaşım, ventral solunum grubunu, medüller medial retiküler oluşumu, soliter sistemin çekirdeğini, alan postremasını veya hipoglossal çekirdeği hedeflemek için sıçan11, kedi 12, fare 8,9 ve insan dışı primat 13 dahil olmak üzere çeşitli türlerde başarıyla kullanılmıştır. Bununla birlikte, bu yaklaşım, anatomi bilgisi, özel bir araç seti ve standart stereotaksik yaklaşıma kıyasla daha gelişmiş cerrahi beceriler gerektirdiği için yaygın olarak kullanılmamaktadır.
Burada, sarnıç magna yoluyla beyin sapına ve üst servikal kordona ulaşmak, yer işaretlerini görselleştirmek, sıfır noktasını ayarlamak (Şekil 2) ve mikroenjeksiyonların stereotaksik olarak verilmesi için hedef koordinatları tahmin etmek ve optimize etmek için adım adım cerrahi bir yaklaşımı açıklıyoruz (Şekil 3). Daha sonra bu yaklaşımla ilgili avantaj ve dezavantajları tartışacağız.
Protocol
Representative Results
Discussion
Standart stereotaksik cerrahi, CNS1’deki hedef bölgelerin koordinatlarını hesaplamak için genellikle kafatası işaretlerine dayanır. Hedef bölgelere daha sonra kafatası1’den delinen çapak delikleri aracılığıyla erişilir. Bu yöntem, kaudal beyin sapı için ideal değildir, çünkü hedef bölgeler anteroposterior ve dorsoventral düzlemlerdeki kafatası işaretlerinden uzakta bulunur2 ve kafatası ve üstteki kasların anatomi…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Bu çalışma R01 NS079623, P01 HL149630 ve P01 HL095491 tarafından desteklenmiştir.
Materials
| Alcohol pad | Med-Vet International | SKU: MDS090735Z | skin preparation for the prevention of surgical site infection |
| Angled forceps, Dumont #5/45 | FST | 11251-35 | only to grab dura |
| Betadine pad | Med-Vet International | SKU:PVP-PAD | skin preparation for the prevention of surgical site infection |
| Cholera toxin subunit-b, Alexa Fluor 488/594 conjugate | Thermo Fisher Scientific | 488: C34775, 594: C22842 | Fluorescent tracer |
| Clippers | Wahl | Model MC3, 28915-10 | for shaving fur at surgical site |
| Electrode holder with corner clamp | Kopf | 1770 | to hold glass pipette |
| Flowmeter | Gilmont instruments | model # 65 MM | to regulate flow of isoflurane and oxygen to mouse on the surgical plane |
| Fluorescent microspheres, polystyrene | Thermo Fisher Scientific | F13080 | Fluorescent tracer |
| Heating pad | Stoelting | 53800M | thermoregulation |
| Induction chamber with port hook up kit | Midmark Inc | 93805107 92800131 | chamber providing initial anasthesia |
| Insulin Syringe | Exelint International | 26028 | to administer saline and analgesic |
| Isoflurane | Med-Vet International | SKU:RXISO-250 | inhalant anesthetic |
| Isoflurane Matrix VIP 3000 vaporizer | Midmark Inc | 91305430 | apparatus for inhalant anesthetic delivery |
| Laminectomy forceps, Dumont #2 | FST | 11223-20 | only to clean dura |
| Medical air, compressed | Linde | UN 1002 | used with stimulator & PicoPump for providing air for precision solution injection |
| Meloxicam SR | Zoo Pharm LLC | Lot # MSR2-211201 | analgesic |
| Microhematocrit borosilicate glass pre calibrated capillary tube | Globe Scientific Inc | 51628 | for transfection of material to designated co-ordinates |
| Mouse adaptor | Stoelting | 0051625 | adapting rat stereotaxic frame for mouse surgery |
| Needle holder, Student Halsted- Mosquito Hemostats | FST | 91308-12 | for suturing |
| Oxygen regulator | Life Support Products | S/N 909328, lot 092109 | regulate oxygen levels from oxygen tank |
| Oxygen tank, compressed | Linde | USP UN 1072 | provided along with isoflurane anasthesia |
| Plastic card | not applicable | not applicable | any firm plastic card, cut to fit the stereotactic frame (e.g. ID card) |
| Pneumatic PicoPump ( or similar) | World Precision Instruments (WPI) | SYS-PV820 | For precision solution injection |
| Saline, sterile | Mountainside Medical Equipment | H04888-10 | to replace body fluids lost during surgery |
| Scalpel handle, #3 | FST | 10003-12 | to hold scalpel |
| Scissors, Wagner | FST | 14070-12 | to cut polypropylene suture |
| Spring scissors, Vannas 2.5mm with accompanying box | FST | 15002-08 | scissors only to open dura, box to elevate body |
| Stereotactic micromanipulator | Kopf | 1760-61 | attached to electrode holder to adjust position based on co-ordinates |
| Stereotactic 'U' frame assembly and intracellular base plate | Kopf | 1730-B, 1711 | frame for surgery |
| Sterile cotton tipped applicators | Puritan | 25-806 10WC | absorbing blood from surgical field |
| Sterile non-fenestrated drapes | Henry Schein | 9004686 | for sterile surgical field |
| Sterile opthalmic ointment | Puralube | P1490 | ocular lubricant |
| Stimulator & Tubing | Grass Medical Instruments | S44 | to provide controlled presurred air for precision solution injection |
| Surgical Blade #10 | Med-Vet International | SKU: 10SS | for skin incision |
| Surgical forceps, Extra fine Graefe | FST | 11153-10 | to hold skin |
| Surgical gloves | Med-Vet International | MSG2280Z | for asceptic surgery |
| Surgical microscope | Leica | Model M320/ F12 | for 5X-40X magnification of surgical site |
| Suture 5-0 polypropylene | Oasis | MV-8661 | to close the skin |
| Tegaderm | 3M | 3M ID 70200749250 | provides sterile barrier |
| Universal Clamp and stand post | Kopf | 1725 | attached to stereotactic U frame and intracellular base plate |
| Wound hook with hartman hemostats | FST | 18200-09, 13003-10 | to separate muscles and provide surgical window |
Referenzen
- JoVE. Rodent Stereotaxic Surgery. JoVE Science Education Database. , (2021).
- Paxinos, G., Franklin, K. B. J. . The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2001).
- Lein, E. S., et al. Genome-wide atlas of gene expression in the adult mouse brain. Nature. 445 (7124), 168-176 (2007).
- Rangarajan, J. R., et al. Image-based in vivo assessment of targeting accuracy of stereotactic brain surgery in experimental rodent models. Scientific Reports. 6 (1), 38058 (2016).
- Blasiak, T., Czubak, W., Ignaciak, A., Lewandowski, M. H. A new approach to detection of the bregma point on the rat skull. Journal of Neuroscience Methods. 185 (2), 199-203 (2010).
- Popesko, P., Rajtova, V., Horak, J. . A Colour Atlas of the Anatomy of Small Laboratory Animals, Volume 2: Rat, Mouse and Golden Hamster. 2, (1992).
- Allen Mouse Brain Atlas. Allen Institute for Brain Science Available from: https://mouse.brain-map.org/experiment/thumbnails/100042147?image_type=atlas (2004)
- Vanderhorst, V. G. J. M. Nucleus retroambiguus-spinal pathway in the mouse: Localization, gender differences, and effects of estrogen treatment. The Journal of Comparative Neurology. 488 (2), 180-200 (2005).
- Yokota, S., Kaur, S., VanderHorst, V. G., Saper, C. B., Chamberlin, N. L. Respiratory-related outputs of glutamatergic, hypercapnia-responsive parabrachial neurons in mice. Journal of Comparative Neurology. 523 (6), 907-920 (2015).
- Anselmi, C., et al. Ultrasonographic anatomy of the atlanto-occipital region and ultrasound-guided cerebrospinal fluid collection in rabbits (Oryctolagus cuniculus). Veterinary Radiology & Ultrasound. 59 (2), 188-197 (2018).
- Herbert, H., Moga, M. M., Saper, C. B. Connections of the parabrachial nucleus with the nucleus of the solitary tract and the medullary reticular formation in the rat. The Journal of Comparative Neurology. 293 (4), 540-580 (1990).
- Vanderhorst, V. G., Holstege, G. Caudal medullary pathways to lumbosacral motoneuronal cell groups in the cat: evidence for direct projections possibly representing the final common pathway for lordosis. The Journal of Comparative Neurology. 359 (3), 457-475 (1995).
- Vanderhorst, V. G., Terasawa, E., Ralston, H. J., Holstege, G. Monosynaptic projections from the nucleus retroambiguus to motoneurons supplying the abdominal wall, axial, hindlimb, and pelvic floor muscles in the female rhesus monkey. The Journal of Comparative Neurology. 424 (2), 233-250 (2000).
- Wall, N. R., Wickersham, I. R., Cetin, A., De La Parra, M., Callaway, E. M. Monosynaptic circuit tracing in vivo through Cre-dependent targeting and complementation of modified rabies virus. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (50), 21848-21853 (2010).
- Krashes, M. J., et al. Rapid, reversible activation of AgRP neurons drives feeding behavior in mice. The Journal of Clinical Investigation. 121 (4), 1424-1428 (2011).
- Ganchrow, D., et al. Nucleus of the solitary tract in the C57BL/6J mouse: Subnuclear parcellation, chorda tympani nerve projections, and brainstem connections. The Journal of Comparative Neurology. 522 (7), 1565-1596 (2014).
- Ung, K., Arenkiel, B. R. Fiber-optic implantation for chronic optogenetic stimulation of brain tissue. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (68), e50004 (2012).
